Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Geperforeerde Patch-clamp-opname van de muis olfactorische sensorische neuronen in Intact neuroepithelium: functionele analyse van neuronen uiten van een geïdentificeerd Odorant Receptor

26.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/52652

⸱

13 juli 2015

 , 
1UMR Centre des Sciences du Goŭt et de l'Alimentation, CNRS, INRA, Université de Bourgogne

In dit artikel

Samenvatting

Het analyseren van de fysiologische eigenschappen van olfactorische sensorische neuronen kent nog steeds technische beperkingen. Hier registreren we ze door middel van perforated patch-clamp in een intacte voorbereiding van het olfactorische epitheel in gene-targeted muizen. Deze techniek maakt de karakterisering mogelijk van membraaneigenschappen en reacties op specifieke liganden van neuronen die gedefinieerde olfactorische receptoren tot expressie brengen.

Samenvatting

Het analyseren van de fysiologische reacties van olfactorische sensorische neuronen (OSN) wanneer gestimuleerd met specifieke liganden is van cruciaal belang om de basis van olfactorische-gedreven gedrag en hun modulatie begrijpen. Deze coderende eigenschappen hangen sterk af van de initiële interactie tussen geurmoleculen en de olfactorische receptor (OR) uitgedrukt in de ASN. De identiteit, specificiteit en ligand spectrum van de uitgedrukt of zijn kritisch. De kans op het ligand van de OR uitgesproken vinden in een OSN binnen het epitheel willekeurig gekozen is zeer laag. Om deze uitdaging aan te pakken, dit protocol maakt gebruik van genetisch gelabelde muizen die het fluorescente eiwit GFP onder de controle van de promotor van gedefinieerde ultraperifere regio's. OSNs wordt in een strakke en georganiseerde epitheel langs de neusholte met naburige cellen hun rijping en functie beïnvloeden. Hier wordt een methode beschrijven we een intacte reukepitheel te isoleren en op te nemen door middel van patch-clamp opnames van de eigenschappen van OSNs expressing gedefinieerd geurstof receptoren. Het protocol kan men OSN membraaneigenschappen karakteriseren terwijl de invloed van het naburige weefsel. Analyse van de patch-clamp resultaten levert een exacte kwantificering van ligand / of interacties, transductieroutes en farmacologie, OSNs 'codering eigenschappen en hun modulatie op het membraan niveau.

Inleiding

Olfactorische sensorische neuronen (OSN) vormen de eerste stap van olfactorische waarneming. Gelegen in de olfactorische epithelium langs de neusholte bij knaagdieren, zij de chemische karakterisering van geurstoffen in maatregelen potentialen die via de axon naar de hersenen. Om een ​​beter inzicht olfactorische coderingsmechanismen, moet de transductie en membraaneigenschappen van OSNs karakteriseren. Tot voor kort waren de meeste van de technieken om de eigenschappen van zoogdier OSNs karakteriseren werden op gedissocieerd OSNs 1-4 uitgevoerd. De dissociatie proces maakt gebruik van verschillende mechanische en chemische (dat wil zeggen, enzymen) processen om de ASN's te bevrijden uit hun omgeving. Deze werkwijzen leiden tot een lage aantal beschikbare cellen voor opnames. Dit lage aantal kan nog kritischer bij GFP gemerkte cellen. Dissociatie wordt ook de lokale cel-cel interacties tussen ASN's en andere cellen van de reukepitheel die overleefde kunnen versterkenal en modulatie van eigenschappen OSNs '. Om de dissociatie procedure omzeilen, werd een intact preparaat ontwikkeld 5.

Elke OSN drukt een olfactorische receptor (OR) geselecteerd uit een groot multigenfamilie 6. Er zijn ~ 1000 UPR uitgedrukt in de belangrijkste olfactorisch epitheel bij de muis. Vanwege het grote aantal OR in wildtype dieren, de kansen om ASN expressie dezelfde record of zeer laag. Om deze beperkingen te overwinnen, gen gerichte muizen zijn verkrijgbaar waarbij alle OSNs expressie een bepaalde of gelabeld met een fluorescent proteïne 7-9. Deze gelabelde OSNs werden gebruikt om functionele analyse doen in gedissocieerde voorbereidingen 7,10,11 met de eerder genoemde nadelen. Een intacte epitheel voorbereiding 5 van genetisch gelabelde muizen omzeilt daarom deze kwesties. Het laat de controle van de activiteit van OSNs uiten precies gedefinieerde ultraperifere regio's in een omgeving die zo dicht mogelijk bij in vivo mogelijk. Trouwens, patch-clamp opnames van OSNs ook mogelijk nauwkeurige analyse van de membraan eigenschappen, transductieroute farmacologie, ligand / of interacties. Al deze onderwerpen kunnen nauwelijks worden geanalyseerd met behulp van extracellulaire opnames. We gebruikten deze techniek om de reacties van OSNs uiting van de geurstof receptoren SR1 en MOR23 12,13 bewaken. De haalbaarheid van deze techniek werd bevestigd door andere groepen MOR23 expressie OSNs 14 alsmede andere UPR expressie neuronen 15,16. Het bewaken van een bepaalde populatie OSNs kan leiden tot de analyse van de eigenschappen in ander verband zoals de ontwikkeling 14, verouderen 17, geurstof geïnduceerde plasticiteit 18, en de rol van de wijzigingen van Type de geurstof receptor in geur codering 15. Dit protocol geeft dus een krachtig instrument om het toezicht op de functionele eigenschappen van gedefinieerde OSNs op het membraan niveau.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dit protocol volgt het dier zorg richtlijnen van de Université de Bourgogne en werd goedgekeurd door de Université de Bourgogne ethische commissie.

1. Dieren

  1. Gebruik genetisch gemanipuleerde OR-IRES-tauGFP muizen verkrijgbaar bij de Jackson Laboratory. Deze muizen werden ontwikkeld Dr. Peter Mombaerts 'laboratorium teneinde axon targeting en ontwikkeling van het olfactorische systeem 19 te analyseren. Bijvoorbeeld, de MOR23-IRES-tauGFP lijn, stock nummer 006.643, draagt ​​de officiële stamnaam B6; 129P2- Olfr16 tm2Mom / MomJ; Ook de SR1-IRES-tauGFP lijn, stock nummer 6717 draagt ​​de officiële naam B6; 129P2- Olfr124 tm1Mom / MomJ.
  2. Met betrekking tot de leeftijd van de dieren: voor een beter resultaat van het protocol, dieren worden gebruikt tussen 2 en 4 weken. In deze leeftijdsgroep, de dissectie is makkelijker (zachtere botten, steviger reukepitheel) en de dendritische knoppen zijn bigger vergelijken oudere dieren.

2. Voorbereiding van de elektroden en oplossingen

  1. Voor de stimulerende pipetten: aankoop prepulled stimulerende pipetten. Anders handmatig te bereiden.
    1. Met behulp van een vlam, buig zes 1 mm glazen pipetten op ongeveer 1 cm van de punt. Plaats deze zes pipetten plus een straight 7 e in 1,5 cm krimpslang te versterken door een oogje.
    2. Warmte krimpen de slang aan op de vaten met elkaar verbonden te houden. Bevestig een extra warmte-krimpkous aan het andere uiteinde van de vaten. Trek deze stimulerende pipet met een multi-barrel puller.
    3. Voeg wat witte vloeistof lijm rond het oogje aan de gebogen tips versterken. Laten drogen O / N.
  2. Bereid 1 of 2 L normale Ringer's extracellulaire oplossing (in mM: NaCl 124, KCl 3, MgSO 4 1,3, CaCl2 2, NaHCO 3 26, NaH 2 PO 4 1,25, glucose 15, pH 7,6 en 305 mOsm). Houd bij 4 ° Ctot gebruik.
  3. Bereid intracellulaire voorraadoplossing (in mM) KCl 70, KOH 53, methaansulfonzuur 30, EGTA 5, HEPES 10, 70 sucrose; pH 7,2 (KOH) en 310 mOsm. Bewaar bij 4 ° C tot gebruik. Goed voor enkele weken.
  4. Bereid intracellulaire opname oplossing met nystatine ex tempore (op het laatste moment) alvorens experiment.
    1. Weeg 3 mg nystatine, voeg 50 pl DMSO; vortex 20 sec dan ultrasone trillingen 2-3 min tot volledig verwaterd.
    2. Voeg 20 pl DMSO-nystatine oplossing in 5 ml intracellulaire voorraadoplossing. Vortex 20 sec, dan ultrasone trillingen 3 min. Bewaar deze oplossing bij 4 ° C en beschermen tegen direct licht, nystatine is lichtgevoelig. Deze oplossing kan gedurende enkele uren. Vervang elke dag.
    3. Zodra de reukepitheel preparaat onder de microscoop, neemt een deel van deze oplossing in een 1 ml spuit met een vlam langwerpige gele punt aan de elektroden te vullen; beschermen tegen direct licht. Eenmaal bij kamertemperatuur, de oplossing nystatineniet stabiel; vervang de oplossing in de 1 ml elk uur spuit of houdt het in ijs.
  5. Trek de opname elektroden met een trekker te lange nek en een kleine tip (~ 2 micrometer) te verkrijgen met een weerstand van 15-20 MQ met de interne nystatine-oplossing.
  6. Bereid geurstof oplossing 0,5 M in DMSO onder zuurkast; aliquot en bewaar bij -20 ° C tot gebruik. Verdun geurstof in Ringer's oplossing tot de gewenste concentratie. Vul de stimulerende pipet.

3. Bereiding van reukepitheel

Opmerking: OR-IRES-tauGFP muizen drukken de tauGFP onder de controle van de OR promoter. In deze muizen worden alle neuronen uiting van de OR plaats gelabeld met GFP. Dit protocol is aangepast voor UPR uitgedrukt in alle zones. Echter, dissecties en opnames zijn gemakkelijker voor de ultraperifere regio's, uitgedrukt in de dorsale zone.

  1. Verdoven het dier door injectie van een mengsel van ketamine en xylazine (150 mg / kg en 10 mg / kg bodgewichtspercenten, respectievelijk). Onthoofding kunnen worden uitgevoerd met een scherpe schaar voor jonge muizen of met een goed onderhouden knaagdier guillotine voor oudere muizen.
    1. Met behulp ring ontleden schaar maken een longitudinale mediale incisie door de dorsale huid. Verwijder de huid van elkaar te trekken. Met behulp van de schaar, knip de onderkaak aan de kaak gewricht. Verwijder de bovenste voortanden door een coronale snede evenwijdig met de tanden.
    2. Voeg een coronale snede van de kop achter de ogen en houdt slechts het voorste deel van de weg. Dompelen in ijskoude Ringer oplossing voor ontleding onder het toepassingsgebied.
  2. Ontleden onder de scope: in de buikzijde, maak een longitudinale snede langs de bovenkaak / de tanden. Snijd de dorsale bot in lengterichting, na de dorso-laterale zijde van de neusholte. Verwijder de meeste botten en gehemelte; breng het septum en het epitheel verbonden in Ringer geoxygeneerde bij kamertemperatuur.
  3. Voor de finale dissectie: Vlak voor het begin van de opnamesessie, afpellen het epitheel van de onderliggende septum met een tang. Maak het epitheel met een pincet en twee 4-5 mm schaar sneden (gebruik microvannas scharen) en het voorste deel van het septum, waar de hechting is sterker.
    1. Verwijder de vomeronasal orgel zorgvuldig door te snijden het uit langs de dorsale verbinding met de septale epitheel. Breng de epitheel naar een opname kamer met de slijmlaag naar boven; flat in de kamer met een harp houden.
  4. Installeer kamer onder een rechtopstaande microscoop uitgerust met fluorescentie optiek en een gevoelige camera. Visualiseer de voorbereiding op het computerscherm bij een hoge vergrotingsfactor door een 40X water-immersie objectief (numerieke opening 0,8) en een extra 2X of 4X vergroting bereikt door een vergrootglas. Perfuseren continu met zuurstofrijk Ringer bij RT (1-2 ml / min).

4. Opname Session

  1. Zoeken naar fluorescerende cel: prikkelen de voorbereiding op 480nm voor EGFP, die licht in het 530-550 nm uitzendt; richten een dendritische knop die betrouwbaar zichtbaar in fluorescentie en onder felle veld.
  2. Vul elektrode met intracellulaire oplossing nystatine; Verwijder luchtbellen door voorzichtig te tikken op de elektrode.
  3. Plaats elektrode op elektrodehouder, overdruk in de pipet toe te passen; Weerstand moet 15-20 MQ zijn.
  4. Breng elektrode nabij de cel; eens weerstand bereikt ~ 40 MQ, laat positieve druk en toe te passen lichte onderdruk een gigaseal bereiken.
  5. Zodra afdichting is bereikt, stelt de membraanpotentiaal op ongeveer -75 mV;
  6. Wanneer de cel wordt geopend, verder met stimulatieprotocollen, farmacologische behandelingen. Om de respons op één geurstof stimulatie, verslag 200-500 msec van spontane activiteit meten stimuleren van 500 msec en de respons van de cel tot 10 sec 13. Voor farmacologische behandelingen, perfuseren de farmacologische middelen bijde gewenste concentratie 20.

5. Data Analysis

  1. Analyseer stromen opgewekt door stimulatie geurstof als volgt: de maximale amplitude, de opkomst-tijd (tijd die nodig is om 90% van de maximum amplitude bereikt, in msec), de totale stroom (oppervlak onder de curve in Pas), het tijdstip 50% (tijd tussen de aanvang en de offset van de responsie op 50% van de maximum amplitude, in msec).
    1. Met behulp van de piek transductie stromingen (maximale amplitude bereikt) bij verschillende concentraties, tekenen en past een dosis-respons curve met behulp van de Hill vergelijking: I = Imax / (1 ​​+ (K 1/2 / C) n), waar ik vertegenwoordigt de piekstroom , imax de maximale respons in verzadigende concentraties, K1 / 2 de concentratie waarbij de helft van de maximale respons werd bereikt, C de concentratie geurstof en n de Hill-coëfficiënt.
  2. Analyseer opnames van membraanpotentiaal in de huidige klem voor de maximale depolarisatie, de total potentiaal opgewekt (oppervlakte onder de curve in mVsec); opnemen spontane spiking activiteit meer dan 30 sec tot 1 min opnamen; opnemen prikkelbaarheid door de spikes uitgelokt door injectie van stromingen (5-10 jaar).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het resultaat van dit protocol afhankelijk van de kwaliteit van de dissectie. Deze dissectie stappen moeten kort (minder dan 10 tot 15 min) en nauwkeurige (dat wil zeggen, tot schade van het epitheel te voorkomen) zijn. De Figuur 1 illustreert hoe een ideale voorbereiding eruit ziet op verschillende niveaus vergroting. Bij een lage vergroting onder felle gebied van de verschillende celtypen (zoals knoppen van OSNs, ondersteunende cellen) zijn te onderscheiden (figuur 1A). Op he...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het vermogen van dit protocol om de eigenschappen van een gezonde OSNs correct monitoren sterk afhankelijk van de kwaliteit van de voorbereiding. Daarom zijn de dissectie stappen kritisch. Ten eerste is het essentieel om aandacht te besteden aan de kwaliteit (pH, osmolariteit), zuurstof en temperatuur (ijskoud maar niet ingevroren) van de dissectie medium. Ten tweede moet de manipulatie van het epitheel ontleden gereedschappen zo beperkt mogelijk schade te voorkomen. Tenslotte is het essentieel om een ​​preparaat zo vla...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

De auteurs willen Peter Mombaerts bedanken voor de genereuze gift van OR-GFP muizen; Anne Lefranc en de CSGA dierenfaciliteit voor uitstekende dierenverzorging. Financiering werd verstrekt door CNRS via een ATIP en ATIP Plus-subsidie, door Conseil Régional de Bourgogne (FABER en PARI-subsidies), door Université de Bourgogne (BQR-programma).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
vibration table with Faraday cageTMC63-500 SERIESvereist : isoleert het opnamesysteem van trillingen veroorzaakt door de omgeving (bewegingen van experimentator, trillingen van apparatuur zoals ventilatoren voor het koelen van computers, enz.); kan ook worden gekocht met een Faraday-kooi, of worden uitgerust met een op maat gemaakte Faraday-kooi; deze kooi wordt aanbevolen om elektrische ruis uit de omgeving te voorkomen
optics
microscopeOlympusBX51WIrechtopstaande microscoop uitgerust met epifluorescentie; vaste of mobiele standaard, afhankelijk van de voorkeur van de gebruiker
objectivesOlympusLUMPLFL40XWminstens 2 objectieven vereist: een 4X of 10X voor ruwe benadering van de cel; en een 40X-dompeling op lange afstand, bijvoorbeeld Olympus LUMPLFL40XW / IR /0,8 / WD:3,3 MM
magnifierOlympusU-TVCACABSOLUUT VEREIST: geplaatst in de lichtbaan tussen het objectief en de camera; maakt het mogelijk om het beeld op het scherm te vergroten om precies de knop met de opname-elektrode te bereiken
cameraOlympusDP72een goede camera is vereist om de neuronen in fluorescentie evenals in helder veld te zien; de besturingssoftware is eenvoudig en maakt het mogelijk om foto's te maken en live camerabeelden te doen om de benadering van de elektrode naar de cel te controleren. Een ultragevoelige camera is niet nodig
filtersOlympus/Chromaafhankelijk van het fluorescente eiwit dat in de muizen wordt gebruikt; voorbeeld voor GFP: excitatie: BP460-490: emissie: HQ530/50m
amplifierHEKAEPC10 USBbewaakt de stromingen die door de opname-elektrode stromen en bewaakt ook het spuiten door een TTL-signaal naar de spritzer te sturen; de EPC10-opstelling wordt door een computer bestuurd
softwareHEKAPatchmasterbestuurt de versterker tijdens het experiment
micromanipulatorSutterMP225precisiemanipulator, maakt nauwkeurige bewegingen tot 1/10e van een micrometer mogelijk; dit model is zeer stabiel; vermijd hydraulische manipulatoren die kunnen driften
electrode pullerSutterP97met een FT345-B brede trog filament; om opnamepijpjes van ongeveer 2µm diameter te bereiden met een lange punt om de cellen te bereiken; de weerstand moet 15 tot 20Mohm zijn met geperforeerde patch clamp-oplossing
glassSutterBF120-69-10in onze opnamevoorwaarden is dit glas ideaal voor opnamepijpjes
recording chamberWarner InstrumentsRC-26Geen kamer is nodig om de voorbereiding onder de microscoop te plaatsen. Om de voorbereiding in het midden van de kamer te houden, moet een net/anker worden gebruikt.
stimulation
glassWPITW100F-4bij groepen van 7 bevestigd, deze pipetten worden gebruikt om voorgespannen stimulerende pipetten te bereiden
multibarrel pullerMDIPMP-107-Zdoor associatie van trekken en draaien, laat deze puller ons toe om spuitelektroden met 7 vaten voor te bereiden
precision pressure injectorToohey CompanyP/N T25-1-900 Single Channeldeze precisiedrukinjector controleert de druk die in de multibarrel puller wordt uitgestoten; wordt handmatig of door de versterker bestuurd door een 5V TTLs
micromanipulatorNarishigeYOU-1een grove manipulator is voldoende om de spuitelektrode dicht bij de opnameplaats te brengen
tubingsN/Atygon-buizen om de druk van de spuit naar de spuitpijp te brengen
solutions/perfusion/chemicals
vacuum pumpgardner denver300 serieseen trilmembranepomp is stiller en efficiënter dan andere soorten pompen
perfusion systemN/AN/Azwaartekrachtperfusiesysteem met polyethyleenbuizen om de externe oplossing in en uit de opnamekamer te brengen
nystatinSigma-AldrichN3503verplicht om de interne oplossing voor geperforeerde patch clamp te bereiden
DIMETHYL SULFOXIDESigma-AldrichD5879gebruikt om nystatine op te lossen voor interne oplossing voor geperforeerde patch
Sodium chlorideSigma-AldrichS9625extracellulaire oplossing
Potassium chlorideSigma-AldrichP4504intracellulaire/extracellulaire oplossing
Calcium chloride dihydrateSigma-AldrichC7902extracellulaire oplossing
Sodium phosphate monobasic monohydrate (NaH2PO4)Sigma-AldrichS9638extracellulaire oplossing
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4 7H2O)Sigma-Aldrich63140extracellulaire oplossing
GlucoseSigma-AldrichG8270extracellulaire oplossing
Sodium bicarbonateSigma-AldrichS6297extracellulaire oplossing
EGTA (Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N′,N′-tetraacetic acid)Sigma-AldrichE3889interne oplossing
Potassium hydroxydeSigma-AldrichP1767interne oplossing
Methyl SulfoxideSigma-AldrichW387509intracellulaire oplossing
Hepes-NaSigma-AldrichH7006intracellulaire oplossing
SucroseSigma-AldrichS0389intracellulaire oplossing

Referenties

  1. Lowe, G., Gold, G. H. Nonlinear amplification by calcium-dependent chloride channels in olfactory receptor cells. Nature. 366 (6452), 283-286 (1993).
  2. Ponissery Saidu, S., Dibattista, M., Matthews, H. R. Odorant-induced responses recorded from olfactory receptor neurons using the suction pipette technique. J Vis Exp. (62), e3862(2012).
  3. Moss, R. L., et al. Electrophysiological and biochemical responses of mouse vomeronasal receptor cells to urine-derived compounds: possible mechanism of action. Chem Senses. 23 (4), 483-489 (1998).
  4. Kaur, A., Dey, S. Live cell calcium imaging of dissociated vomeronasal neurons. Methods Mol Biol. 1068, 189-200 (2013).
  5. Ma, M., Chen, W. R. Electrophysiological characterization of rat and mouse olfactory receptor neurons from an intact epithelial preparation. J Neurosci Methods. 92 (1-2), 31-40 (1999).
  6. Axel, R. A novel multigene family may encode odorant receptors: a molecular basis for odor recognition. Cell. 65 (1), 175-187 (1991).
  7. Bozza, T., Feinstein, P., Zheng, C. Odorant receptor expression defines functional units in the mouse olfactory system. J Neurosci. 22 (8), 3033-3043 (2002).
  8. Bozza, T., et al. Mapping of class I and class II odorant receptors to glomerular domains by two distinct types of olfactory sensory neurons in the mouse. Neuron. 61 (2), 220-233 (2009).
  9. Vassalli, A., Rothman, A., Feinstein, P., Zapotocky, M. Minigenes impart odorant receptor-specific axon guidance in the olfactory bulb. Neuron. 35 (4), 681-696 (2002).
  10. Feinstein, P., Bozza, T., Rodriguez, I., Vassalli, A. Axon guidance of mouse olfactory sensory neurons by odorant receptors and the beta2 adrenergic receptor. Cell. 117 (6), 833-846 (2004).
  11. Mombaerts, P. Genes and ligands for odorant, vomeronasal and taste receptors. Nat Rev Neurosci. 5 (4), 263-278 (2004).
  12. Grosmaitre, X., et al. SR1, a mouse odorant receptor with an unusually broad response profile. J Neurosci. 29 (46), 14545-14552 (2009).
  13. Grosmaitre, X., Vassalli, A., Mombaerts, P., Shepherd, G. M. Odorant responses of olfactory sensory neurons expressing the odorant receptor MOR23: a patch clamp analysis in gene-targeted mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (6), 1970-1975 (2006).
  14. Lam, R. S. Odorant responsiveness of embryonic mouse olfactory sensory neurons expressing the odorant receptors S1 or MOR23. Eur J Neurosci. 38 (2), 2210-2217 (2013).
  15. Zhang, J., Huang, G., Dewan, A., Feinstein, P. Uncoupling stimulus specificity and glomerular position in the mouse olfactory system. Mol Cell Neurosci. 51 (3-4), 79-88 (2012).
  16. Zhang, J., Pacifico, R., Cawley, D., Feinstein, P. Ultrasensitive detection of amines by a trace amine-associated receptor. J Neurosci. 33 (7), 3228-3239 (2013).
  17. Lee, A. C., Tian, H., Grosmaitre, X. Expression patterns of odorant receptors and response properties of olfactory sensory neurons in aged mice. Chem Senses. 34 (8), 695-703 (2009).
  18. Cadiou, H., et al. Postnatal odorant exposure induces peripheral olfactory plasticity at the cellular level. J Neurosci. 34 (14), 4857-4870 (2014).
  19. Mombaerts, P. Axonal wiring in the mouse olfactory system. Annu Rev Cell Dev Biol. 22, 713-737 (2006).
  20. Grosmaitre, X., Santarelli, L. C., Tan, J., Luo, M. Dual functions of mammalian olfactory sensory neurons as odor detectors and mechanical sensors. Nat Neurosci. 10 (3), 348-354 (2007).
  21. Duchamp-Viret, P., Chaput, M. A. Odor response properties of rat olfactory receptor neurons. Science. 284 (5423), 2171-2174 (1999).
  22. Heydel, J. M., et al. Odorant-binding proteins and xenobiotic metabolizing enzymes: implications in olfactory perireceptor events. Anat Rec (Hoboken). 296 (9), 1333-1345 (2013).
  23. Pelosi, P. Perireceptor events in olfaction). J Neurobiol. 30 (1), 3-19 (1996).
  24. Spehr, M., Wetzel, C. H., Hatt, H. 3-phosphoinositides modulate cyclic nucleotide signaling in olfactory receptor neurons. Neuron. 33, 731-739 (2002).
  25. Chen, S., Lane, A. P., Bock, R., Leinders-Zufall, T. Blocking adenylyl cyclase inhibits olfactory generator currents induced by 'IP(3)-odors. J Neurophysiol. 84 (1), 575-580 (2000).
  26. Savigner, A., et al. Modulation of spontaneous and odorant-evoked activity of rat olfactory sensory neurons by two anorectic peptides, insulin and leptin. J Neurophysiol. 101 (6), 2898-2906 (2009).
  27. Ukhanov, K., Brunert, D., Corey, E. A. Phosphoinositide 3-kinase-dependent antagonism in mammalian olfactory receptor neurons. J Neurosci. 31 (1), 273-280 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Expressie van geureceptorGFP gelabelde muizendissectie van het reukepitheelanalyse van membraaneigenschappenbereiding van nystatinoplosningassemblage van stimulerende pipetteelektrofysiologische registratieinteractie tussen ligand en geureceptor
Geperforeerde Patch-clamp-opname van de muis olfactorische sensorische neuronen in Intact neuroepithelium: functionele analyse van neuronen uiten van een geïdentificeerd Odorant Receptor
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.