Hier presenteren we een muizenmodel van arterioveneuze fistel (AVF) falen waarin een klinisch relevante anastomotische configuratie is opgenomen. Dit model kan worden gebruikt om de pathofysiologie te bestuderen en mogelijke therapeutische interventies te testen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
A Novel muizenmodel van fistel Failure: de chirurgische procedure in detail
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De arterioveneuze fistel (AVF) lijdt nog steeds aan een hoog aantal mislukkingen veroorzaakt door onvoldoende remodellering en intimale hyperplasie waarvan de exacte pathofysiologie onbekend blijft. Om de pathofysiologie te ontrafelen, werd een muismodel van AVF-mislukking ontwikkeld waarin de configuratie van de anastomose lijkt op de voorkeurssituatie in de klinische setting. Er werd een model beschreven waarin een AVF wordt gecreëerd door het veneuze uiteinde van de tak van de externe halsslagader te verbinden met de zijkant van de gewone halsslagader met behulp van onderbroken hechtingen. Op histologisch niveau observeerden we progressieve stenotische intimale laesies in de veneuze uitstroombaan die ook worden gezien in mislukte humane AVF's. Hoewel deze procedure technisch uitdagend kan zijn vanwege de kleine afmetingen van het dier, konden we na voldoende training een chirurgische succespercentage van 97% behalen. Het grote voordeel van een muismodel is de beschikbaarheid van transgene dieren. Gezien de verschillende voorgestelde mechanismen die verantwoordelijk zijn voor AVF-mislukking, kan het uitschakelen van genen die een rol kunnen spelen in vasculair remodelleren ons helpen de complexe pathofysiologie van AVF-mislukking te ontrafelen.
Inleiding
Een functionele vasculaire toegang conduit is van vitaal belang voor patiënten met nierfalen die afhankelijk zijn van chronische hemodialyse in leven te blijven. De bouw van een arterioveneuze fistel (AVF) is op dit moment de beste keuze voor vasculaire toegang. Echter, AVF complicaties vormen een belangrijke oorzaak van morbiditeit bij patiënten op chronische hemodialyse. Ondanks uitgebreid wetenschappelijke inspanningen, geen enkele nieuwe benaderingen AVF toegangsgerelateerde complicaties resulteerde in een substantiële verbetering van AVF duurzaamheid. Uit deze teleurstellende vooruitgang betreft onvolledige kennis van de onderliggende pathofysiologie van hemodialyse toegang falen.
Om de pathofysiologie van AV toegang falen, diermodellen dat de menselijke pathologie nauw nabootsen ontrafelen van het grootste belang. In dit verband naast de diersoort ook de anastomotische plek, de gewenste anti-coagulatie therapie en de duur van opvolging na surgery moet rekening worden gehouden met 1. Terwijl de grote dieren zijn het meest geschikt voor interventiestudies gericht op nieuwe therapeutische strategieën te ontwikkelen, muismodellen hebben het grootste potentieel om meer inzicht te krijgen in de moleculaire mechanismen die ten grondslag liggen AV toegang falen te krijgen als gevolg van de beschikbaarheid van transgene muizen. Bovendien kan een groot aantal muizen worden gebruikt voor dit doel tegen lagere kosten in vergelijking met grotere dierlijk gebruik.
De eerste muizenmodel van AVF falen is in 2004 beschreven door Kwei en et al. 2 In dit model werden AVFs geconstrueerd met behulp van de halsslagader en de halsader in een end-to-end wijze met een intravasculaire katheter. Dit model zou nuttig vroege veneuze aanpassingsmechanismen in AVFs bestuderen hoewel het end-to-end configuratie en de aanwezigheid van een intravasculaire katheter de geldigheid van dit model voor menselijke AVFs beperken. Een verbeterd AVF model werd geïntroduceerd door Castier en et al. 3 waarin het uiteinde vande halsslagader wordt verbonden met de zijkant van de halsader. Echter, AVFs bij hemodialysepatiënten zijn meestal vervaardigd door anatomizing eind een ader aan de zijkant van een slagader. De exacte configuratie van de AVF is een essentieel kenmerk van een AV toegangsmodel aangezien het hemodynamische profiel binnen het kanaal 4 bepaalt. Dit laatste is een belangrijke bijdrage aan dysfunctie en verdere ontwikkeling van intimale hyperplasie (IH) 5 endotheel.
Een nieuw muizenmodel werd onlangs ontwikkeld met dezelfde anatomische configuratie zoals gebruikt bij mensen 6. In dit model, AVF ontstaan in C57BL / 6 muizen door anastomose na een tak van de externe halsader aan de zijkant van de halsslagader met onderbroken hechtingen. In het onderhavige document, onderzoeken we de microchirurgische procedure van dit model teneinde het wijdverspreide gebruik van dit muismodel gericht vergemakkelijken de complexe pathofysiologie ontrafelenhemodialyse toegang mislukking.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle experimenten zijn goedgekeurd door het comité voor dierenwelzijn van het Leids Universitair Medisch Centrum.
1. Bereiding van het dier en anesthesie
- Anesthesiseer de muis (1-3 maanden oud) in een continue anesthesie-inductiekamer gevuld met 3-4% isofluraan.
- Scherp de ventrale kant van de nek en de binnenkant van de linker bovenbeen met een elektrische scheerapparaat en gebruik een stukje tape om het haar te verwijderen.
- Breng oogzalf aan op beide ogen.
- Plaats het dier op de verwarmde deken waarop de neusbeademingsmasker is bevestigd. Bevestig het hoofd aan de neusmasker met plakband.
- Breng isofluraan toe met een concentratie van 1,5-2,0% met behulp van zuurstofverrijkte lucht ingesteld op de volgende stroom: lucht 0,3 L/min, 100% zuurstof 0,2 L/min. Prik in de huid tussen de tenen om de diepte van de anesthesie te beoordelen en pas de concentratie van isofluraan indien nodig aan.
- Bevestig het dier aan de verwarmde deken met plakband op alle ledematen die op ongeveer 37 °C staat in een rugligging.
- Injecteer buprenorfine opgelost in natriumchloride (NaCl) 0,9% met een dosering van 0,1 mg/kg samen met 0,5 ml van steriele NaCl 0,9% subcutaan in de flank van het dier.
- Breng chloorhexitidine tinctuur 0,5% aan op het voorbereide gebied.
2. Huid incisie
- Plaats het dier onder de microscoop met zijn hoofd naar de chirurg toe.
- Maak een longitudinale incisie van ongeveer 1,5 cm in de middenlijn van de ventrale nek met behulp van een micro schaar.
- Pak de speekselklieren met een pincet en verplaats de rechter speekselklier craniaal totdat deze gedeeltelijk buiten de wond is.
3. Dissecere en bereid de ader
- Identificeer en dissecteer de dorsomediale tak van de rechter externe halsslagader volledig van zijn perivascular weefsel door het te spreiden net naast en in de richting van het bloedvat.
- Plaats een lus (10,0 naald) rond de gedissecteerde ader en breng een knoop aan zonder deze te vergrendelen.
4. Verwijderen van de sternocleidomastoid spier
- Gebruik een pincet om de rechter sternocleidomastoid spier van zijn omgeving te dissecteren door het langs de rand te spreiden. Plaats een paar open pincetten onder de geïsoleerde spier en lig deze proximal en distaal af met een 6,0 naald. Vervolgens, verwijder de spier met behulp van een cauterisatieapparaat.
5. Dissecere en bereid de gemeenschappelijke halsslagader
- Identificeer en dissecteer de rechter gemeenschappelijke halsslagader met behulp van een pincet. Plaats een 6,0 naalddraad rond de slagader om de manipulatie van de slagader te vergemakkelijken.
- Breng vaatklemmen zo distaal en proximaal mogelijk aan.
- Maak een longitudinale incisie in het midden van de slagader van ongeveer 1 mm met behulp van de gespecialiseerde micro schaar.
- Spoel de slagader met een heparine oplossing [100 IE/ml] totdat het vat bloedvrij is.
- Meet en pas de lengte van de incisie indien nodig aan om de breedte van de vaatklamp [1,1 mm] te matchen.
6. Ligatie van de ader
- Breng een vaatklamp proximal van de reeds voorbereide ader aan en breng een naalddraad rond de ader aan.
- Breng zachte caudale tractie toe aan de ader met behulp van een hemostaat dat op de naalddraad is geplaatst en lig de ader zo distaal mogelijk af met behulp van de 10,0 naald die eerder is geplaatst.
- Snij de ader met behulp van een schaar net proximal van de ligatie.
- Gebruik een vaatklem om voorzichtig het lumen van de ader te openen en spoel het met een heparine oplossing [100 IE/ml].
7. Creatie van anastomose deel 1
- Verbind de ader met de slagader met een ononderbroken naald (10,0) met behulp van 2 vierkante knopen op de twaalf uur positie gevolgd door een naald op de zes uur positie. Zorg ervoor dat de ader wordt verbonden met de slagader zonder dat deze rond zijn eigen as kan draaien. Draai het dier om de chirurgische zichtbaarheid te verbeteren.
- Plaats een naalddraad rond de ader en breng zachte laterale tractie toe met behulp van een hemostaat.
- Gebruik dezelfde ononderbroken naalden om de anastomose te voltooien door ongeveer 3-4 extra naalden te plaatsen op de zichtbare ventrale zijde van de anastomose.
8. Heparine toediening
- Roteer de verwarmde deken 180° en focus de microscoop op het linker bovenbeen.
- Identificeer het femorale vat/zenuwbundel door te zoeken naar een vasculaire structuur die longitudinaal in het mediale deel van het bovenbeen loopt en door de huid zichtbaar is. Maak een incisie met de micro schaar van ongeveer 1 cm direct boven de femorale ader in lengterichting.
- Disseceer voorzichtig het perivascular weefsel van de femorale ader en injecteer heparine in een dosis van 0,2 IE/g lichaamsgewicht in de femorale ader.
9. Creatie van anastomose deel 2
- Keer terug naar het nekgebied en verwijder de naalddraad die rond de ader
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Na het aanleggen van de anastomose (Figuur 1) moet de doorgankelijkheid worden beoordeeld door het veneuze uitstroomkanaal kortstondig af te sluiten met een vasculair pincet. Wanneer de anastomose doorgankelijk is, moet het vasculaire traject proximaal van de occlusie duidelijk op een pulserende wijze uitzetten. Daarnaast wordt de doorgankelijkheid bevestigd met nabij-infraroodfluoroscopie (NIRF), wat effectief functioneert als een angiografie (Figuur 2). Een fout in de chirurgische proc...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De AVF wordt beschouwd als de Achilleshiel in hemodialysebehandeling. Helaas lijdt de AVF nog steeds aan een hoog aantal falen8-10. Ondanks uitgebreid onderzoek naar de onderliggende mechanismen, blijft de exacte pathofysiologie onbekend. Er zijn al talrijke muismodellen voor AVF-falen beschreven in de literatuur2,3,11,12. Geen van deze modellen bevat echter een veneuze uiteinden naar arteriële zijde anastomoseringsconfiguratie die het meest wordt gebruikt in de klinische situatie. Dit is erg releva...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
Deze studie werd ondersteund door een subsidie van de Nederlandse Nierstichting (KJPB 08.0003).
Carolien Rothuizen wordt erkend voor haar bijdrage aan het onderzoek. Hoang Pham wordt erkend voor zijn assistentie met de pathologische werkzaamheden.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Dissecting microsocpe | Leica | M80 | |
| Forceps | Medicon | 07.61.25 | |
| Vascular forceps | S&T | JFL-3D.2 | |
| Vascular forceps | S&T | D-5a.2 | |
| Forceps | Roboz | SS/45 | |
| Micro scissor 5 mm blade | Fine science tools | 15000-08 | |
| Micro scissor 2 mm blade | Fine science tools | 15000-03 | |
| Scissor | Medicon | 05.12.21 | |
| Clip applier 1 | S&T | CAF-4 | |
| Vascular clamp 1 | S&T | B-1V | |
| Clip applier 2 | BBraun | FE572K | |
| Vascular clamp 2 | BBraun | FE740K | |
| Hemostatic forceps | BBraun | BH110 | |
| 10.0 sutures | BBraun | G1117041 | |
| 6.0 sutures | BBraun | 768464 | |
| Cauterizer | Fine science tools | 18010-00 | |
| Needle holder | Medicon | 11.82.18 | |
| Ocular ointment | Pharmachemie | 41821101 | |
| Chlorhexidine tincture 0,5% | Leiden University Medical Center | NA | |
| Heparin | Leo Pharma | 012866-08 | |
| Buprenorphin | RB Pharmaceuticals | 283732 | |
| Isoflurane | Pharmachemie | 45,112,110 | |
| Anesthesia mask | Maastricht university | custom made | |
| Midazolam | Actavis | AAAC6877 | |
| Dexmedetomidine | Orion | 141-267 | |
| Fentanyl | Bipharma | 15923002 | |
| Continuous anaesthetic induction chamber | Vet-tech solutions | AN010R |
Referenties
- Rotmans, J. I. Animal Models for Studying Pathophysiology of Hemodialysis Access. The Open Urology & Nephrology Journal. 7, 14-21 (2014).
- Kwei, S., et al. Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice. Am.J.Pathol. 164 (1), 81-89 (2004).
- Castier, Y., et al. Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model. Kidney Int. 70 (2), 315-320 (2006).
- Krishnamoorthy, M. K., et al. Hemodynamic wall shear stress profiles influence the magnitude and pattern of stenosis in a pig AV fistula. Kidney Int. 74 (11), 1410-1419 (2008).
- Ene-Iordache, B., Cattaneo, L., Dubini, G., Remuzzi, A. Effect of anastomosis angle on the localization of disturbed flow in 'side-to-end' fistulae for haemodialysis access. Nephrol. Dial. Transplant. 28 (4), 997-1005 (2013).
- Wong, C. Y., et al. Vascular remodeling and intimal hyperplasia in a novel murine model of arteriovenous fistula failure. J.Vasc.Surg. 59 (1), 192-201 (2014).
- Rekhter, M., Nicholls, S., Ferguson, M., Gordon, D. Cell proliferation in human arteriovenous fistulas used for hemodialysis. Arterioscler. Thromb. 13 (4), 609-617 (1993).
- Falk, A. Maintenance and salvage of arteriovenous fistulas. J. Vasc. Interv. Radiol. 17 (5), 807-813 (2006).
- Tordoir, J. H., et al. Prospective evaluation of failure modes in autogenous radiocephalic wrist access for haemodialysis. Nephrol. Dial. Transplant. 18 (2), 378-383 (2003).
- Dixon, B. S., Novak, L., Fangman, J. Hemodialysis vascular access survival: upper-arm native arteriovenous fistula. Am. J. Kidney Dis. 39 (1), 92-101 (2002).
- Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. The mouse arteriovenous fistula model. J. Vasc. Interv. Radiol. 20 (7), 946-950 (2009).
- Kang, L., et al. Regional and systemic hemodynamic responses following the creation of a murine arteriovenous fistula. Am. J. Physiol Renal Physiol. 301 (4), F845-F851 (2011).
- Wong, C. Y., et al. Elastin is a key regulator of outward remodeling in arteriovenous fistulas. Eur. J. Vasc. Endovasc. Surg. 49 (4), 480-486 (2015).
- Kennedy, R., et al. Does renal failure cause an atherosclerotic milieu in patients with end-stage renal disease. Am. J. Med. 110 (3), 198-204 (2001).
- Cheung, A. K., et al. Atherosclerotic cardiovascular disease risks in chronic hemodialysis patients. Kidney Int. 58 (1), 353-362 (2000).
- Lee, T., et al. Severe venous neointimal hyperplasia prior to dialysis access surgery. Nephrol. Dial. Transplant. 26 (7), 2264-2270 (2011).
- Kokubo, T., et al. CKD accelerates development of neointimal hyperplasia in arteriovenous fistulas. J. Am. Soc. Nephrol. 20 (6), 1236-1245 (2009).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
