Method Article

Modelleren candidiasis van de slijmvliezen in larvale zebravis door zwemblaas Injection

DOI:

10.3791/52182

⸱

November 27th, 2014

 ,  , 
1Department of Molecular and Biomedical Sciences, University of Maine, 2Graduate School of Biomedical Sciences and Engineering, University of Maine

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In vivo ruimte-tijdelijke interacties van pathogeen en immuunafweer op het mucosale niveau zijn niet gemakkelijk in beeld te brengen in bestaande gewervelde gastheren. De hier gepresenteerde methode beschrijft een veelzijdig platform om mucosale candidiasis bij levende gewervelden te bestuderen door gebruik te maken van de zwemblaas van de juveniele zebravis als een infectieplaats.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Vroege verdediging tegen mucosale pathogenen bestaat uit zowel een epitheliale barrière en aangeboren immuunsysteem cellen. De immunocompetency van beide, en hun onderlinge communicatie, zijn van het grootste belang voor de bescherming tegen infecties. De interacties van epitheliale en aangeboren immuuncellen met een pathogeen best onderzocht in vivo, waar complexe gedrag ontvouwt in tijd en ruimte. Echter, de bestaande modellen niet zorgen voor een gemakkelijke tijd-ruimtelijke beeldvorming van de strijd met ziekteverwekkers op het mucosale niveau.

Het ontwikkelde model creëert een mucosale infectie door directe injectie van de pathogene schimmel, Candida albicans, in de zwemblaas van jeugdige zebravis. De resulterende infectie maakt hoge-resolutie beeldvorming van epitheliale en aangeboren immuunsysteem cel gedrag gedurende de ontwikkeling van mucosale ziekte. De veelzijdigheid van deze werkwijze maakt ondervraging van de host naar de gedetailleerde opeenvolging van gebeurtenissen die leiden tot immuun ph sondeagocyte werving en naar de rol van specifieke soorten cellen en moleculaire pathways in bescherming te onderzoeken. Bovendien kan het gedrag van de pathogeen als functie van immune aanval gelijktijdig worden afgebeeld door fluorescent eiwit tot expressie C. albicans. Toegenomen ruimtelijke resolutie van de gastheer-pathogeen interactie is ook mogelijk met behulp van de beschreven snelle zwemblaas dissectie techniek.

De mucosale infectiemodel beschreven is eenvoudig en zeer reproduceerbaar, waardoor het een waardevol hulpmiddel voor de studie van mucosale candidiasis. Dit systeem kan ook globaal vertaalbaar andere mucosale pathogenen zoals mycobacteriële, bacteriële of virale microben die normaal infecteren door epitheliale oppervlakken.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Slijmvliesinfecties kunnen leiden tot levensbedreigende bloedbaaninfecties als gevolg van schade aan de epitheelbarrière, die ziekteverwekkers toegang geeft tot de systemische omgeving1,2. Bovendien kunnen slijmvliesinfecties ook significante immunopathologie veroorzaken, zelfs wanneer ze extern worden beperkt3-5. De commensale eencellige schimmel Candida albicans is aanwezig in de meerderheid van de bevolking in de mondholte en andere slijmvlieslocaties6-9. Hoewel normaal gesproken beperkt door aangeboren en adaptieve immuunresponsen, kunnen aangeboren immuundefeuten en medische ingrepen leiden tot ernstige mucosale candidiasis. De aanval op de epitheelbarrière resulteert in een verhoogd risico op levensbedreigende gedisseminateerde ziekte evenals immunopathologie, zoals in het geval van vulvo-vaginale candidiasis, bovendien is C. albicans kolonisatie gekoppeld aan longimmuunhomeostase10,11. Gedisseminateerde candidiasis is nu de vierde meest voorkomende bloedbaaninfectie op intensive care afdelingen12 en een mortaliteit van wel 40% maakt het een belangrijke zorg. Vanwege de toename van immunomodulerende behandelingen voor patiënten met auto-immuunziekten, kanker of orgaantransplantaties, is het van cruciaal belang om de interactie tussen dit pathogeen en het mucosale immuuncompartiment te begrijpen.

De meeste biologische vooruitgang met betrekking tot C. albicans-celinteracties op het slijmvliesniveau komt van in vitro13-15 en muismodellen16-18. Beide benaderingen hebben duidelijke voordelen, maar de mogelijkheid om levende cellen met hoge resolutie te beeldvormen in een intacte gastheer heeft de temporele en ruimtelijke karakterisering van de infectie beperkt. Voor deze studies is er behoefte aan een in vivo model waar de interactie van pathogeen, aangeboren immuun en epitheelcellen kan worden gevisualiseerd in een intacte gewervelde gastheer.

De zebravis is uitgegroeid tot een onschatbaarbaarbaar hulpmiddel voor het begrijpen van menselijke ziekten, voornamelijk vanwege zijn doorzichtigheid en geschiktheid voor genetische manipulatie. Cel- en orgaanontwikkeling zijn in prachtig detail geïmager, wat heeft geleid tot de beschrijving van nieuwe immuuncelgedragingen, zoals T-celgedrag in de zich ontwikkelende thymus19 of de strijd tussen intracellulaire mycobacteriën en fagocyten20-22. Recent werk heeft darmmicrobe-gastheerinteracties in zebravissen beschreven en aangetoond dat microbiële kolonisatie van het darmkanaal de darmfysiologie en resistentie tegen andere infecties van de gastheer beïnvloedt23,24. Verder is infectie door het darmepitheel beschreven voor verschillende pathogenen.

In tegenstelling tot het darmkanaal, vertegenwoordigt de zwemblaas een meer geïsoleerde en complementaire mucosale model. Dit orgaan is een verlengstuk van de zich ontwikkelende darmbuis en vormt zich vooraan de lever en pancreas25,26. Het produceert oppervlakteactieve stof, slijm en antimicrobiële peptiden27,28 en anatomisch, evenals ontogenetisch, wordt dit orgaan beschouwd als een homoloog van de zoogdierlong29,30. Omdat de pneumatische ductus verbonden blijft met de darm in de zebravis, maakt dit onderdompelinginfectie op natuurlijke wijze mogelijk. Opmerkelijk is dat de enige bekende natuurlijk voorkomende infecties van vissen met Candida soorten C. albicans infecties in de zwemblaas zijn31. We beschreven onlangs een experimenteel onderdompelinginfectiemodel waarbij C. albicans de zwemblaas infecteert, en ontdekten dat deze infectie enkele kenmerken van C. albicans-epitheelinteractie in vitro repliceert32,33.

In de hier gepresenteerde methode wordt het originele onderdompelinginfectiemodel verbeterd door direct C. albicans in de zwemblaas van 4 dagen post bevruchting (dpf) zebravissen te injecteren. Dit maakt nauwkeurige temporele controle van infectie mogelijk, evenals een zeer reproduceerbaar inoculum. Het maakt gedetailleerde intravitale beeldvorming mogelijk, gekoppeld aan de veelzijdigheid van het zebravismodel. Als voorbeeld van wat er met deze methode kan worden gedaan, presenteren we de ruimte-tijddynamiek van C. albicans groei samen met neutrofielenrecrutering naar de infectieplaats. Omdat zebravis zwemblaasweefsel uitdagend is om intravital te beeldvormen, presenteren we ook een snelle zwemblaasdissectietechniek die het fluorescentie signaal en microscopische resolutie verbetert. Deze methoden breiden de toolbox uit voor schimmel-, immunologisch en aquacultuuronderzoek en beschrijven ook een nieuwe infectieroute die kan worden vertaald om andere schimmel-, bacteriële of virale infecties van slijmvliesoppervlakken te modelleren.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

OPMERKING: Alle zebravis zorg protocollen en experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de NIH richtlijnen onder Institutional Animal Care en gebruik Comite (IACUC) protocol A2012-11-03.

1. zebravis Het grootbrengen tot 4 dagen na de bevruchting

  1. Verzamel AB zebravis, of andere transgene lijnen binnen de eerste 3 uur na bevruchting, zoals in een video 34.
  2. Incubeer 120 eieren in een 15 cm platen met 150 ml E3 media (5 mM NaCl, 0,17 mM KCl; 0,33 mM CaCl2; 0,33 mM MgCl2, 2 mM HEPES, pH 6,8) met methyleenblauw (0,3 ug / ml uiteindelijke concentratie) in een 33 ° C incubator met 12/12 licht / donker fotoperiode.
  3. Vervang de media na 6 uur met E3 + PTU (1-fenyl-2-thioureum, 10 ug / ml uiteindelijke concentratie) en verwijder de dode eieren.
  4. Incubeer gedurende 4 dagen bij 33 ° C, wisselen de media verse E3 + PTU na 2 dagen.

2.projectie Micro-naald Voorbereiding

  1. Trek borosilicaat capillaire (OD 1,2 mm; ID 0,69 mm) in een micro-naald met behulp van een naald trekker met de volgende instellingen (550 Hitte; 0 Pull; 130 Velocity; 110 Time).
    OPMERKING: De instellingen variëren van gloeidraad tot gloeidraad gelijkvormige micro-naalden te verkrijgen (zie figuur 1) en moeten worden aangepast wanneer een nieuwe draad wordt geïnstalleerd.
  2. Vul een micronaald met 3 ui van 0,4 urn gefiltreerd fosfaatbuffer zoutoplossing (PBS; 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na 2 HPO 4; 1,8 mM KH 2PO 4, pH 7,4) met 20 ul microloader pipet tip.
  3. Stel de micronaald een micropipet houder op een micromanipulator bevestigd aan een druk injectiesysteem. Stel de injectiedruk 30 PSI en de pulsduur van 30 msec.
  4. Met behulp van een petrischaal met gedestilleerd water, hoe lager de micro-naald tot 1/5 van de naald in het water. Clip de micro-naald with fijne pincet net onder de waterspiegel. Breng de micro-naald uit het water en duw het pedaal een paar keer tot een bolus verschijnt.
  5. Meet de diameter van de bolus door het verlagen van de micronaald een hemocytometer gelaagd met een druppel type A immersie olie. Pas de pulsduur om het gewenste volume te verkrijgen (zie tabel 1).
  6. Stel de tegendruk voor de bolus stabiel in olie te blijven (verlagen van de druk als de bolus verhoogt het volume en het verhogen van de tegendruk als de bolus volume afneemt). Noteer de pulsduur voor elk micro-naald.
  7. Verwijder de PBS uit de micro-naald door het opzuigen van het gebruik van een microloader pipettip en verdrijven de linker-over PBS door het plaatsen van het terug op de injector en flipping de continue puls schakelaar. Reserveer elk micro-naald.

3. Candida Voorbereiding

  1. Streak Candida albicans getransformeerd met-codon-geoptimaliseerde dTomato, GFP, BFP, EOS of FarRed uit een bevroren voorraad (-80 ° C voorraad in 25% glycerol) met een steriele houten deuvel op een gist peptine dextrose (YPD) agarplaat (10 g / l gistextract, 20 g / l pepton, 20 g / l dextrose , 20 g / l agar, geautoclaveerd en uitgegoten in 25 ml petrischalen) en incubeer overnacht bij 30 ° C.
  2. Kies een kolonie met een steriele houten deuvel en beënt met 5 ml YPD vloeibaar (10 g / l gistextract, 20 g / l pepton, 20 g / l dextrose, geautoclaveerd en aseptisch aliquotted in 5 ml in 16 x 150 mm glascultuur tubes).
  3. Incubeer overnacht bij 30 ° C in een roller trommel bij 60 opm.
  4. Verzamel 1 ml van C. albicans cultuur en overbrengen in een 1,7 ml steriele centrifugebuis.
  5. Centrifugeer bij 5000 xg voor een paar sec. Leeg de supernatant en voeg 1 ml steriel PBS, vortex grondig. Herhaal dit twee keer.
  6. Tel de kolonies met behulp van een hemocytometer door verdunning 1 ml voorraad 1: 1000 in steriele PBS.

4. Het injecteren van zebravis inde zwemblaas

  1. Warm een ​​injectie schaal (2% agarose) gedurende 30 min in een 33 ° C incubator.
  2. Op het gewenste moment, verwijder 100 van de 150 ml E3 + PTU van 15 cm petrischaal met de vis te injecteren met een pipet 25 ml aspireren zonder enige zebravis.
  3. Verdoven 4 dpf zebravis door toevoeging van 2 ml van een 4 mg / ml gebufferde tricaïne methaansulfonaat voorraad (TR) in de 50 ml resterende media (eindconcentratie 200 pg / ml) en wacht 15 minuten.
  4. Onder een microscoop ontleden, selecteer vis met een opgeblazen zwemblaas. Vis kan ook worden gescreend op dat moment voor homogene fenotype, zoals neutrofielen distributie in MPO: GFP lijn met behulp van een epifluorescente dissectiemicroscoop.
  5. Verdun het C. albicans stock van de oorspronkelijke concentratie (stap 3.8) tot 1,5 x 10 7 kolonievormende eenheden per ml (cfu / ml) in PBS.
  6. Transfer 30 zebravis op de injectie gerecht met behulp van een plastic overdracht pijptte en verwijder de overtollige media.
  7. Met behulp van een visserij-wire gereedschap (0,012 inch vissen diameter lijn super-gelijmd in een borosilicaat capillair), maken 3 regels van 10 vis, door het vasthouden van de injectie schotel verticaal en oriënteren de vis verticaal.
  8. Verwijder de overtollige media.
  9. Grondig vortex de buis met 1,5 x 10 7 kve / ml C. albicans.
  10. Vul een micro-naald met 3 ul van C. albicans behulp van een nieuwe microloader pipettip en stel de pulsduur op de betreffende instelling (zie stap 2.9).
  11. Draai de injectie schotel een hoek van 20 ° tussen de micronaald en de kop van de vis te maken, gericht naar de achterkant van de zwemblaas (figuur 3A).
  12. Duw de micro-naald in de zwemblaas, zorg ervoor dat de boring van de naald in het lumen, en druk eenmaal op het pedaal.
  13. Herhaal dit voor elke vis en over te dragen aan een herstel gerecht (25 ml E3 + PTU) door overstromingen van de schotel met E3 eend legen van het in het herstel gerecht.
  14. Breng eens 30 vis aan de injectie schotel.
  15. Herhaal de injectie met een nieuwe micro-naald gevuld met grondig gewerveld C. albicans.
  16. Finish door het injecteren van de PBS-controle, indien nodig, met behulp van een andere injectieplaats gerecht om besmetting te voorkomen en over te dragen aan een aparte herstel gerecht (stap 4.10).

5. Screening van de Vis voor Gewenste Inoculum

  1. Bereid 40 ml 0,4% laag smeltpunt agarose oplossing (LMA) door toevoeging van 160 mg van laag smeltende agarose 40 ml E3, koken met de magnetron tot opgelost en afkoelen tot 37 ° C. Voeg 400 ul van TR (eindconcentratie 200 pg / ml) eenmaal afgekoeld.
  2. Na 30 min herstel verdoven de vissen beschreven (stap 4.3 met slechts 1 ml TR in 25 ml E3 + PTU, eindconcentratie 200 pg / ml).
  3. Transfer 30 vissen (met zo weinig media mogelijk) 2 ml LMA in een gewichtsverhouding boot.
  4. Zuig exemplaren met een pipet en de plaat de vis met 1 druppels LMA in een 96-well beeldplaat met alleen de 10 x 6 centrale putjes.
  5. Herhaal dit totdat alle vissen om het scherm worden geladen om de beeldvorming plaat.
  6. Laat de media stollen bij kamertemperatuur gedurende 5 minuten.
  7. Plaats de vis op hun kant, zorg ervoor dat ze in contact komen met de glazen bodem.
  8. Met behulp van de 20X objectief op een omgekeerde epifluorescente / confocale microscoop en de juiste filter, registreren het aantal C. albicans gistcellen in ieders vis zwemblaas.
  9. Selecteer de vissen 15-25 gistcellen in de zwemblaas (of gewenst inoculum), inslapen niet geselecteerde vis (800 ug / ml TR in E3) en terug geselecteerde vis een diepe petrischaal met 50 ml E3 + PTU door het toevoegen van 3 druppels E3 om de beeldvorming plaat geselecteerde putten en opzuigen van de vis met een plastic transferpipet.
  10. Incubeer bij 33 ° C gedurende de gewenste tijdsduur.

6. Beeldvorming van de Fish Post-screening

  1. Op het gewenste tijdstip, verwijderen 25 van de 50 ml van de E3 + PTU media uit de diepe petrischaal met de vis op de foto.
  2. Verdoven de vissen beschreven (stap 4.3 met slechts 1 ml TR in 25 ml E3 + PTU resterende eindconcentratie van 200 ug / ml).
  3. Plate de vis in een 96-well plaat beeldvorming en de positie op de juiste wijze (stappen 5,3-5,7).
  4. Afbeelding door scanning confocale microscopie met de juiste lasers en emissiefilters. Eerst nadruk op de vis met de 4X doelstelling van differentieel interferentie contrast (DIC) en beelden verkrijgen van het gebied van belang met de 20X objectief met confocale scanning mode lasers met 2 psec / pixel snelheid en 1024 x 600 pixels aspect ratio. Verwerven Z-stacks met 1 micrometer stapgrootte, het aanbrengen van Kalman filter modus van 3 frames.
  5. Terug te keren naar een diepe petrischaal met 50 ml E3 + PTU of in individual putjes (24 putjes kweekschaal, 3 ml E3 + PTU) en incubeer bij 33 ° C.

7. Opheldering van de zwemblaas

  1. Vul een 10 ml spuit met een hoog vacuüm vet.
  2. Bereid een 2% LMA (stap 5.3 met 160 mg van laagsmeltende agarose in 8 ml E3).
  3. Op het gewenste moment verdoven de vis (stap 5.2).
  4. Breng 10 vis een 1,7 ml centrifugebuis met 1 ml E3 en euthanize door toevoeging van 200 ul 4 mg / ml tricaïne (eindconcentratie van 800 ug / ml) aan de centrifugebuis en incuberen gedurende 15 min bij kamertemperatuur.
  5. Bereid een beeldvormende objectglas door het plaatsen 4 druppels vacuüm vet in een vierkant, 1 cm van elkaar op een microscoopglaasje (75 x 25 mm, Figuur 2).
  6. Plaats 2 druppels 2% LMA in het midden van het plein.
  7. Plaats een vis op een aparte glazen dia onder een microscoop ontleden en te controleren of het hart is gestopt met kloppen, verwijder het overtollige water.
  8. Met behulp van fijne pincet ontleden de zwemblaas door het handhaven van de kop in een vaste positie met de linker pincet en omlaag trekken van de voorste darm met de juiste pincet (Figuur 4A).
  9. Pak de zwemblaas de pneumatische leiding met de linker pincet, scheidt van het spijsverteringskanaal, en plaats deze in het midden van de 2% LMA voordat het stolt.
  10. Plaats een cover-slip (18 x 18 mm) op de top van de beeldvorming glasplaatje en duw hem tot tegen de vacuüm vet evenals de LMA (figuur 2).
  11. Afbeelding binnen 10 min van dissectie zoals beschreven in stap 6.4. Herhaal stap 7,7-7,11 met de andere vissen.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Micro-injectie in de achterste zwemblaas

De experimentele methode hier gepresenteerde beschrijft de injectie van een consistente dosis C. albicans gistcellen in de zwemblaas van 4 dpf zebravis. Vorige werk met de onderdompeling model suggereert dat de zwemblaas immuunrespons op C. albicans is vergelijkbaar zoogdier mucosale candidiasis 32. Hier laten we zien een aangepaste infectie methode die is eenvoudiger, reproduceerbare en snelle; enkele honderden zebravis word...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Voorschotten en beperkingen van de zwemblaas micro-injectie ziektemodel

De hier gepresenteerde model is een uitbreiding van de mucosale candidiasis onderdompeling model Gratacap et al (2013).; voegt de voordelen van een gecontroleerde besmetting tijd zeer reproduceerbare infectiedosis, en dus verbeterde efficiëntie. We tonen hier nieuwe methoden die niet-invasieve temporale documentatie van de infectie dynamiek in groot detail, alsmede hogere resolutie ex vivo beeldvorming van...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs danken dr Le Trinh en Dr. Tobin voor royaal verstrekken van de α-catenine: citrien vis lijn en Bill Jackman voor het mogelijk maken om de opnames te doen in zijn lab. De auteurs erkennen de financieringsbronnen National Institutes of Health (Subsidies 5P20RR016463, 8P20GM103423 en R15AI094406) en USDA (Project # ME0-H-1-00517-13). Dit handschrift is gepubliceerd als Hoofd Land- en Bosbouw Experiment Station publicatienummer 3371.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
1.7 ml tubesAxygenMCT-175-C
Deep Petri dishesFisher Scientific89107-632
Transfer pipettesFisher Scientific13-711-7M
Yeast ExtractVWR Scientific90000-726
PeptoneVWR Scientific90000-264
DextroseFisher ScientificD16-1
AgarVWR Scientific90000-760
Fine tweezers (Dumont Dumoxel #5)Fine Science Tools11251-30
Wooden dowelsVWR Scientific10805-018
Low melt agaroseVWR Scientific12001-722
Flaming Brown micropipette pullerSutter InstrumentsP-97
Borosilicate capillarySutter InstrumentsBF120-69-10
MPPI-3 injection systemApplied Scientific InstrumentationMPPI-3
Back pressure unitApplied Scientific InstrumentationBPU
Micropipette holder kitApplied Scientific InstrumentationMPIP
Foot switchApplied Scientific InstrumentationFSW
MicromanipulatorApplied Scientific InstrumentationMM33
Magnetic baseApplied Scientific InstrumentationMagnetic Base
Tricaine methane sulfonateWestern Chemical Inc.MS-222
Dissecting microscopeOlympusSZ61 top SZX-ILLB2-100 base
Confocal microscopeOlympusIX-81 with FV-1000 laser scanning confocal system
20X microscope objectiveOlympusUPlanSApo 20x/0.75
Roller drumNew Brunswick ScientificTC-7
Microloader pipette tipsEppendorf930001007
Glass culture tubes (16 x 150 mm)VWR Scientific60825-435
NaClVWR ScientificBDH4534-500GP
KClVWR ScientificBDH4532-500GP
MgSO4VWR ScientificBDH0246-500GP
HEPES (Corning)VWR ScientificBDH4520-500GP
Children clay (Play-Doh)Hasbro
CaCl2Fisher ScientificC69-500
Methylene blueVWR ScientificVW6276-0
PTUSigmaP7629-10G
Petri dishesFisher ScientificFB0875712
Hemocytometer (Hausser scientific)VWR Scientific15170-172
Type A immersion oilBlue Marble Products51935
CentrifugeEppendorf5424
Vortex GenieVWR Scientific14216-184
Agarose (Lonza)VWR Scientific12001-870
Na2HPO4Fisher ScientificS374-500
KH2PO4Fisher ScientificP285-500
Fishing wireStren
96 well imaging plate (Sensoplate)Greiner Bio-One655892
High vacuum grease (Dow Corning)VWR Scientific59344-055
Microslide (25 x 75 mm)VWR Scientific48300-025
Cover slips (18 x 18 mm), No 1.5VWR Scientific48366-045
15 cm Petri dish (Olympus plastics)Genesee Scientific32-106
Glycerol (EMD chemicals)VWR ScientificEMGX0185-5
24-well culture dish (Olympus plastics)Genesee Scientific25-107
Weight boats (8.9 cm)VWR Scientific89106-766

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Peterson, L. W., Artis, D. Intestinal epithelial cells: regulators of barrier function and immune homeostasis. Nat Rev Immunol. 14 (3), 141-153 (2014).
  2. Elinav, E., Henao-Mejia, J., Flavell, R. A. Integrative inflammasome activity in the regulation of intestinal mucosal immune responses. Mucosal Immunol. 6 (1), 4-13 (2013).
  3. Sansonetti, P. J. To be or not to be a pathogen: that is the mucosally relevant question. Mucosal Immunol. 4 (1), 8-14 (2011).
  4. Tlaskalová-Hogenová, H., Stěpánková, R., et al. The role of gut microbiota (commensal bacteria) and the mucosal barrier in the pathogenesis of inflammatory and autoimmune diseases and cancer: contribution of germ-free and gnotobiotic animal models of human diseases. Cell Mol Immunol. 8 (2), 110-120 (2011).
  5. Pasparakis, M. Regulation of tissue homeostasis by NF-kappaB signalling: implications for inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 9 (11), 778-788 (2009).
  6. Scully, C., el-Kabir, M., Samaranayake, L. P. Candida and oral candidosis: a review. Crit Rev Oral Biol Med. 5 (2), 125-157 (1994).
  7. Reef, S. E., Lasker, B. A., et al. Nonperinatal nosocomial transmission of Candida albicans in a neonatal intensive care unit: prospective study. J Clin Microbiol. 36 (5), 1255-1259 (1998).
  8. Soll, D. R., Galask, R., Schmid, J., Hanna, C., Mac, K., Morrow, B. Genetic dissimilarity of commensal strains of Candida spp. carried in different anatomical locations of the same healthy women. J Clin Microbiol. 29 (8), (1991).
  9. Rindum, J. L., Stenderup, A., Holmstrup, P. Identification of Candida albicans types related to healthy and pathological oral mucosa. J Oral Pathol Med. 23 (9), 406-412 (1994).
  10. Mear, J. B., Gosset, P., et al. Candida albicans airway exposure primes the lung innate immune response against Pseudomonas aeruginosa infection through innate lymphoid cell recruitment and IL-22 associated mucosal response. Infect Immun. 82 (1), 306-315 (2013).
  11. Faro-Trindade, I., Willment, J. A., et al. Characterisation of innate fungal recognition in the lung. PLoS ONE. 7 (4), 35675(2012).
  12. Wisplinghoff, H., Bischoff, T., Tallent, S. M., Seifert, H., Wenzel, R. P., Edmond, M. B. Nosocomial bloodstream infections in US hospitals: analysis of 24,179 cases from a prospective nationwide surveillance study. Clin Infect Dis. 39 (3), 309-317 (2004).
  13. Schaller, M., Zakikhany, K., Naglik, J. R., Weindl, G., Hube, B. Models of oral and vaginal candidiasis based on in vitro reconstituted human epithelia. Nat Protoc. 1 (6), 2767-2773 (2006).
  14. Weindl, G., Naglik, J. R., et al. Human epithelial cells establish direct antifungal defense through TLR4-mediated signaling. Clin Invest. 117 (12), 3664-3672 (2007).
  15. Moyes, D. L., Runglall, M., et al. A biphasic innate immune MAPK response discriminates between the yeast and hyphal forms of Candida albicans in epithelial cells. Cell Host and Microbe. 8 (3), 225-235 (2010).
  16. Conti, H. R., Shen, F., et al. Th17 cells and IL-17 receptor signaling are essential for mucosal host defense against oral candidiasis. J Exp Med. 206 (2), 299-311 (2009).
  17. Hise, A. G., Tomalka, J., et al. An essential role for the NLRP3 inflammasome in host defense against the human fungal pathogen Candida albicans. Cell Host Microbe. 5 (5), 487-497 (2009).
  18. Gladiator, A. A., Wangler, N. N., Trautwein-Weidner, K. K., Leibundgut-Landmann, S. S. Cutting Edge: IL-17-Secreting Innate Lymphoid Cells Are Essential for Host Defense against Fungal Infection. J Immunol. 190 (2), 521-525 (2013).
  19. Hess, I., Boehm, T. Intravital imaging of thymopoiesis reveals dynamic lympho-epithelial interactions. Immunity. 36 (2), 298-309 (2012).
  20. Roca, F. J., Ramakrishnan, L. TNF Dually Mediates Resistance and Susceptibility to Mycobacteria via Mitochondrial Reactive Oxygen Species. Cell. 153 (3), 521-534 (2013).
  21. Tobin, D. M., Vary, J. C., et al. The lta4h locus modulates susceptibility to mycobacterial infection in zebrafish and humans. Cell. 140 (5), 717-730 (2010).
  22. Cambier, C. J., Takaki, K. K., et al. Mycobacteria manipulate macrophage recruitment through coordinated use of membrane lipids. Nature. 505 (7482), 218-222 (2014).
  23. Semova, I., Carten, J. D., et al. Microbiota regulate intestinal absorption and metabolism of fatty acids in the zebrafish. Cell Host and Microbe. 12 (3), 277-288 (2012).
  24. Rendueles, O., Ferrières, L., et al. A new zebrafish model of Oro-intestinal pathogen colonization reveals a key role for adhesion in protection by probiotic bacteria. PLoS Pathog. 8 (7), 1002815(2012).
  25. Field, H., Ober, E., Roeser, T., Stainier, D. Formation of the digestive system in zebrafish I. Liver morphogenesis. Dev Biol. 253 (2), 279-290 (2003).
  26. Field, H., Dong, P., Beis, D., Stainier, D. Formation of the digestive system in zebrafish. Dev Biol. 261 (1), 197-208 (2003).
  27. Sullivan, L., Daniels, C., Phillips, I., Orgeig, S., Whitsett, J. Conservation of surfactant protein A: evidence for a single origin for vertebrate pulmonary surfactant. J Mol Evol. 46 (2), 131-138 (1998).
  28. Oehlers, S. H., Flores, M. V., Chen, T., Hall, C. J., Crosier, K. E., Crosier, P. S. Topographical distribution of antimicrobial genes in the zebrafish intestine. Dev Comp Immunol. 35 (3), 385-391 (2011).
  29. Winata, C., Korzh, S., Kondrychyn, I., Zheng, W., Korzh, V., Gong, Z. Development of zebrafish swimbladder: The requirement of Hedgehog signaling in specification and organization of the three tissue layers. Dev Biol. 331 (2), 22-236 (2009).
  30. Zheng, W., Wang, Z., Collins, J. E., Andrews, R. M., Stemple, D., Gong, Z. Comparative transcriptome analyses indicate molecular homology of zebrafish swimbladder and mammalian lung. PLoS ONE. 6 (8), 24019(2011).
  31. Galuppi, R., Fioravanti, M., Delgado, M., Quaglio, F., Caffara, M., Tampieri, M. Segnalazione di due casi do micosi della vescica natatoria in Sparus aurata e Carrassius auratus. Bollettino Societa Italiana di Patologic. 32, 26-34 (2001).
  32. Gratacap, R. L., Rawls, J. F., Wheeler, R. T. Mucosal candidiasis elicits NF-κB activation, proinflammatory gene expression and localized neutrophilia in zebrafish. Dis Model Mech. 6 (5), 1260-1270 (2013).
  33. Brothers, K. M., Gratacap, R. L., Barker, S. E., Newman, Z. R., Norum, A., Wheeler, R. T. NADPH oxidase-driven phagocyte recruitment controls Candida albicans filamentous growth and prevents mortality. PLoS Pathog. 9 (10), (2013).
  34. Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of zebrafish embryos to analyze gene function. J. Vis. Exp. (25), (2009).
  35. Anaissie, E. J., Bodey, G. P. Fungal infections in patients with cancer. Pharmacotherapy. 10 (6 pt 3), 1648-1698 (1990).
  36. Fidel, P. L., Barousse, M., et al. An intravaginal live Candida challenge in humans leads to new hypotheses for the immunopathogenesis of vulvovaginal candidiasis. Infect Immun. 72 (5), 2939-2946 (2004).
  37. Akova, M., Akalin, H. E., et al. Efficacy of fluconazole in the treatment of upper gastrointestinal candidiasis in neutropenic patients with cancer: factors influencing the outcome. Clin Infect Dis. 18 (3), 298-304 (1994).
  38. Farah, C. S., Elahi, S., et al. T cells augment monocyte and neutrophil function in host resistance against oropharyngeal candidiasis. Infect Immun. 69 (10), 6110-6118 (2001).
  39. Renshaw, S. A., Loynes, C. A., Trushell, D. M. I., Elworthy, S., Ingham, P. W., Whyte, M. K. B. A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation. Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).
  40. Kanther, M., Sun, X., et al. Microbial Colonization Induces Dynamic Temporal and Spatial Patterns of NF-κB Activation in the Zebrafish Digestive Tract. Gastroenterology. 141 (1), 197-207 (2011).
  41. Trinh, L. A., Hochgreb, T., et al. A versatile gene trap to visualize and interrogate the function of the vertebrate proteome. Genes Dev. 25 (21), 2306-2320 (2011).
  42. Trinh, L. A., Fraser, S. E., Moens, C. B. Zebrafish Neural Tube Morphogenesis Requires Scribble-Dependent Oriented Cell Divisions. Curr Biol. 21 (1), 79-86 (2011).
  43. Oehlers, S. H. B., Flores, M. V., et al. Expression of zebrafish cxcl8 (interleukin-8) and its receptors during development and in response to immune stimulation. Dev Comp Immunol. 34 (3), 352-359 (2010).
  44. Bast, D. J., Yue, M., et al. Novel murine model of pneumococcal pneumonia: use of temperature as a measure of disease severity to compare the efficacies of moxifloxacin and levofloxacin. Antimicrob Agents Chemother. 48 (9), 3343-3348 (2004).
  45. Davis, J., Clay, H., Lewis, J., Ghori, N., Herbomel, P., Ramakrishnan, L. Real-time visualization of mycobacterium-macrophage interactions leading to initiation of granuloma formation in zebrafish embryos. Immunity. 17 (6), 693-702 (2002).
  46. Pack, M., Solnica-Krezel, L., et al. Mutations affecting development of zebrafish digestive organs. Development. 123, 321-328 (1996).
  47. Le Guyader, D., Redd, M. J., et al. Origins and unconventional behavior of neutrophils in developing zebrafish. Blood. 111 (1), 132-141 (2008).
  48. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev Dyn. 203 (3), 253-310 (1995).
  49. Parichy, D. M., Elizondo, M. R., Mills, M. G., Gordon, T. N., Engeszer, R. E. Normal table of postembryonic zebrafish development: staging by externally visible anatomy of the living fish. Dev Dyn. 238 (12), 2975-3015 (2009).
  50. Noverr, M. C., Huffnagle, G. B. Does the microbiota regulate immune responses outside the gut. Trends in Microbiology. 12 (12), 562-568 (2004).
  51. Huffnagle, G. B. The microbiota and allergies/asthma. PLoS Pathog. 6 (5), 1000549(2010).
  52. Kim, Y. -G., Udayanga, K. G. S., Totsuka, N., Weinberg, J. B., Núñez, G., Shibuya, A. Gut dysbiosis promotes M2 macrophage polarization and allergic airway inflammation via fungi-induced PGE2. Cell Host Microbe. 15 (1), 95-102 (2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Mucosal CandidiasisZebrafish ModelSwimbladder InjectionCandida AlbicansConfocal MicroscopyNeutrophil RecruitmentHost Pathogen InteractionFluorescent ProteinSwimbladder DissectionJuvenile Zebrafish

Related Articles