De amyloid-β (Aß) -injected diermodel kan de toediening van een bepaalde hoeveelheid en de soort van Ap-fragmenten en vermindert de individuele verschillen binnen elke studiegroep. Dit protocol beschrijft de intracerebroventriculaire (ICV) injectie van Ap zonder stereotactische instrumenten, waardoor de productie van Alzheimer-achtige gedragsafwijkingen bij normale muizen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Intracerebroventriculaire Injectie van amyloid-β peptiden in normale muizen om acuut induceren Alzheimer-achtige cognitieve tekorten
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Amyloid-β (Aβ) is een belangrijk pathologisch mediator van zowel familiaire als sporadische Alzheimer's disease (AD). In de hersenen van AD-patiënten wordt een progressieve accumulatie van Aβ oligomeren en plaques waargenomen. Men gelooft dat dergelijke Aβ-afwijkingen lange-termijn potentiëring blokkeren, de synaptische functie beïnvloeden en cognitieve tekorten induceren. Klinisch en experimenteel bewijs heeft onthuld dat de acute toename van Aβ niveaus in de hersenen de ontwikkeling van Alzheimer-achtige fenotypes mogelijk maakt. Daarom is in veel gevallen een gedetailleerd protocol noodzakelijk dat beschrijft hoe men acuut een AD-muismodel kan genereren via de intracerebroventriculaire (ICV) injectie van Aβ. In dit protocol zijn de stappen van het experiment met een Aβ-geïnjecteerde muis opgenomen, van de bereiding van peptiden tot het testen van gedragsafwijkingen. Het proces van het voorbereiden van de gereedschappen en dierproeven vóór de injectie, van het injecteren van de Aβ in de muizenhersenen via ICV-injectie, en van het beoordelen van de mate van cognitieve beperking worden gemakkelijk uitgelegd in het hele protocol, met een nadruk op tips voor effectieve ICV-injectie van Aβ. Door bepaalde aspecten van AD na te bootsen met een gespecificeerde injectie van Aβ, kunnen onderzoekers het verouderingsproces omzeilen en zich concentreren op de neerwaartse pathologie van Aβ-afwijkingen.
Inleiding
Aangezien amyloid-β (Aß) is een pathologische kenmerk van de ziekte van Alzheimer (AD) is de ontwikkeling van AD diermodellen gericht op neurale overexpressie van AB. Omdat mutaties in amyloïde precursor proteïne (APP) of preseniline (PS) leiden tot verstoring van AB evenwicht en uiteindelijk tot de pathogenese van familiale AD 1, hebben muismodellen met APP of PS genmutaties algemeen aanvaard. Onder de brede waaier van transgene muizen, prototypische muismodellen onder meer de volgende: Tg2576, PDAPP, APP / PS1 en APP23. In de hersenen, deze muizen vertonen in het algemeen Ap-aggregatie en uiteindelijk seniele plaques; plaquevorming volgt significante cognitieve stoornissen zodat zij vertonen slechte prestaties in gedragstesten van leren en geheugen. Het genereren van transgene muizen die natuurlijk nabootsen menselijke AD pathologie heeft aldus bijgedragen aan AD Onderzoeksvereniging door ons om de progressie van de di bewakenSease. Echter, transgene muizen oneconomisch en tijdrovend omdat het maanden voordat de muizen Ap-plaques en zelfs langer Aß-geïnduceerde synaptische of gedragsafwijkingen 2,3 vertonen. Oorspronkelijk ontwikkeld als alternatief voor de tekortkomingen van transgene muismodellen overwinnen, zijn niet-transgene modellen ook vaak gebruikt vanwege hun verschillende voordelen. Pathogenen geïnduceerde AD modellen kunnen worden geproduceerd door de directe injectie van Ap in de hersenen, terwijl AD-achtige cognitieve tekorten ook worden veroorzaakt door andere chemische en fysische middelen-zoals de injectie van neurotoxische verbindingen zoals scopolamine, de inductie van laesies cognitie-gerelateerde gebieden, zoals de hippocampus, of door het corticale schade 4. Echter, de niet-pathogene inductie van cognitieve stoornissen niet nauwkeurig de fundamentele pathofysiologie van AD; In plaats daarvan bootst alleen de symptomatische resultaten. Daarentegen een door pathogenen geïnduceerde AD model, de A46; -injected muismodel, kan niet alleen laten zien AD-achtige gedragsafwijkingen maar kan ook Ap pathologie, het gemeenschappelijk kenmerk gedeeld door familiale en sporadische AD vertonen.
Ondanks de beperkte Ap-plaques te visualiseren in het hersenweefsel, het grootste voordeel van de Aß-geïnjecteerde model dat het aantrekkelijk maakt voor AD onderzoek is controleerbaarheid. Onderzoekers kunnen onkruid uit de individuele verschillen in muismodellen die kunnen leiden tot foutieve gegevens in drugsgerelateerde studies. Tijdige behandeling geneesmiddel wordt geactiveerd afhankelijk van het mechanisme van het testgeneesmiddel; uit te werken, kan een remmer van Ap-aggregatie worden toegepast voor de injectie van Ap. Daarnaast kunnen onderzoekers veronderstellen dat de pathogene transformatie die ontstaat na Aß injectie wordt afgeleid van het Ap belichting omdat andere factoren strak gecontroleerd, met inbegrip van individuele verschillen.
In dit protocol, een levendige beschrijving van how met een AD-achtige fenotype in normale muizen via AB intracerebroventriculaire (ICV) injectie te induceren zonder stereotactische instrumenten wordt gepresenteerd. Het minimaliseren inbrengen veroorzaakte schade aan hersenweefsel is essentieel om de mogelijkheid van structurele schade en letsel-geïnduceerde ontsteking te voorkomen. Een gebrek aan vaardigheid in muiswerkzaamheden leidt tot onverwachte neuronale schade. Bovendien technieken die de geschikte hoek en diepte ervan tijdens de injectie te bereiken zijn vooral belangrijk regelmatig fouten omzeilen. Naast een gedetailleerde uitleg van de levendige ICV injectie wordt de betrouwbaarheid van het model door het volgende protocol ook geïllustreerd in de volgende paragrafen. Het volgende protocol kan een betrouwbare en gemakkelijk te begrijpen instrument dat bijdraagt aan AD onderzoek, waardoor een kapstok die uiteindelijk kunnen leiden tot een betekenisvolle ontdekking AD samenleving.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle dierlijke experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de National Institutes of Health Guide voor de Zorg en gebruik van proefdieren uitgevoerd (NIH Publications No. 8023, herzien 1978) en met de Animal Care en gebruik Comite van de Institutional Animal Care en gebruik Comite van KIST (Seoul, Korea).
1. Dierlijke Voorbereiding
- Bereid een groep van 7 weken oude mannelijke ICR-muizen (of C57BL / 6).
- Laat de muizen gaan door middel van een acclimatisatie proces voor 3-7 dagen na het transport naar homeostase te herstellen. In het algemeen, plaats een groep van 4-5 muizen per kooi en onderhouden bij 22-23 ° C en 40% vochtigheid, met een 12/12 uur licht / donker cyclus. Zorg voor water en voedsel ad libitum.
Opmerking: de acclimatisatie proces is van cruciaal belang voor het herstel van de stress van de scheepvaart en de aanpassing aan nieuwe huisvesting, voedsel, water toe te staan, en geur, evenals een nieuwe kooi en licht cyclus. In dit experiment werden de muizen ondergebracht in individueel geventileerde kooien (IVCs) zich in het Specifieke Pathogeen Vrije (SPF) grade faciliteit - Weeg elke muis zijn exclusief onderwerpen waarvan het gewicht afwijkt ± 10% van het gemiddelde.
- de proefpersonen in twee groepen: een aan het voertuig geïnjecteerde groep (AB (-)) en een Aß-geïnjecteerde groep (Ap (+)). Indien het experiment is om de werkzaamheid van een bepaalde kandidaat-geneesmiddel te testen, verdelen de muizen in vier groepen: (1) AB (-) / drug (-), (2) Ap (-) / geneesmiddel (+), (3) Ap (+) / drug (-) en (4) Ap (+) / geneesmiddel (+).
2. Peptide Aß Voorbereiding
- Behandel de Aß peptiden verkregen door chemische synthese of 5 uit commerciële bronnen, met voorgekoeld 1,1,1,3,3,3-hexafluor-2-propanol (HFIP) alle aggregaten ontbinden en de peptiden homogene 6 maken .
- Ultrasone trillingen het Ap / HFIP oplossing in een waterbad ultrasoonapparaat gedurende 5 minuten (bij kamertemperatuur), zacht vortex en incubeer de oplossing gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur. Verwijder de HFIP volledig door indampen met stikstofen opslaan van de homogene Aß bij -80 ° C tot gebruik.
- Bereid het Ap monomeren: (. 100 uM AB, 10% DMSO, 90% PBS) maken 1mM AB dimethylsulfoxide (DMSO) voorraad en verdun het 10-voudig in fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS)
- Bereid Aß oligomeren.
- Incubeer de Aß monomeeroplossing (met AB (1-42) en Aß (1-40)) (stap 2,2.) Bij 37 ° C gedurende 3 of 7 dagen, respectievelijk.
- Plaats het Ap oplossing in een afgesloten buis in een ritssluiting zak met een natte papieren handdoek om een vochtige omgeving om waterverdamping tijdens de incubatieperiode te voorkomen.
- Bevestigen Aß oligomeren bereid via natriumdodecylsulfaat-polyacrylamidegelelektroforese (SDS-PAGE) met foto-geïnduceerde verknoping van eiwitten ongemodificeerde 6.
- Bereid een PBS-oplossing bevattende 10% DMSO voor het voertuig ICV injectie.
3. Spuit Voorbereiding
- Bereid een micro met een 26 G roestvrijstalen naald voor ICV injectie.
- Steriliseer het spuit in autoclaaf met alle andere apparatuur die wordt gebruikt voor chirurgische procedure. Na de autoclaaf, plaats het apparaat onder UV licht gedurende 20 minuten.
- Wikkel de naald van de injectiespuit met Parafilm de lengte aan te passen aan 3,8 mm om maximale nauwkeurigheid in de diepte van de injectie in de hersenen (Figuur 1A) mogelijk. (Voor B6 muizen, aan te passen injectienaald tot 3,6 mm).
Opmerking: De compressie van de Parafilm leidt tot de diepte van de injectie dan 3,6 mm ventraal. Om de Parafilm voorkomen dat samengedrukt tijdens de naald inbrengen, dichtbevolkte wikkel de naald meerdere keren. - Was de binnenruimte van de spuit met 70% ethanol, tweemaal.
- Ultrasone trillingen de spuit en de naald in een waterbad ultrasoonapparaat gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur.
- Was de binnenruimte van de spuit met 70% ethanol, tweemaal.
- Spoel de spuitmet gedestilleerd water en droog het volledig in een zuurkast langer dan 30 min. Laat de schone spuit onder UV licht gedurende 20 minuten voordat het Aß injectie.
4. Ap-geïnjecteerde muismodel Voorbereiding
Let op: Maak het veld werkende met een desinfecterend middel om steriele omstandigheden te handhaven en steriliseren alle chirurgische instrumenten voor de ICV injectie met behulp van 70% ethanol en UV-blootstelling.
- Verdoven de muis door intraperitoneale injectie van een mengsel van xylazine (20 mg / kg) en tiletamine HCl / zolazepam HCl (80 mg / kg) vóór ICV injectie. Plaats de muis op een warme mat om zijn lichaamstemperatuur te handhaven, terwijl verdoofd en bevestig adequate anesthesie door het beoordelen van de voet-pinch reactie.
- Breng een steriel PBS daalt tot beide ogen cornea droog tijdens de procedure (figuur 1B) te voorkomen.
- Bereid twee spiegels door het tekenen van meerdere rechte verticale lijnen op het oppervlak in het geval van difficulty injecteren van de spuit loodrecht.
- Plaats een spiegel (M1) naast het lichaam van de muis en de andere (M2) voor het weg. Blijf M1 evenwijdig aan de denkbeeldige middellijn tussen de twee ogen van de muis en regelen M2 loodrecht op M1, zodat de twee vlakken vormen een hoek van 90 ° (figuur 1C). Plaats M1 aan de linkerkant van de muis als de onderzoeker rechtshandig is. Plaats M1 aan de rechterzijde van de muis als de onderzoeker is linkshandig.
- Spray 70% ethanol op het midden van het voorhoofd van de muis en wrijf het met droge wattenstaafjes. Niet te groot van een gebied van het voorhoofd te voorkomen verlagen van de lichaamstemperatuur door verdamping van de alcohol bevochtigen.
- Veeg hetzelfde gebied op het voorhoofd met 2% chloorhexidine-oplossing met behulp van een schone wattenstaafjes. Herhaal scrubbings met alcohol en chloorhexidine voor in totaal drie keer per.
Opmerking: Zo nodig scheren haren op het voorhoofd van de muis om de moge minimaliserenheid van verontreiniging - Lokaliseren bregma.
- Met duim en wijsvinger, stevig houd de huid van het voorhoofd, direct boven de twee ogen in de mate dat beide ogen uitsteken. Sleep de huid terug naar het voorhoofd strak te maken en de schedel bewegingen onder de huid te minimaliseren.
- Vormen een onzichtbare driehoek met drie toppen toewijzen: de twee ogen van de muis en het punt waar de duim en wijsvinger samenkomen, de bregma. (Figuren 1B, Rode pijl: bregma)
- Zoek het injectiepunt met een meetlint: -1,0 ± 0,06 mm achter bregma, 1,8 ± 0,1 mm lateraal van de pijlnaad, en 2,4 mm in de diepte (figuur 1D, blauwe sterren: injectie punten in elk halfrond). (Voor B6 muizen: -0,9 mm posterior, 1,7 mm lateraal, en 2,2 mm diep)
- Vul de spuit met 10 pi Ap oplossing of voertuig met overtollige oplossing om onbedoelde lucht injectie te vermijden.
- Plaats de spuit bij The injectie punt (beschreven in protocol 4.7). Maak de injectiespuit loodrecht op het vlak van injectiepunt. Align weerspiegelde beelden van de spuit in beide spiegels met de getekende lijnen op de spiegels een vaste perspectief (figuur 1C).
- Begin met het inbrengen van de naald totdat de parafilm wikkelen de huid bereikt.
- Houd de hand die spuit stabiel en het gebruik van andere hand om 5 ul van het Ap oplossing of het voertuig te injecteren, langzaam over 5 sec zonder te pauzeren. Zorg ervoor dat de spuit blijft loodrecht in. Na de injectie, wacht 3-5 seconden alvorens de injectiespuit diffusie.
- Ervan uitgaande dat de oorspronkelijke positie driehoek uitoefenen matige druk aan de schedel te beschermen tegen onnodige bewegingen. Verwijder de injectiespuit zonder kantelen.
- Plaats het Ap-geïnjecteerde muis op warme pad voor herstel en haar borstligging behouden. Laat de muis niet onbeheerd achter totdat hij bijkomt en niet de m niet terugOuse tot een kooi die niet-chirurgische muizen totdat deze volledig is hersteld.
- Was de injectiespuit volgens stap 3,3-3,6.
- Postoperatief toezicht op de mobiliteit van de muizen en controleren of er geen tekenen van infectie of ziekte bij de muizen gedurende 5-7 dagen.
Figuur 1. Ap Injectie in de ICV regio (A) Parafilm-verpakte naald in vergelijking met een ongewijzigde injectienaald.; (B) PBS valt op ogen om uitdroging te voorkomen; de driehoek gevormd op het voorhoofd van muis met de duim, wijsvinger en de twee ogen van de muis en de denkbeeldige middellijn gelijke afstand van elk oog; (C) twee spiegels (M1 en M2) met meerdere verticale lijnen getrokken op de oppervlakken staan loodrecht injectie van de naald; (D) de driehoek met de injectie punten, indicated als blauwe sterren (-1,0 ± 0,06 mm van bregma en 1,8 ± 0,1 mm sagittally) op elk halfrond van de muis; Groene pijl: parafilm, Rode pijl: bregma Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
5. Bevestiging van Ap Injection door Y-doolhof en Brain Analyses
- Beoordelen van het werkgeheugen van Ap-geïnjecteerde muizen door Y-doolhof testen 3,7,8
- Wacht 3 dagen na de injectie voor het ontstaan van geheugenstoornissen.
- Voer de Y-doolhof tests met een zwarte plastic doolhof met drie identieke armen label A, B en C, die elk vertakt in een 120 ° hoek vanaf het centrum van de doolhof (breedte x lengte x hoogte 10 cm x 40 cm x 12 cm).
- Plaats een muis aan het begin arm (arm A) en laat het onderwerp van het doolhof vrij te verkennen voor 8 min.
- Meet het aantal inschrijvingen in elke arm en het berekenen van de alternatie tarief van elk onderwerp 3,9.
- Direct onderzoeken postmortem hersenen om te controleren of de injectie gericht op de regio ICV gepast.
- Verdoven van de muis volgens dezelfde procedure zoals beschreven in paragraaf 4.1. offeren dan de muis door cervicale dislocatie.
- Onthoofden de muis en verwijder de huid aan de schedel bloot te leggen met behulp van chirurgische schaar. Verwijder weefsel en spieren van de schedel.
- Bezuinigen op de lambdoïde hechtdraad (tussen de pariëtale en interparietal botten) zonder schade aan de hersenen. Verwijder het achterhoofd en interparietal botten, dan is de pariëtale en frontale botten. Verwijder de schedelbot behulp van een tang en isoleren van de hersenen uit de schedel door het optillen van de hersenvliezen.
- Was de hersenen in gekoeld steriele zoutoplossing en snijd de ICV gebied van de hersenen in het frontale richting met een chirurgisch mes (figuur 2).
- Bevestig de injectie regio op basis van het spoor van de naald inbrengen op dehersenweefsel (figuur 2). Controleer of de naald spoor een van de ventrikels heeft bereikt. Als de naald sporen niet of passeren de ventrikels, exclusief de gegevens van dat onderwerp uit de analyse van de experimentele resultaten.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Dit gedeelte toont voorbeelden van de resultaten die kunnen worden verkregen door de bevestiging van Ap-aggregatie en Y-doolhof beoordeling van tekorten geheugen. Met de volledige lengte Aß (1-42) peptide van 42 aminozuren, mengsel van Ap monomeren, oligomeren en fibrillen (figuur 3) geproduceerd. Door HFIP-geïnduceerde monomerisatie stap werden relatief homogene monomeren (baan B) verkregen. Na 7 dagen incubatie verschillende maten van Ap-aggregaten (baan C) ontwikkeld....
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De belangrijkste stap in dit protocol is de ICV injectie van Ap. Dit protocol is ontworpen om Ap te injecteren in het gebied van ICV muizen zonder stereotactische instrumenten 11,12. Voordat u begint met een experiment, moet een voorafgaande periode van de praktijk injecties met een blauwe kleurstof in plaats van Ap plaatsvinden om voldoende vaardigheid te bereiken. Direct na de injectie moet worden nagegaan of het pigment injectie correct is uitgevoerd. Verwijder voorzichtig de hersenen en controleer of de j...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
Dit onderzoek werd gesteund door een subsidie van de Korea Health Technology R & D Project door de Korea Health Industry Development Institute (KHIDI), gefinancierd door het ministerie van Volksgezondheid en Welzijn, de Republiek Korea (subsidie nummer: H14C04660000).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| ICR muis | Orientbio | mannetje, 6-8 weken, 27-29 g lichaamsgewicht | |
| C57BL/6 muis | Orientbio | mannetje, 6-8 weken, 21-23 g lichaamsgewicht | |
| Amyloid-beta1-42 | interne synthese | voorraadconcentratie: 1 mM/DMSO, geïnjecteerde concentratie: 100 μM/10% DMSO en 90% PBS | |
| ICV injectiespuit (26s gauge) | Hamilton | 80308 | |
| Evans blauwe kleurstof (EBD) | abcamBIochemicals | ab120869 | 1% EBD in PBS |
| DMSO | Sigma | D2650 | |
| PBS | gibco | 10010-023 | |
| Gradi-GelTM II Gradient PAGE Analyse Kit | ELPiS Biotech | EBS-1056 | 15% Gel |
| Precision Plus ProteinTM Dual Xtra Standaarden | Bio-Rad | 161-0377 | |
| Silver-Staining Kit | GE-Healthcare | 17-1150-01 | |
| LabDiet | Orientbio | 5053 |
Referenties
- Kam, T. I., Gwon, Y., Jung, Y. K. Amyloid beta receptors responsible for neurotoxicity and cellular defects in Alzheimer's disease. Cell Mol Life Sci. 71, 4803-4813 (2014).
- Elder, G. A., Gama Sosa, M. A., De Gasperi, R. Transgenic mouse models of Alzheimer's disease. Mt Sinai J Med. 77, 69-81 (2010).
- Bryan, K. J., Lee, H., Perry, G., Smith, M. A., Casadesus, G. Methods of Behavior Analysis in Neuroscience Frontiers in Neuroscience. Buccafusco, J. J. , (2009).
- Van Dam, D., De Deyn, P. P. Animal models in the drug discovery pipeline for Alzheimer's disease. Br J Pharmacol. 164, 1285-1300 (2011).
- Choi, J. W., Kim, H. Y., Jeon, M., Kim, D. J., Kim, Y. Efficient access to highly pure beta-amyloid peptide by optimized solid-phase synthesis. Amyloid. 19, 133-137 (2012).
- Rahimi, F., Maiti, P., Bitan, G. Photo-induced cross-linking of unmodified proteins (PICUP) applied to amyloidogenic peptides. J Vis Exp. , (2009).
- Kim, H. V., et al. Amelioration of Alzheimer's disease by neuroprotective effect of sulforaphane in animal model. Amyloid. 20, 7-12 (2013).
- Jackson, L. L. VTE on an elevated T-maze. J Comp Psychol. 36, 9(1943).
- Kim, H. Y., et al. Taurine in drinking water recovers learning and memory in the adult APP/PS1 mouse model of Alzheimer's disease. Sci Rep. 4, 7467(2014).
- Paxinos, G., Franklin, B. J. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. 2nd edn. , Academic Press. (2001).
- Ledo, J. H., et al. Amyloid-beta oligomers link depressive-like behavior and cognitive deficits in mice. Mol Psychiatry. 18, 1053-1054 (2013).
- Laursen, S. E., Belknap, J. K. Intracerebroventricular injections in mice. Some methodological refinements. J Pharmacol Methods. 16, 355-357 (1986).
- Bromley-Brits, K., Deng, Y., Song, W. Morris water maze test for learning and memory deficits in Alzheimer's disease model mice. J Vis Exp. , (2011).
- Figueiredo, C. P., et al. Memantine rescues transient cognitive impairment caused by high-molecular-weight abeta oligomers but not the persistent impairment induced by low-molecular-weight oligomers. J Neurosci. 33, 9626-9634 (2013).
- Haley, T. J., McCormick, W. G. Pharmacological effects produced by intracerebral injection of drugs in the conscious mouse. Br J Pharmacol Chemother. 12, 12-15 (1957).
- Harkany, T., et al. Neuroprotective approaches in experimental models of beta-amyloid neurotoxicity: relevance to Alzheimer's disease. Prog Neuropsychopharmacol Biol Psychiatry. 23, 963-1008 (1999).
- Wang, D., et al. The allosteric potentiation of nicotinic acetylcholine receptors by galantamine ameliorates the cognitive dysfunction in beta amyloid25-35 i.c.v.-injected mice: involvement of dopaminergic systems. Neuropsychopharmacology. 32, 1261-1271 (2007).
- Yamada, K., Nabeshima, T. Animal models of Alzheimer's disease and evaluation of anti-dementia drugs. Pharmacol Ther. 88, 93-113 (2000).
- Cho, S. M., et al. Correlations of amyloid-beta concentrations between CSF and plasma in acute Alzheimer mouse model. Sci Rep. 4, 6777(2014).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
