Diermodellen van pediatrische ziekte vroeg begin en agressieve ziekteprogressie ervaren. Klinisch relevante afgifte van therapie aan jonge muismodellen kan zijn technisch moeilijk. Dit protocol beschrijft een niet-invasieve werkwijze voor intraveneuze injectie pasgeboren muizen binnen de eerste twee dagen postnatale leven.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Intraveneuze injecties in pasgeboren muizen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Intraveneuze injectie is een klinisch toepasbare wijze therapeutica leveren. Voor volwassen knaagdieren en grotere dieren, intraveneuze injecties zijn technisch haalbaar en routine. Echter, sommige muismodellen vroeg begin van de ziekte met een snelle progressie dat toediening van mogelijke therapieën bemoeilijkt hebben. De tijd (of gezicht) ader anterieure oordopje in muizen en duidelijk zichtbaar is voor de eerste twee dagen na de geboorte aan weerszijden van de kop met een dissectie microscoop. Tijdens dit venster kan de temporale ader worden geïnjecteerd met volumes tot 50 pl. De injectie is veilig en goed verdragen door zowel de pups en de dammen. Een typerende injectieprocedure voltooid binnen 1-2 min, waarna de pup terug naar hun kooi. Door de derde postnatale dag de ader is moeilijk te visualiseren en de injectie procedure wordt technisch onbetrouwbaar. Deze techniek is gebruikt voor aflevering van adeno-geassocieerd virus (AAV) vectors, waardoor nagenoeg de gehele body, stabiele expressie van transgenen kan voor de levensduur van het dier, afhankelijk van het virale serotype gekozen.
Inleiding
Levering van therapieën voor het centrale zenuwstelsel (CNS) in muismodellen van pediatrische ziekte blijft een uitdaging. Muizen die model pasgeboren ziektetoestanden zijn ondermaats en ontwikkelingsgebied onvolwassen en daarom moeilijk direct te injecteren in relevante structuren in het CZS. Intravasculaire injectie van therapeutische middelen is een niet-invasieve, goed verdragen methode cellen, drugs of virale vectoren leveren aan het hele lichaam inclusief het CZS 1-5 en retina 3,5-9. Vorige publicaties beschrijven temporale gezicht ader injectie met behulp van een transilluminator 10,11, zonder een dissectie microscoop 11,12, of waarbij twee personen om te injecteren 10. De in dit protocol beschreven injectietechniek is voordelig omdat een enkel individu pups kunnen injecteren, en de lichtbron om te bekijken de temporale ader wordt niet aanraken van de pup, waardoor de noodzaak voor chirurgische tape of de bevestiging van een pup op vaste ondergrondzoals een transilluminator 11. Aflevering van adeno-geassocieerde virale vector serotype 9 (AAV9) bij muizen produceert robuuste expressie in neuronen en astrocyten gehele hersenen en ruggenmerg (figuur 1). Intravasculaire levering van virale vectoren in de oppervlakkige temporale gezicht ader is betrouwbaar die in verschillende studies in neonatale muizen om de pediatrische neuromusculaire aandoening Spinale musculaire atrofie (SMA) 2,4,13,14 behandelen en uiteindelijk meer de levensduur van de behandelde muizen.
Intravasculaire injectie van pasgeboren muizen ook effectief richt het perifere zenuwstelsel en perifere organen (figuur 2). Na injectie van AAV is transductie van dorsale wortel ganglia, lever, hart, skeletspier, long en myenterische plexus van de darm waargenomen 1,3,6,7,15. Wijdverspreide transductie van de CNS en periferie maakt deze methode van injectie ideaal voor ziekten waarbij wereldwijde uiting vaneen transgen, zoals de ziekte van Gaucher 16 en andere lysosomale stapelingsziekten 17,18, de ziekte van Batten en verwante neuronale ceroid lipofuscinosen, 19 en Bardet-Biedl syndroom, een genetische stoornis in met begin van symptomen Tijdens de vroege kindertijd 20. Intravasculaire injectie in neonatale muizen moeten worden beschouwd als een nieuwe werkwijze modelleren systeembrede kinderziekten. Deze techniek is vertaald grotere diermodellen 5,21 en intravasculaire injectie bestaat als klinisch aanvaardbare werkwijze voor het afgeven therapeutica.
Het huidige protocol beschrijft een eenvoudige, efficiënte methode van het leveren van agenten om neonatale muizen door de oppervlakkige temporale gezicht ader uiterlijk postnatale dag 2. Injectie kan worden ingevuld door een enkele, oefende individueel en wordt goed verdragen door zowel de pups en de dammen. Pups ervaren minimale nood en snel te herstellen. ImportanTLY, zal succesvolle injectie resulteren in wereldwijde levering van het middel toegediend. Dit protocol is geschikt voor afgifte van virale vectoren, farmaceutische middelen of cellen pasgeboren muizen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle in het protocol genoemde procedures zijn goedgekeurd Institute for Animal Gebruik en onderhoud van de commissie (IACUC) van de Ohio State University.
1. Voorbereiding van de Workspace
- Verzamel nat ijs de muis pups verdoven, een lege kooi aan de dam uit het nest, een dissectie microscoop, een lichtbron die kan worden geplaatst onder een hoek op de injectie (gebruik van een lichtbron bij 90 ° scheiden hoek de injectieplaats verduistert de ader), een schoon oppervlak om het dier voor de injectie plaats, wattenstaafjes, 3/10 cc insulinespuit met 3/8 "30 G naald (één per dier) en 1% Evans Blue Dye ( die met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS)) oplossing voor training.
- Verwijder de dam om een aparte kooi, terwijl het manipuleren van de pups.
2. Injectie Procedure
- Plaats één pup direct op het natte ijs gedurende 30-60 sec om het dier te verdoven. Niet t vertrekkenhij dier op het ijs te lang te wijten aan een risico op onderkoeling gerelateerde complicaties zoals ventrikelfibrilleren, weefsel hypoxie en metabole acidose.
NB: Onze ervaring is dat 30-60 seconden voldoende is om de pup langzame bewegingen om voor injectie. Indien diepere anesthesie noodzakelijk kan inhalatiemiddelen zoals 1-2% isofluraan geschikt. - Terwijl het dier op het ijs, laadt u de spuit met 30 ul van Evans blauwe kleurstof.
- Wanneer het dier volledig verdoofd bevestigd door gebrek aan beweging op het ijs terwijl ademen, bewegen onder de microscoop. Voor een rechtshandige injectie, geconfronteerd met de snuit van het dier aan de rechterkant. Plaats de linker wijsvinger op de snuit en de linker middelvinger caudaal van het oordopje zodat de oordop is tussen de wijs- en middelvinger (Figuur 1).
- Onderzoeken anterieure het oordopje voor een oppervlakkige capillaire die beweegt wanneer de huid wordt gemanipuleerd. Deze capillaire is NIET het doel, maarIdentificatie is belangrijk voor het temporeel ader identificatie. Zoek vervolgens naar een donkere, schimmige ader inferieur aan de capillaire dat blijft vast ongeacht huid positie. De temporale ader verschijnt schimmige, loopt dorsale ventrale, en voedt in de halsader (Figuur 1).
- Voer de temporale ader met de naald schuine up. Indien correct geplaatst, is het mogelijk om te bekijken de naald schuine rand vullen met bloed door de huid. Druk vervolgens de zuiger langzaam en note blancheren van de ader langs de zijkant van het gezicht.
- Laat de naald naar binnen de ader blijven voor een extra 10-15 sec om terugstromen van de injectiemiddel voorkomen.
3. Post-injectie
- Na een goede injectie dient de pup bijna onmiddellijk blauw. Verwijder de naald en gebruik zachte kracht om een wattenstaafje toepassing op de injectieplaats tot bloedstolling.
- Bewaken van de pup voor tekenen van nood. Laat de pup 2-3 min om te herstellen en rewarm, recognize wanneer de pup bij bewustzijn is, rechtop en bewegen, alvorens terug te keren naar de kooi. Cup de pups in gehandschoende handen van de onderzoeker om passende warmte om te helpen bij het herstel indien nodig te voorzien. Als alternatief kunt u een verwarmingselement onder de kooi te vergemakkelijken opwarming van de geïnjecteerde pup. Meestal na een Evans blauwe kleurstof injectie, euthanaseren pups. Neem geen kleurstof bij het injecteren testmateriaal.
- Plaats de pup terug in de kooi en zorgen voor de pup is bedekt met beddengoed en / of nestlet om reacceptance verzekeren door de dam.
- Gebruik een nieuwe spuit en wattenstaafje voor elke pup om steriliteit te behouden.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Tijdens een juiste injectietechniek, moet de ader even draaien duidelijk of blancheren. Als het injecteren kleurstof het gehele pup moet blauw worden binnen enkele seconden. Als een onjuiste injectie heeft plaatsgevonden, is er vaak een geconcentreerde subcutane bolus in het hoofd of de nek en geïnjecteerde lekken uit de injectieplaats. Onjuiste injecties kunnen ook resulteren in het ontstaan van blauwe plekken rond de keel. Pups die subcutane injecties ontvangen (dat wil zeggen de injectie was niet volledig ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Intravasculaire afgifte van middelen aan het CNS of het hele lichaam moeilijk in neonatale muizen modellen van ziekte. De beschreven protocol is een snelle, relatief niet-invasieve manier intraveneus oplossingen in neonatale muizen met minimale uitrusting vereisten beheren. Hoewel de temporele gezicht ader kan worden bekeken met het blote oog kunnen injecties grotere nauwkeurigheid hebben met het gebruik van de microscoop en vezeloptische lichtbron, met name voor een ongeoefende injector. Intravasculaire injectie in neo...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
De auteurs willen de NINDS, FightSMA en Families van SMA erkennen voor financiële steun. Segl wordt ondersteund door NINDS training subsidie # 5T32NS077984-02.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Thinpro insulin syringe | Terumo | SS30M3009 | 3/10 cc, 3/8" naald, 30 G, 1 per muis |
| Evans blue kleurstof | Sigma-Aldrich | E2129 | Verdun tot 1% met 1x fosfaatgebufferde zoutoplossing |
| Wattenstaafjes | Fisher Scientific | 23-400-101 | |
| Vezeloptische lichtbron | Fisher Scientific | 12-562-36 | |
| Dissectiemicroscoop |
Referenties
- Foust, K. D., et al. Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes. Nature. 27, 59-65 (2009).
- Dominguez, E., et al. Intravenous scAAV9 delivery of a codon-optimized SMN1 sequence rescues SMA mice. Human molecular genetics. 20, 681-693 (2011).
- Rahim, A. A., et al. Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system. FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 25, 3505-3518 (2011).
- Foust, K. D., et al. Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN. Nat Biotechnol. 28, 271-274 (2010).
- Duque, S., et al. Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons. Mol Ther. 17, 1187-1196 (2009).
- Bostick, B., Ghosh, A., Yue, Y., Long, C., Duan, D. Systemic AAV-9 transduction in mice is influenced by animal age but not by the route of administration. Gene Ther. 14, 1605-1609 (2007).
- Miyake, N., Miyake, K., Yamamoto, M., Hirai, Y., Shimada, T. Global gene transfer into the CNS across the BBB after neonatal systemic delivery of single-stranded AAV vectors. Brain research. 1389, 19-26 (2011).
- Porensky, P. N., et al. A single administration of morpholino antisense oligomer rescues spinal muscular atrophy in mouse. Human molecular genetics. 21, 1625-1638 (2012).
- Hua, Y., et al. Peripheral SMN restoration is essential for long-term rescue of a severe spinal muscular atrophy mouse model. Nature. 478, 123-126 (2011).
- Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 46, 50-54 (2007).
- Glascock, J. J., et al. Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice. J. vis. Exp. (56), (2011).
- Sands, M. S., Barker, J. E. Percutaneous intravenous injection in neonatal mice. Laboratory animal science. 49, 328-330 (1999).
- Bevan, A. K., et al. Early heart failure in the SMNDelta7 model of spinal muscular atrophy and correction by postnatal scAAV9-SMN delivery. Human molecular genetics. 19, 3895-3905 (2010).
- Valori, C. F., et al. Systemic delivery of scAAV9 expressing SMN prolongs survival in a model of spinal muscular atrophy. Science translational medicine. 2, (2010).
- Foust, K. D., Poirier, A., Pacak, C. A., Mandel, R. J., Flotte, T. R. Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons. Hum Gene Ther. 19, 61-70 (2008).
- Guggenbuhl, P., Grosbois, B., Chales, G. Gaucher disease. Joint, bone, spine : revue du rhumatisme. 75, 116-124 (2008).
- Daly, T. M., Vogler, C., Levy, B., Haskins, M. E., Sands, M. S. Neonatal gene transfer leads to widespread correction of pathology in a murine model of lysosomal storage disease. Proc Natl Acad Sci U S A. 96, 2296-2300 (1999).
- Daly, T. M., Ohlemiller, K. K., Roberts, M. S., Vogler, C. A., Sands, M. S. Prevention of systemic clinical disease in MPS VII mice following AAV-mediated neonatal gene transfer. Gene Ther. 8, 1291-1298 (2001).
- Wang, S. Juvenile neuronal ceroid lipofuscinoses. Advances in experimental medicine and biology. 724, 138-142 (2012).
- Forsythe, E., Beales, P. L. Bardet-Biedl syndrome. European journal of human genetics. 21, 8-13 (2013).
- Bevan, A. K., et al. Systemic gene delivery in large species for targeting spinal cord, brain, and peripheral tissues for pediatric disorders. Mol Ther. 19, 1971-1980 (2011).
- Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Lab animal. 40, 155-160 (2011).
- Saunders, N. R., Joakim Ek, C., Dziegielewska, K. M. The neonatal blood-brain barrier is functionally effective, and immaturity does not explain differential targeting of AAV9. Nature biotechnology. 27, 804-805 (2009).
- Foust, K. D., et al. Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS. Mol Ther. 21, 2148-2159 (2013).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
