Weefselmanipulatie omvat vaak in vitro expansie om autologe voor weefselregeneratie creëren. Deze studie geeft een werkwijze voor weefselexpansie, regeneratie, reconstructie en in vivo werd ontwikkeld om de verwerking van cellen en biologische materialen buiten het lichaam te minimaliseren.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Gehakt Tissue in Compressed Collageen: A-cel met Biotransplant voor Single-geënsceneerde Reconstructieve Repair
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Conventionele technieken voor celexpansie en transplantatie van autologe cellen voor weefselengineeringdoeleinden kunnen plaatsvinden in speciaal uitgeruste faciliteiten voor menselijke celcultuur. Deze methoden omvatten isolatie van cellen in een enkele celsuspensie en verschillende bewerkelijk en tijdrovende gebeurtenissen vóór transplantatie terug naar de patiënt. Eerdere studies suggereren dat het lichaam zelf zou kunnen worden gebruikt als een bioreactor voor celexpansie en weefselregeneratie om ex vivo manipulaties van weefsels en cellen te minimaliseren vóór transplantatie naar de patiënt. Het doel van deze studie was om een methode te demonstreren voor weefseloogst, isolatie van continu epitheel, het in kleine stukjes snijden van het epitheel en het incorporeren ervan in een drielaags biomateriaal. Het drielaagse biomateriaal diende vervolgens als een aflevervoertuig om chirurgische behandeling, uitwisseling van voeding over het transplantaat en een gecontroleerde degradatie mogelijk te maken. Het biomateriaal bestond uit twee buitenlagen van collageen en een kern van een mechanisch stabiel en langzaam afbreekbaar polymeer. Het gesnipperde epitheel werd incorporeerd in een van de collageenlagen vóór transplantatie. Door het epitheelweefsel in kleine stukjes te snijden, konden de stukken worden verspreid en daardoor werd de proliferatie van cellen gestimuleerd. Na de initiële acceptatie van de transplantaten zou celexpansie en reorganisatie plaatsvinden en zou de extracellulaire matrix volwassen worden om ingroei van haarvaten en zenuwen en verdere rijping van de extracellulaire matrix mogelijk te maken. De techniek minimaliseert ex vivo manipulaties en maakt celoogst, voorbereiding van autotransplantaat en transplantatie naar de patiënt mogelijk als een eenvoudige eenfasige interventie. In de toekomst zou weefselexpansie kunnen worden geïnitieerd rond een 3D-mal in het lichaam zelf, volgens de specifieke behoeften van de patiënt. Bovendien zou de techniek kunnen worden uitgevoerd in een gewone chirurgische omgeving zonder de noodzaak van geavanceerde celkweekfaciliteiten.
Inleiding
Meest tissue engineering studies op transplantatie in de huid en het urogenitale kanaal omvatten autologe cel oogsten van gezond weefsel en celexpansie in speciaal uitgeruste-cel kweken faciliteiten 1,2.
Na celexpansie, worden cellen gewoonlijk opgeslagen voor later gebruik bij de patiënt bereid de autograft ontvangen. Stikstof diepvriezers mogelijk langdurige opslag bij lage temperaturen van -150 ° C of lager. Het proces van invriezen moet voorzichtig en gecontroleerd zodat de cellen niet te verliezen. Een kans op celdood kristallisatie van intracellulair water tijdens het ontdooien, wat kan leiden tot breuk van de celmembranen. Cel bevriezen wordt meestal uitgevoerd door langzame en gecontroleerde afkoeling (-1 ° C per minuut), onder toepassing van een hoge concentratie van cellen, foetaal runderserum en dimethylsulfoxide. Na het ontdooien, moet de cellen opnieuw worden verwerkt door het verwijderen van bevriezing medium en kweken op celkweek of een plasticbiomateriaal voordat transplantatie terug naar de patiënt.
Alle bovengenoemde stappen zijn tijdrovend, arbeidsintensief en kostbaar 3. Bovendien zijn alle in vitro verwerking van cellen die bestemd zijn voor de patiënt transplantatie zijn sterk gereguleerd en vereist goed opgeleide en geaccrediteerde personen en laboratoria 4. Al met al, om een veilige en betrouwbare productieproces te schaffen, de techniek kan alleen in een zeer klein aantal van de technisch geavanceerde centra worden opgezet en een breder gebruik in voorkomende chirurgische aandoeningen is twijfelachtig.
Om de beperkingen van celcultuur in de laboratoriumomgeving te overwinnen, is het concept van het transplanteren gehakt weefsel voor celexpansie in vivo geïntroduceerd door het lichaam zelf als bioreactor. Daartoe zou autografts voorkeur worden getransplanteerd op een 3D matrijs volgens de vorm die nodig is voor de uiteindelijke reconstructie van het orgaan van iBELANG 5-7.
Oorspronkelijk was het idee van het transplanteren van gehakt epitheel werd gepresenteerd door Meek in 1958, toen hij beschreef hoe epitheel groeit van de randen van een wond. Hij aangetoond dat een klein stukje huid de marges zijn potentieel voor celexpansie zouden verhogen en daardoor met 100% door het snijden van het stuk tweemaal loodrechte richtingen (figuur 1) 8. De theorie wordt ondersteund door het gebruik van mazen gedeeltelijke dikte huidtransplantaties voor huidtransplantatie 9 en in de huid wondgenezing modellen 10.
Figuur 1:. Meek theorie Volgens de theorie Meek, groeit epitheel van de randen van een wond. Door het verhogen van het gebied blootgelegd door het hakken techniek, gehakt weefsel epithelializes wonden van vele plekken.
De huidige studie is gebaseerd op de hypostelling dat hetzelfde principe in het onderhuidse weefsel door het plaatsen gehakt epithelium om een mal kan worden toegepast. De epitheelcellen zou mobiliseren van gehakt transplantaties (reorganiseren), omvatten de wondgebieden (migratie) en delen (vergroten) om een continue neoepithelium die het wondgebied bedekt en scheidt het vreemde lichaam (de matrijs) vanaf het binnenlichaam vormen ( figuur 2).
Figuur 2:. Cartoon van een 3D vorm met gehakt epitheel in vivo intracorporale weefseluitbreiding volgens de theorie van Meek Via gehakt weefsel geplaatst op een mal en vervolgens getransplanteerd in het onderhuidse weefsel is de hypothese dat de epitheelcellen migreren van de randen van gehakt weefsel reorganiseren en te voeren zodat een continue neoepithelium die het wondgebied bedekt en scheidt het vreemde lichaam (de matrijs) vanaf het binnenlichaam vormen.
Hoewel eerdere in vivo studies tonen veelbelovende resultaten, kan verdere verbeteringen worden bereikt door het versterken van de autografts zodat de geregenereerde epitheel mechanisch trauma kon weerstaan beter 7. Voor deze doeleinden zijn belangrijke voorwaarden voor een succesvolle biomateriaal geïdentificeerd, zoals: gemakkelijke diffusie van voedingsstoffen en afvalproducten, mogelijkheid om schimmel in een 3D-wijze en gemak van chirurgische behandeling. Conclusies werden gemaakt dat deze behoeften kan worden voldaan door het toevoegen van een composiet biomateriaal aan gehakt weefsel.
Het huidige onderzoek gericht op de ontwikkeling van een steiger bestaande uit gehakt weefsel in plastic-gecomprimeerde collageen bevattende een versterkende kern van een biologisch afbreekbare stof. Op deze manier kon levensvatbare cellen migreren van het gehakt weefsel deeltjes en vermenigvuldigen met morfologische kenmerken kenmerk van de oorspronkelijke epitheel (huid of urotheel). Met behulp van plastic compressie, het schavot was verminderend in grootte van 1 cm tot ongeveer 420 urn als het gehakte deeltjes ingekapseld in de bovenlaag collageen. De kern kan elk polymeer materiaal zijn, maar moet worden gemodificeerd met een hydrofiel oppervlak om elkaar te verbinden met de betreffende collageenlagen 11.
De werkwijze verschaft een verbeterd scaffold integriteit doordat een gebreid gaas bestaande uit poly (ε-caprolacton) (PCL) binnen twee plastic gecomprimeerd collageen gels gebruikt als een steiger voor het kweken gehakt blaasmucosa of gehakt huid van varkens. Het construct werd in celkweek omstandigheden gedurende tot 6 weken in vitro, demonstreren succesvolle vorming van een gelaagde, meerlaagse urotheel of squameus epitheel huid op de bovenkant van een goed geconsolideerd hybride construct. Het construct was gemakkelijk te hanteren en kan plaats gehecht voor blaas augmentatie doeleinden of deksel van defecten. Alle delen van het weefsel scaffold zijn FDA goedgekeurd en de techniekkunnen worden gebruikt voor eentraps procedures weefsel oogsten, hakken, plastic compressie en transplanteren naar de patiënt als eenmalig gefaseerde interventie. De procedure kan worden uitgevoerd voor weefselexpansie en wederopbouw onder steriele omstandigheden in een algemene chirurgie unit.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle dieren protocollen werden vooraf goedgekeurd door de County Comite Stockholm on Animals en alle procedures voldeden aan de regels voor diergeneeskundig gebruik, alsmede relevante federale statuten.
1. Dierlijke Procedures
- De voorbereiding van de Animal voor Heelkunde
- Bereid de operatietafel alle materialen en instrumenten die voor de werking onder steriele omstandigheden. Voer de operatie uitsluitend onder steriele omstandigheden het risico op infectie te verminderen en optimaliseren van de omstandigheden in overleving chirurgie.
- Vasten de dieren gedurende 12 uur vóór de operatie en meet het gewicht. Dien een intramusculaire injectie van azaperon (2 mg / kg) voor premedicatie. Verdoven het dier met intramusculaire injecties van tiletamine hypochloride (2,5 mg / kg), zolazepam hypochloride (2,5 mg / kg), medetomidine (25 ug / kg) en atropine (25 ug / kg).
- Injecteer phenobarbiturate (15 mg / kg) voorafgaand aan endotracheal intubatie en verder algemene anesthesie met 0,8% -2% isofluraan. Plaats een perifere ader katheter in een oor en trekken glucose (25 mg / ml) intraveneus gedurende de procedure om het welzijn van het dier te handhaven.
- Plaats monitoren apparaten op het oor of staart aan de temperatuur, bloeddruk, verzadiging, en perifere pols controleren. Controle verdoving met pijn stimulatie van de oren of hoeven. Toepassen zalf ogen tot droog voorkomen terwijl onder verdoving.
- Excisie van Blaas biopt
- Katheteriseren de blaas met een 10-French siliconen katheter door de invoering van een speculum om de urethra te bekijken en een katheter via de urethra en in de urineblaas om de urine onder semi-steriele omstandigheden legen. Vul de blaas met steriele zoutoplossing tot een druk van 20-25 cm H2O, ongeveer 100-300 ml, en vervolgens leeg 20 cm H2O (ong. 8 ml / kg lichaamsgewicht).
- met the varken voorzichtig gedraaid een zijligging Voer een basis preoperatieve sterilisatie van de huid met toepassing van chloorhexidine gluconaat. Breng een diathermie plaat om de schouder na het verwijderen van de vacht met het scheren schaar.
- Draai het varken voorzichtig in een liggende positie en verwijder de buik vacht met behulp van het scheren schaar en doe een eenvoudige preoperatieve sterilisatie van de buikhuid met toepassing van chloorhexidine gluconaat.
- Insluiten uiteinden met zachte kleding om het risico van hyperextensie beschadiging van de gewrichten in de extremiteiten minimaliseren. Steriliseer de abdominale huid van het dier met opeenvolgende toepassingen van chloorhexidine gluconaat en plaats steriel draperen rond het operatiegebied.
- Vóór huid incisie, breng een intraveneuze analgeticum bestaat uit buprenorfine (45 ug / kg), carprofen (3 mg / kg) en de lokale injectie van lidocaïne in de middellijn onder de navel. Controleer of pijn reactie door het grijpen van de skmet pincet. Maak een lagere middellijn incisie door de fascia en het buikvlies met behulp van diathermie voor de controle van bloeden. Lokaliseren van de blaas dat een volledig intraperitoneale positie in het varken heeft en kan vrij worden blootgesteld door het mobiliseren van het door de chirurgische wond.
- Pak de blaas met de tang en meet het met een gesteriliseerde meetlint en markeer een elliptische vorm biopt ongeveer 2 cm in de lengte en 1 cm in dwarsrichting, of kleiner, met behulp van een gesteriliseerde pen (het varken tolereert een kwart reductie van de blaas omvang erg goed). Uitsnijden het aangegeven gebied, met behulp van een scalpel, en plaats de blaas biopt in DMEM onder steriele omstandigheden.
- Voer autotransplantatie met de Biotransplant of sluit de blaas door het hechten van het met 5-0 Vicryl in twee lagen. Sluit de abdominale fascia zorgvuldig met 2-0 of 3-0 hardlopen Vicryl. Sluit de subcutis met 3-0 Vicryl en de huid met 3-0 Ethilon. Plaats een dressing op de wond en zorgvuldig opde neiging om het dier totdat hij voldoende uit de narcose hersteld is en niet tot expressie pijn.
- Verplaats het dier om het dier zorginstelling aan de voorwaarden voor postoperatieve zorg veilig te stellen. Zet het dier in één kooi met een warmtelamp en wonen aan het dier tot volledig herstel van de narcose en laat de dieren worden vastgelopen in paren.
- Geef een rustig herstel over pijn en welzijn en dienen buprenorfine (45 ug / kg) intramusculair voor postoperatieve analgesie en trimethoprim (4 mg / kg) en sulfonamide (20 mg / kg) tweemaal per dag gedurende drie dagen eenmaal daags gedurende vijf dagen om het risico op postoperatieve infecties.
- Excisie van de huid biopt
- Bereid de chirurgische tafel met alle benodigde materialen. Verdoven het dier zoals eerder beschreven in 1.1. Verwijder de vacht met behulp van wax, wassen en steriliseren van de incisie met betadine en 70% alcohol en plaats steriel draperen around de incisiegebied.
- Gebruik een dermatoom een 0,3 mm gedeeltelijke dikte van de huid biopt te oogsten. Plaats de huid model in DMEM voordat hakken, zoals beschreven in 2.2. Bedek de wond met vette zalf en een dressing.
2. Gehakt Tissue Voorbereiding
- blaasmucosa
- Was de blaas biopsie tweemaal in DMEM. Plaats de blaas biopt op een gesteriliseerde dissectie bord met het slijmvlies naar boven en zet één van de zijden van de plaat met behulp van dissectie pinnen.
- Scheid het mucosale weefsel van de detrusor spier met behulp van fijne schaar en pincet (figuur 3) en houd de mucosa vochtig drip zoutoplossing of DMEM overheen.
- Gebruik het hakken apparaat door het op de mucosa en vervolgens de inrichting van de ene naar de andere verticaal en horizontaal aanbrengen manuele druk stukjes gehakt weefsel van 0,8 mm x 0,8 mm te verkrijgen (0,8 mm is de afstand tussen de rotating messen).
- Huid
- Als de huid biopsis zijn dik: plaats de huid op een steriele dissectie plaat en gebruik chirurgische schaar om de epidermis van onderhuids vet en dermis te scheiden. De epidermis is dun en doorzichtig (ong. 0,3 mm) wanneer het klaar voor hakken.
- Gebruik de hakken apparaat door het op de opperhuid. Met druk langs de inrichting van de ene naar de andere verticaal en horizontaal stukjes gehakt weefsel van 0,8 mm x 0,8 mm te verkrijgen.
3. Voorbereiding van Plastic Compressed PCL / Collageen Autografts
- Doe alle ingrediënten op ijskoud te houden. Keukengerei die nodig is: Falcon buis, 10x DMEM, 1x DMEM, 1 N NaOH en rattenstaart collageen type 1.
- Meng 2 ml DMEM 10x (voorzichtig om luchtbellen te vermijden) met 12 ml van collageen type 1. Voeg 1 N NaOH druppelsgewijs aan tot pH 7,4-8 (kleur in het medium brengen moet de pH aangeven door het veranderen van intense geel naar pink). Daarnaast gebruikt u een pH-strip.
- Voeg voorzichtig 2 ml 1x DMEM en meng de oplossing. Plaat ongeveer 2 ml collageen in elk putje van de stalen rechthoekige vorm (20x30x10 mm) en incubeer bij 37 ° C in 5% CO2 gedurende 10 minuten.
Opmerking: De concentratie van collageen dient 2,06 mg / ml in 0,6% azijnzuur en de hoeveelheid collageen 1 ml / cm2. - Zodra het collageen wordt in de mal plaatst het biomateriaal (PCL) bovenop de collageengel (20 mm x 30 mm) en giet de resterende collageen (ongeveer 6 ml) bovenop. Incubeer bij 37 ° C in 5% CO2 gedurende 20 minuten.
- Leg het gehakte weefselmassa (1: 6 expansie) bovenop collageengel. Druk op het water uit het construct door mechanische kracht met behulp van plastic compressie als volgt (figuur 3 en 4).
- Leg een dikke laag gaasjes op een steriel oppervlak. Plaats een roestvrijstalen gaas (400 urn dik) bovenop de gauze pads en dan een blad van nylon mesh (110 micrometer dik). Breng voorzichtig het collageen gel / gehakt weefsel op de nylon mesh en verwijder voorzichtig de rechthoekige stalen mallen.
- Plaats een nieuwe laag nylon gaas bovenop de collageengel / gehakt weefsel. Plaats een tweede stalen gaas op de top van de nylon mesh. Plaats in de positie van de druk of het laden plaat met een gewicht van minimaal 120 g (dat wil zeggen, een glasplaat) gedurende 5 minuten.
- Verwijder het gewicht, nylon en stalen mazen. De autografts zijn nu klaar om te worden gehecht aan de varkensblaas in de full-dikte van de huid wonden of gekweekt in vitro.
- Voor in vitro kweken, snijd de dunne construct in kleine stukken passen 12-well platen. Voeg 1 ml van keratinocyten medium. Plaats de platen in de incubator bij 37 ° C, 5% CO 2 en kweek tot 6 weken en veranderen het medium 3 maal per week.
4. Suture van Autografts
- Suture van autograft metgehakt blaas slijmvlies aan de varkensblaas
- Houd de autograft vochtig in DMEM gedurende de wachttijd. Hecht de autograft met fijne lopende monofilament hechtingen. Gebruik niet absorbeerbare 5-0 Ethilon voor onderzoeksdoeleinden.
- Controleer of waterdicht door het vullen van de blaas met een zoutoplossing door middel van de inwonende blaaskatheter. Indien mogelijk, bedek de autograft met een laagje omentum majus. Sluit de buikwand, subcutaan weefsel en huid zoals beschreven in 1.2.6. Breng een wondverband.
- Suture van de Autograft met gehakt huidepidermis naar een Full-dikte Wound
- Houd de autograft vochtig in DMEM gedurende de wachttijd.
- Hechten de autograft onderaan de huid volledige dikte vereffening onderbroken hechtingen in de hoeken en in het midden van de autograft de autograft nauw contact met de ondergrond te houden.
- Bedek de wond met een plastic dressing dat houdt de wond vochtig.
5. einde
- Sedate het dier met intramusculaire injectie van zolazepam hypochloride (2,5 mg / kg) en medetomidine (25 ug / kg) voorafgaand aan beëindiging en bewakingsinrichtingen voor het oor of staart toepassing op controle van de hartslag en bloeddruk.
- Euthanaseren het dier door toediening van een dodelijke dosis pentobarbital natrium (60-140 mg / kg) intraveneus. Controleer hartslag en bloeddruk tot de dood heeft plaatsgevonden.
6. In vitro kweek
OPMERKING: histologisch evalueren van de voortgang van het gehakte weefsel in de PCL / collageen constructen in vitro, de collageen / PCL / gehakt pleisters gekweekt in 12-well platen middels keratinocyten medium.
- Voorbereiding van de keratinocyten medium:
- Steriliseren een 500 ml glazen fles.
- Meng 400 ml DMEM met 100 ml Ham's F12 (4: 1 mengsel). Aangevuld met 10% foetaal runderserum, 5 ug / ml insuline,0,4 ug / ml hydrocortison, 21 ug / ml adenine, 10 -10 mol / L choleratoxine, 2 x 10 -9 mol / L triiodothyronine, 5 ug / ml transferrine, 10 ng / ml epidermale groeifactor, 50 U / ml penicilline en 50 ug / ml streptomycine.
- Steriliseren in filtreren door een 0,2 pm filter en het verzamelen van het filtraat in de steriele 500 ml fles.
7. Immunohistochemie
OPMERKING: De immunohistochemie protocol wordt algemeen onderverdeeld in de volgende stappen: (1) fixeren en inbedden in paraffine, (2) micro snijden tot 5 urn plakjes plaatsing op objectglaasjes deparaffinering en rehydratie, (3) antigeen ontmaskering, vlekken en montage . Voor aanvang van de laatste stappen in de immunohistochemie procedure, de voorbereiding van de wassen buffers en het antigeen ontmaskering oplossing (zie apart materiaal details). Bereid de ABC complex oplossing ten minste 30 minuten voor gebruik.
- bevestiging
NEETE: Aan het einde van de in vitro kweek, stelt de patches als volgt:- Bereid Eppendorf buisjes met 1 ml 4% gebufferde formaldehyde (PFA) (Let op:. Formaldehyde is giftig Lees veiligheidsinformatiebladen voordat u gaat werken met deze chemische Draag handschoenen en een veiligheidsbril en de voorbereiding van de oplossing in een zuurkast.).
- Transfer elke collageen pleisters een Eppendorf buis met 4% PFA. Fix 's nachts bij kamertemperatuur.
- Leg monsters in 70% ethanol voor langdurige opslag bij 4 ° C. Monsters zijn nu klaar voor dehydratie en inbedding in paraffine blokken voor het snijden.
- rehydratatie
- Plaats de objectglaasjes in een kleuring pot met X-tra solv gedurende 15 min. Herhaal dit met behulp van een nieuwe kleuring pot met X-tra SOLV. Plaats de objectglaasjes in een kleuring pot met absolute ethanol gedurende 10 minuten. Herhaal dit met behulp van een nieuwe kleuring pot met absolute ethanol. Plaats de objectglaasjes in een kleuring pot met 95% ethanol gedurende 10 minuten en daarnaeen kleuring pot met 70% ethanol gedurende 10 minuten. Tenslotte was de dia tweemaal gedurende 5 minuten met gedestilleerd water.
- antigen ontmaskeren
- Zet dia's in een Coplin pot met TE-oplossing en zet de pot in een waterbad aan de kook gedurende 20 min. Neem de pot uit het waterbad voorzichtig. Koel de dia tot kamertemperatuur gedurende 30 min en tweemaal wassen gedurende 5 minuten in Tris-buffer. Plaats de objectglaasjes in een kleuring pot met 3% waterstofperoxide gedurende 10 minuten. Was de dia tweemaal gedurende 5 minuten in Tris-buffer. Omcirkel de monsters met een waterafstotende markeerstift.
- Blok-specifieke binding van het antilichaam middels 100-300 pl blokkeeroplossing. Verwijder de blokkerende oplossing en voeg 100-300 gl primair antilichaam opgelost in de aanbevolen concentratie in Tris buffer. Incubeer overnacht. Verwijder de antilichaamoplossing en was secties in Tris buffer tweemaal gedurende 5 minuten.
- Incubeer met tweede antilichaam gedurende 1 uur bij kamertemperatuur temperature. Was tweemaal gedurende 5 minuten in Tris-buffer. Incubeer 30 min met behulp van de ABC Elite Kit (volg de instructies van de fabrikant). Twee keer wassen in Tris-buffer.
- Ontwikkelen antilichaamreactie met de VIP Vector Kit, volgens de instructies van de fabrikant (1-7 min incubatie algemeen produceert een heldere violette intensiteit). Zet de glaasjes in gedestilleerd water. Tegenkleuring met hematoxyline Mayer voor 30 sec.
- Wassen in stromend water gedurende 5 min. Plaats de objectglaasjes in een kleuring pot met 70% ethanol gedurende 1 minuut. Herhaal met behulp van een nieuwe kleuring pot met 70% ethanol. Plaats de objectglaasjes in een kleuring pot met 95% ethanol gedurende 1 minuut. Herhaal met behulp van een nieuwe kleuring pot met 95% ethanol.
- Plaats de objectglaasjes in een kleuring pot met X-tra solv gedurende 5 min. Verwijderen, een voor een vochtig te houden. Een druppel van montage medium bovenop elkaar glijden en zet een dekglaasje geplaatst (doen voorzichtig om luchtbellen te vermijden). Laat de dia's drogen 's nachts en dia's onder een microscope.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Deze studie presenteert een methode die laat zien hoe een biomateriaal voor transplantatie te produceren met behulp van plastic compressie van collageen en gehakt weefsel.
Blaasslijmvlies en huid kunnen worden geoogst en vervolgens mechanisch in kleine deeltjes gehakt (figuur 3). Door kunststof compressie, worden de gehakte deeltjes opgenomen in de samengestelde steiger bestaande uit een centrale bioafbreekbaar polymeer dat mechanisch sterke binnen buitenlagen van een collag...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Deze studie geeft een gemakkelijk te gebruiken benadering blaaswand vlekken met autologe weefsels voor transplantatie produceren de operatietafel. De pleisters worden gevormd door de combinatie van een biologisch afbreekbaar polymeer breien in het midden en collageen met en zonder gehakt weefsel in de buitenvlakken kunststof verbonden met compressie. Plastic compressie is een methode eerder beschreven door andere auteurs en kan worden gedefinieerd als een snelle verwijdering van vocht uit collageen gels 12,13.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
De auteurs danken de Zweedse Vereniging voor Medisch Onderzoek, de Promobilia Stichting, de Stichting van Kroonprinses Lovisa, de Vrijmetselaarsstichting voor Kinderwelzijn, de Zweedse Vereniging van Geneeskunde, de Solstickan Stichting, het Karolinska Instituut en de gemeente Stockholm voor de financiële ondersteuning.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Silicone catheter 10-French | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | ||
| DMEM 10x | Gibco | 31885-023 | Kunststofcompressie sectie 4 |
| 24 well plates | Falcon | 08-772-1 | Kunststofcompressie sectie 4 |
| 3',3',5-Triiodothyronine | Sigma-Aldrich | IRMM469 | In vitro kweek; Sectie 5 |
| 4% PFA | Labmed Solutions | 200-001-8 | Immunocytochemie; Sectie 6 |
| 70% ethanol | Histolab | Immunocytochemie; Sectie 6 | |
| ABC Elite kit: Biotin-Streptavidin detectiekit | Vector | PK6102 | Immunocytochemie; Sectie 6 |
| Absolute ethanol | Histolab | 1399.01 | Immunocytochemie; Sectie 6 |
| Adenine | Sigma-Aldrich | A8626 | In vitro kweek; Sectie 5 |
| Atropine 25 μg/kg | Temgesic, RB Pharmaceuticals, Great Britain | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | |
| Azaperone 2 mg/kg | Stresnil, Janssen-Cilag, Pharma, Austria | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | |
| Biosafety Level 2 kap | Kunststofcompressie; Sectie 4 | ||
| Blocking oplossing: Normaal serum van dezelfde soort als de secundaire secundaire antilichaam werd gegenereerd in. | Vector | De blocking oplossing hangt af van de oorsprong van eerste antilichaam | Immunocytochemie; Sectie 6 |
| Buprenorphine 45 μg/kg | Atropin, Mylan Inc, Canonsburg, PA | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | |
| Carprofen 3 mg/kg | Rimadyl, Orion Pharma, Sweden | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | |
| Chlorhexidine gluconate | Hibiscrub 40 mg/mL, Regent Medical, England | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | |
| Cholera toxine | Sigma-Aldrich | C8052 | In vitro kweek; Sectie 5 |
| Coplin pot: kleuring pot voor koken | Histolab | 6150 | Immunocytochemie; Sectie 6 |
| Roestvrij mal (33 mm x 22 mm x 10 mm) op maat gemaakt | Kunststofcompressie; Sectie 4 | ||
| DMEM | Gibco | 3188-5023 | Kunststofcompressie sectie 4. Op ijs bewaren wanneer het gebruikt wordt in kunststofcompressie |
| Epidermale groeifactor | Sigma-Aldrich | E9644 | In vitro kweek; Sectie 5 |
| Ethilon (niet-absorbeerbaar monofilament voor huidsutures) | Ethicon | Chirurgie, Sectie 1 | |
| Fetaal bovien serum (FBS) | Gibco | 10437-036 | Kunststofcompressie sectie 4 |
| Pincet (Adison met tand) | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | ||
| Gazeverbinding (Gazin Mullkompresse) | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | ||
| Ham's F12 | Gibco | 31765-027 | Kunststofcompressie sectie 4 |
| Hematoxylinen | Histolab | 1820 | Immunocytochemie; Sectie 6 |
| Vochtopvangkamer | DALAB | Immunocytochemie; Sectie 6 | |
| Hydrocortison | Sigma-Aldrich | H0888 | In vitro kweek; Sectie 5 |
| Waterstofperoxide Oplossing 30% | Sigma-Aldrich | H1009 | Immunocytochemie; Sectie 6 |
| Insuline | Sigma-Aldrich | I3536 | In vitro kweek; Sectie 5 |
| Isofluraan | Isofluraan, Baxter, Deerfield, IL | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | |
| Lidocaine 5 mg/ml | Xylocaine, AstraZeneca, Sweden | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | |
| Lucose 25 mg/ml | Baxter, Deerfield, IL | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | |
| Markeerstift pap pen | Sigma-Aldrich | Z377821-1EA | Immunocytochemie; Sectie 6 |
| Medetomidine 25 μg/kg | Domitor, Orion Pharma, Sweden | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | |
| Snijplotter | Applied Tissue Technologies LLC | Bereiding van gesneden weefsel, sectie 2 | |
| Monocryl (absorbeerbaar monofilament) | Ethicon | Chirurgie, Sectie 1 | |
| NaCl | Sigma-Aldrich | S7653 | Immunocytochemie; Sectie 6 |
| NaOH 1 N | Merck Millipore | 106462 | Kunststofcompressie sectie 4 en celkweek |
| Nylon gaas, 110 μM dik poriëngrootte 0.04 sqmm | Kunststofcompressie; Sectie 4 | ||
| Oculentum simplex APL: zalf voor oogbescherming | APL | Vnr 336164 | Chirurgie, Sectie 1 |
| PBS | Gibco | 14190-094 | Kunststofcompressie sectie 4 |
| Penicilline-Streptomycine | Gibco | 15140-122 | Kunststofcompressie sectie 4 |
| Fenobarbital 15 mg/kg | Pentobarbital, APL, Sweden | Voorbereiding van het dier voor de operatie, Sectie 1 | |
| PCL Gebreid textiel | Kunststofcompressie; Sectie 4 | ||
| Rattenstaart collageen | First LINK, Ltd, UK | 60-30-810 | Kunststofcompressie sectie 4, op ijs bewaren |
| Schelpmes - 15 | Voorbereiding van het |
Referenties
- Rheinwald, J. G., Green, H. Serial cultivation of strains of human epidermal keratinocytes: the formation of keratinizing colonies from single cells. Cell. 6, 331-343 (1975).
- Fossum, M., Nordenskjold, A., Kratz, G. Engineering of multilayered urinary tissue in vitro. Tissue Engineering. 10, 175-180 (2004).
- Salmikangas, P., et al. Manufacturing, characterization and control of cell-based medicinal products: challenging paradigms toward commercial use. Regen Med. 10, 65-78 (2015).
- Guidelines of 7 March 2013 on Good Distribution Practice of medicinal products for human use (OJ C 343/1, 23.11.2013). 7, Retrieved from: http://ec.europa.eu/health/human-use/good_distribution_practice/index_en.htm (2013).
- Fossum, M., et al. Minced skin for tissue engineering of epithelialized subcutaneous tunnels. Tissue Engineering. Part A. 15, 2085-2092 (2009).
- Fossum, M., et al. Minced urothelium to create epithelialized subcutaneous conduits. The Journal of Urology. 184, 757-761 (2010).
- Reinfeldt Engberg, G., Lundberg, J., Chamorro, C. L., Nordenskjold, A., Fossum, M. Transplantation of autologous minced bladder mucosa for a one-step reconstruction of a tissue engineered bladder conduit. BioMed Research International. 2013, 212734(2013).
- Meek, C. P. Successful microdermagrafting using the Meek-Wall microdermatome. Am J Surg. 96, 557-558 (1958).
- Tanner, J. C., Vandeput, J., Olley, J. F. The Mesh skin graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 34, 287-292 (1964).
- Svensjo, T., et al. Autologous skin transplantation: comparison of minced skin to other techniques. The Journal of Surgical Research. 103, 19-29 (2002).
- Ajalloueian, F., Zeiai, S., Rojas, R., Fossum, M., Hilborn, J. One-stage tissue engineering of bladder wall patches for an easy-to-use approach at the surgical table. Tissue Engineering. Part C, Methods. 19, 688-696 (2013).
- Engelhardt, E. M., et al. A collagen-poly(lactic acid-co-varepsilon-caprolactone) hybrid scaffold for bladder tissue regeneration. Biomaterials. 32, 3969-3976 (2011).
- Brown, R. A., Wiseman, M., Chuo, C. B., Cheema, U., Nazhat, S. N. Ultrarapid engineering of biomimetic materials and tissues: fabrication of nano- and microstructures by plastic compression. Adv Funct Mater. 15, 1762-1770 (2005).
- Fumagalli Romario, U., Puccetti, F., Elmore, U., Massaron, S., Rosati, R. Self-gripping mesh versus staple fixation in laparoscopic inguinal hernia repair: a prospective comparison. Surg Endosc. 27, 1798-1802 (2013).
- Muangman, P., et al. Complex Wound Management Utilizing an Artificial Dermal Matrix. Annals of Plastic Surgery. 57, 199-202 (2006).
- Ajalloueian, F., Zeiai, S., Fossum, M., Hilborn, J. G. Constructs of electrospun PLGA, compressed collagen and minced urothelium for minimally manipulated autologous bladder tissue expansion. Biomaterials. 35, 5741-5748 (2014).
- Orabi, H., AbouShwareb, T., Zhang, Y., Yoo, J. J., Atala, A. Cell-seeded tubularized scaffolds for reconstruction of long urethral defects: a preclinical study. Eur Urol. 63, 531-538 (2013).
- Blais, M., Parenteau-Bareil, R., Cadau, S., Berthod, F. Concise review: tissue-engineered skin and nerve regeneration in burn treatment. Stem Cells Transl Med. 2, 545-551 (2013).
- Serpooshan, V., Muja, N., Marelli, B., Nazhat, S. N. Fibroblast contractility and growth in plastic compressed collagen gel scaffolds with microstructures correlated with hydraulic permeability. J Biomed Mater Res A. 96, 609-620 (2011).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
