Methodenartikel

Long-Term catheterisatie van de intestinale Lymfe Stam en verzamelen van lymfe in Neonatale Pigs

DOI:

10.3791/53457

⸱

5 maart 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Agricultural, Food and Nutritional Science, University of Alberta, 2Department of Surgery, University of Alberta

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We presenteren een chirurgische procedure om de intestinale lymfe-lymfeklier bij neonatale varkens te kateteriseren om grote hoeveelheden componenten van het lipidenmetabolisme uit efferente lymfe te verzamelen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De katheterisatie van de intestinale lymfetrunk bij neonatale varkens is een techniek die de langetermijnverzameling van grote hoeveelheden intestinale (centrale) efferente lymfe mogelijk maakt. Belangrijk is dat de verzameling van centrale lymfe uit het darmkanaal onderzoekers in staat stelt zowel de mechanismen als lipide bestanddelen geassocieerd met lipidemetabolisme, intestinale ontsteking en kankermetastase, evenals cellen betrokken bij immuunfunctie en immuuntoezicht te bestuderen. Een ventrale middenlijn chirurgische aanpak biedt uitstekende chirurgische zichtbaarheid op de cranale buik en relatief gemakkelijke toegang tot de intestinale lymfetrunk vaat die dicht bij de alvleesklier en het rechter ventrale segment van de poortader onder de viscerale kant van de rechter leverkwab ligt. De vaat wordt zorgvuldig gedissecteerd en vrijgemaakt van de omliggende fascia en vervolgens verbreed met hechtingen waardoor het mogelijk is om de katheter in de vaat in te brengen en vervolgens vast te zetten. De katheter wordt geëxterioriseerd en ongeveer 1 L/24 uur aan lymfe wordt verzameld over een periode van 7 dagen. Hoewel deze techniek de verzameling van grote hoeveelheden centrale lymfe over een langere periode mogelijk maakt, hangt het succes af van zorgvuldige chirurgische dissectie, weefselbehandeling en nauwe aandacht voor de juiste chirurgische techniek. Dit is vooral belangrijk bij operaties bij jonge dieren, aangezien de lymfevaten gemakkelijk kunnen scheuren, wat mogelijk leidt tot chirurgisch en experimenteel falen. De video demonstreert een uitstekende chirurgische techniek voor de verzameling van intestinale lymfe.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het lymfestelsel is een weinig bestudeerd gebied van fysiologie. Preklinische modellen van lymfatische catheterisatie voorkomen in verschillende diersoorten 1-8 en worden gebruikt door de farmaceutische industrie en onderzoeksinstellingen om de mechanismen die betrokken zijn bij lipiden 8-12 en drugs metabolisme 13-15, kanker metastase 16 met experimentele behandeling 17 te onderzoeken, en het immuunsysteem 18 -26. Deze studie onderzoekt het gebruik van intestinale lymfe trunk catheterisatie in een binnenlandse varken model van onderdelen van lipoproteïne metabolisme te meten. Lipoproteïnemetabolisme is betrokken bij de productie en uitscheiding van chylomicronen, evenals veranderingen in geassocieerde lipiden en totaal eiwit. Dit zijn belangrijke overwegingen zijn er grote verschillen tussen vetmetabolisme gebruikte diermodellen en mensen en als zodanig dienst varkens modellen voor intestinale lymfe verzamelen kon meer vergelijkbare informatie voor het bestuderen lipide metabolism bij mensen 27-31.

Verschillende chirurgische technieken worden gebruikt om de intestinale lymfe in grote diersoorten verzamelen: craniaal schouder aanpak (ductus thoracicus catheterisatie) 5, een zijdelingse bovenste flank benadering 32-34 en een ventrale middellijn of paramediane benadering 22,35. Deze video beschrijft in detail de chirurgische procedure bij varkens met een ventrale middellijn chirurgische benadering voor de katheterisatie van de intestinale lymfe stam. Zorgvuldige chirurgische techniek toelaat Werkwijze lymfatische katheterisatie grote hoeveelheden lymfe en de bestanddelen laat gedurende langere tijdsperioden.

Deze techniek opent een groot aantal toepassingen voor vele disciplines onderzoekt verschillende fysiologische functies. Toepassingen kunnen omvatten, maar zijn niet beperkt tot, hele lichaam lipoproteïne en lipidemetabolisme, immunosurveillance, tumor- genese en metastase, darmfunctie, en ontwikkeent en progressie van intestinale ontstekingsziekte.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures op in zowel de video en manuscript beschreven proefdieren werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite en volgde de door de Canadese Raad van Animal Care vastgestelde richtlijnen.

1. Chirurgische anesthesie en chirurgische Voorbereiding van de Neonatale Pigs

  1. In een aparte hal, premedicate 25 kg varkens nabij de basis van de hals met een intramusculaire sedatieve anestheticum cocktail bevattende: azaperon (0,3 mg / kg), ketamine hydrochloride (10 mg / kg), dexmedetomidine (15 ug / kg).
    Opmerking: buprenorfine (0,005-0,02 mg / kg) plaatsen in de pre-anestheticum cocktail voor verhoogde intra-operatieve pijnbestrijding.
  2. Verdoven de varkens met geïnhaleerde isofluraan inademing gas (4-5% isofluraan bij 500 ml-1000 ml / min O 2) met behulp van een gezichtsmasker. Visualiseer de stembanden met behulp van een veterinaire laryngeal scope (17-25 cm lange rechte mes), en toe te passen actueel 10% lidocaïne spay aan de vocalekoorden. Laat de lidocaïne spray 30-60 sec vooraf contact op met de stembanden om intubatie om de mogelijkheid van stembanden spasmen en obstructie van de luchtwegen te verminderen.
  3. Intuberen de varkens door het passeren van een cuff endotracheale tube (5,0-7,0 mm Interne diameter (ID)) tussen de stembanden en onderhouden van de anesthesie met isofluraan gas (0,5-2,0% isofluraan bij 1.000-2.000 ml / min O 2) met behulp van een gesloten circuit rebreathing verdoving systeem in het hele operatie. Beoordelen van het niveau van de anesthesie door kaak toon, en beide pedaal en ooglidreflex reacties. Verlopen verdoving gas wordt opgeruimd en afgevoerd buiten de chirurgische suite.
  4. Reinig het buitenoppervlak van het oor met 2,0% chloorhexidine chirurgische scrub oplossing gevolgd door een 70% isopropylalcohol spoelen. Met een 20 G intraveneuze katheter katheteriseren een ader oor tot intraveneuze vloeistoffen (lactaat Ringer's oplossing; 5-10 ml / kg / uur) te bieden tijdens de operatie. Bevestig een pulsoximeter voor het mucosale oppervlak van de tong met medical tape om de hartslag en de verzadiging van perifere bloedoxygenatie (SpO 2) te bewaken.
  5. Plaats de verdoofde kat in de rug liggende positie en scheer het ventrale abdomen uit het midden van de thorax caudaal naar het ventrale aspect van het schaambeen. Reinig dit gebied met twee afwisselende 2,0% chloorhexidine chirurgische scrubs en steriel water wast.
  6. Breng de verdoofde varkens op de chirurgische suite en breng de definitieve chirurgische scrub van 70% isopropylalcohol spoeling, laat ze drogen en vervolgens draperen het dier.
  7. Plaats een rectale temperatuursensor circa 2-4 cm in het rectum om de lichaamstemperatuur te controleren. Plaats de varkens op een water recirculatie verwarming pad om de normale lichaamstemperatuur (38-40 ° C) tijdens chirurgische procedure te handhaven.
  8. Drapeer het varken met vier handdoeken gordijnen geplaatst in een bovenliggende kwadrant patroon rond de buik. Leg de eerste laken over xiphisternum, de tweede laken langs de laterale aspect van de buik ongeveer 5 cm lateraal van de buik middellijn. Daarna de laken over de dunne kam van het bekken en de vierde draperen, zoals de tweede laken (hoewel aan de andere kant), geplaatst langs de laterale zijde van het abdomen ongeveer 5 cm lateraal van de buik middellijn.
  9. Zet een grote tafel laken, met een split-opening die toegang geeft tot de chirurgische plaats, over de onderliggende handdoek gordijnen en bedek het varken en de hele chirurgische tafel. De laatste laken is een wegwerp Steri-laken geplaatst over de grote tafel laken.

2. Abdominale Chirurgie en catheterisatie van de intestinale Lymfatische Trunk

  1. Wordt 20 cm incisie met een scalpel om de onderliggende buikspieren bloot. Incise de buikspier lagen met mono-polaire electrocautery (20 Watt instelling) aan de pariëtale buikvlies bloot te leggen. Open een 20 cm lineaire segment van de pariëtale peritoneum met Metzenbaum schaar om toegang te krijgen tot de abdominale ingewanden en lymfevaten.
  2. Plaats een oprolmechanisme aan de craniale aspect van de chirurgische incisie de buikholte geopend gedurende de duur van de operatie te houden.
  3. Bevochtig alle weefsels met warm (37 ° C) steriele zoutoplossing voor de gehele chirurgische procedure. Til een groot deel van de darm zoals de dikke darm, blindedarm, ileum en jejunum van de buikholte en exterioriseren aan de linkerflank van het varken om de bovenbuik, lever en lymfevaten. Zet de exteriorized darm in stand met extra handdoek gordijnen aan een strop om voorzichtig te ondersteunen de darm te vormen.
  4. Zoek de lymfatische vat, het legt ongeveer 4 cm craniaal-mediaal van de rechter nier ader, 6 cm caudaal-medial- ventrale van de caval voormannen en onder de viscerale aspect van de juiste lever kwab in de buurt van de alvleesklier 22,36,37. Identificeer de lymfatische vat als een doorzichtige structuur naast elkaar rechts ventrale segment van de poortader 36,37.
  5. Scheid de lymfatische Vessel uit de omliggende fascia door voorzichtig plagen weg de bijgevoegde weefsel met Q-tip applicators. Zodra de laterale aspecten van het vaartuig worden gescheiden van het omliggende weefsel, een "tunnel" opening onderaan het vat met fijne stompe getipt tang.
  6. Pass drie 2-0 zijde hechtingen onder de lymfatische vat met fijne tang. Afbinden de meest caudale hechtdraad eerste om af te sluiten, verwijden en vul het vat met lymfe. Doelbewust laat de einden van de hechtdraad relatief lange (4 cm) aan de katheter te bevestigen aan het lymfevatensysteem. Plaats twee hechtingen gescheiden 1,0 cm van elkaar en zijn ongeveer 1,0-1,5 cm craniaal naar caudaal beveiligde hechtdraad. Laat deze twee hechtingen met een 'single losse ligatuur tie' mogelijk te maken voor een snellere bevestiging van de katheter in het vat.
    Opmerking: Het segment van het lymfevatensysteem tussen de caudale ligeren hechtdraad en midden hechtdraad (van de twee craniale hechtingen) is de site voor katheterisatie. Ten aanzien van sutuur materiaal kan polyglactine 2-0 hechtdraad vervangen 2-0 zijden hechtdraden indien nodig.
  7. Snij een klein gaatje in het vat met iris schaar en verwijden het schip met fijne stompe pincet. Plaats ongeveer 1,0-1,5 cm gespecialiseerde katheter buis (4,06 buitendiameter (OD) x 2,31 mm ID) met een afgeschuind uiteinde in het vat en bind de twee schedelnaden om de katheter vast te zetten. Gebruik de lange hechtdraad uiteinden van de caudale hechting aan de katheter te bevestigen aan het vat.
  8. Was de exteriorized darm met een ruime hoeveelheid warm zout en voorzichtig terug te sturen naar de buikholte correcte anatomische positionering van de darm.
  9. Exterioriseren de katheter aan de linkerkant halverwege de flank (5-10 cm ventraal van de pensgroeve). Wordt huidincisie met een scalpel en langs een trocar van de buikholte op het huidoppervlak van een opening voor de uittreding van de katheter te maken. Gebruik een grote Kelly tang om de katheter exterioriseren van de abdominale CAVITY door de trocart opening.
  10. Sluit de pariëtale peritoneum met een eenvoudige doorlopende hechting patroon van 2-0 polyglactine hechtdraad met een ronde (taps) naald. Sluit de buikspier lagen met een eenvoudige onderbroken hechtdraad patroon met een 2-0 polyglactine hechtdraad op een ronde naald.
  11. Sluit de huid in een subcutane patroon met 2-0 polyglactine hechtdraad op een scherpe naald. Bevestig de geëxterioriseerde katheter aan de huid met een beurs-string hechtdraad patroon en een 2-0 nylon hechting op een scherpe naald.
  12. Plaats een gespecialiseerde mantel op het varken terwijl verdoofd zijn plek te vergemakkelijken en de stress van het varken te verminderen tijdens het herstel.

3. Post-operatieve herstel en lymfe Collection

  1. Ongeveer 10 minuten voorafgaand aan de stopzetting van inhalatie-anesthesie, beheren bupenorphine (0,1 mg / kg) intramusculair om onmiddellijk na de ingreep analgesie. Verder bupenorphine (0,1 mg / kg) elke 12 uur gedurende 24-48 uur te handhavenpostoperatieve analgesie.
  2. Bewaken van de varkens voor post-operatieve complicaties elke 8-12 uur voor een periode van 7 dagen.
  3. Verzamel de lymfe in 500 ml polypropyleen wasflessen, bekleed met ethyleendiaminetetraazijnzuur (EDTA), en aangevuld met antibiotica; penicilline (6000 IU), streptomycine (6 mg) en amfotericine B (3 mg) elke 12 uur gedurende een periode van 7 dagen.

4. Kwantificering van Lipoprotein ApoB48, Triglyceride, Cholesterol en Total Protein verzameld van de lymfe

  1. Centrifugeer de lymfe monster bij 1800 xg gedurende 5 minuten bij 4 ° C. Verzamel de supernatant en gebruiken voor het kwantificeren van triglyceriden, cholesterol en totaal eiwit.
  2. Verdeel de bovenstaande vloeistof in drie monsters: een onverdund monster, een monster 1:20 verdund gedestilleerd water en een laatste monster 1: 100 verdund met gedestilleerd water.
  3. Gebruik het onverdund supernatant om het cholesterolgehalte te meten, met een in de handel verkrijgbare kit.
  4. Gebruik de 1:20 en 1:100 verdunde monsters triglyceride en totaal eiwit te meten met een commercieel verkrijgbare kit en de bicinchoninezuur-totaal eiwit assay respectievelijk.

5. Kwantificering van Lipoprotein ApoB48, verzameld uit de lymfe 38

  1. Het gehalte aan lipoproteïne ApoB48 met een aangepaste immune Western Blotting methode 38. Aparte totale lymfe met 3-8% tris-acetaat natriumdodecylsulfaat polyacrylamide gelelektroforese (SDS-PAGE).
  2. Breng de gescheiden eiwitten naar een polyvinylideen fluoride membraan (0,45 urn) en incubeer ze een geiten polyklonaal antilichaam tegen ApoB (1: 4000) en vervolgens binden met anti-geit secundair antilichaam.
  3. Kwantificeren van de lipoproteïne ApoB48 met chemiluminescentie met een lineaire densitometrische vergelijking met gezuiverd knaagdieren ApoB48 eiwit standaard.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lymfatische catheterisatie van de intestinale lymfatische kofferbak van neonatale varkens maakt verzameling van circa 1 l / 24 uur in het centrum van lymfe over een periode van 7 dagen. De gegevens die in deze experimenten lymfe bevatte componenten van vetmetabolisme, namelijk totale lymfe eiwit, lipoproteïne ApoB48, triglyceriden, totaal eiwit en cholesterol. Tabel 1 wat representatieve hoeveelheden van deze lipide bestanddelen uit samengevoegde monsters lymfe drie varkens. Met na...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het verzamelen van intestinale lymfe is een uitstekende methode om de mechanismen die betrokken zijn bij lipiden 8-12 en drugs 13-15 stofwisseling, kanker metastase 16,17, mobiele handel en het immuunsysteem 18-26, in verschillende experimentele diermodellen onderzoeken. Inderdaad, de mogelijkheid om grote hoeveelheden hetzij perifere (afferente) en centrale (efferente vaten en grote koffer) lymfe oogsten gedurende langere bijzonder belang zijn voor het begrijpen van tijdelijk...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het werk werd gedeeltelijk ondersteund door financiering van Alberta Livestock and Meat Agency en Natural Science and Research Council Discovery-subsidie aan S. D. Proctor.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Miller laryngoscope bladeWelch Allyn68044182 mm lengte
Surgivet advisor: Vital signs monitorSurgivetV9203
Rectale temperatuur sondeSurgivetV3417
Mono-polaire elektrochirurgie generatorValley Lab
Metzenbaum schaarFine Science14518-18
Tuffier retractorStevens162-11-676
Mosquito forcepsStevens162-7-10
Kelly forceps-gebogen (14cm)Stevens162-7-38
Allis weefsel forcepsStevens162-7-38
Forceps dressing-eye (10.2cm)Stevens162-18-780
Forceps dressing-Adison (12.1cm)Stevens162-17-2510
Naald driversStevens162-V98-42
Iris schaarFine science14058-11
Circulerende waterpompJorvetJ-783X
Maxitherm-Vinyl dekenJorvetJ-784C
Q tip applicatorenFisher Scientific22-037-960
Catheterisatie  slang (4.06 OD X 2.31 ID)Braintree Scientific Inc.MRE-160Micro-Renethane implantatie slang
2-0 zijde hechtingEthiconLA556
2-0 polyglactin hechtingEthiconJ443H2-0 vicryl
Grote dieren jasLomir Biomedical Inc.SSJ2YC
Polypropyleen wasflessenFisher Scientific03-409-22C500 ml
Penicilline-StreptomycineSigma AldrichD4333
EDTASigma Aldrich60-00-4
Amphotericin BSigma AldrichA2411
AzaperoneElanco Animal HealthStresnil
Dexmedetomidine hydrochlorideZoetis6295Dexdomitor
IsofluraneAbbott Animal  Health05260-5IsoFlo
Ketamine hydrochlorideZoetis2626Ketaset
Bupenorfine hydrochlorideChampion Alstoe Animal HealthDIN:02347510
6 mm Endotracheale buisJorvetJ-165d
10% Lidocaine sprayAstraZenecaDIN:02003767
4 % Chlorhexidine chirurgische scrubPartnar Animal HealthPCH-011Verdund: 2.0% oplossing
3M Chirurgische steri- drape3M Health Care1040
SDS page gelInvitrogenEA0375BOX3-8 % tris acetaat
Polyvinylideenfluoride membraanMilliporeIPVH000100.45 μm poriegrootte
ApoB antilichaam EMD MilliporeAB7421:4000 verdunning
Donkey anti-goat IgG-HRPSanta Cruz BiotechnologySc-2304
ECL Prime Western Blotting ReagensGE Healthcare LifeSciencesRPN2232   
Triglyceride KitWako Pure Chemicals998-40391/994-40491
Total Cholesterol KitWako Pure Chemicals439-17501
Totale Eiwit Pierce 23225Bicinchoninic Zuur Assay

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lindsay, F. E. F. The cisterna chyli as a source of lymph samples in the cat and dog. Res. Vet. Sci. 17, 256-258 (1974).
  2. Kohan, A. B., Howles, P. N., Tso, P. Methods for studying rodent intestinal lipoprotein production and metabolism. Curr. Protoc. Mouse Biol. 2, 219-230 (2012).
  3. Wang, X. D., et al. Intestinal uptake and lymphatic absorption of beta-carotene in ferrets: a model for human beta-carotene metabolism. Am. J. Physiol. 263 (4 Pt 1), G480-G486 (1992).
  4. Hein, W. R., Barber, T., Cole, S. A., Morrison, L., Pernthaner, A. Long-term collection and characterization of afferent lymph from the ovine small intestine. J.Immunol. Methods. 293 (1-2), 153-168 (2004).
  5. Hartmann, P. E., Lascelles, A. K. The flow and lipid composition of thoracic duct lymph in the grazing cow. J. Physiol. 184 (1), 193-202 (1966).
  6. Redgrave, T. G., Dunne, K. B. Chylomicron formation and composition in unanaesthetised rabbits. Atherosclerosis. 22 (3), 389-400 (1975).
  7. Binns, R. M., Hall, J. G. The paucity of lymphocytes in the lymph of unanaesthetised pigs. Br. J. Exp. Pathol. 47 (3), 275-280 (1966).
  8. Ohlsson, L., Kohan, A. B., Tso, P., Ahren, B. GLP-1 released to the mesenteric lymph duct in mice: Effects of glucose and fat. Regul. Pept. 189, 40-45 (2014).
  9. Ho, H. T., Kim, D. N., Lee, K. T. Intestinal apolipoprotein B-48 synthesis and lymphatic cholesterol transport are lower in swine fed high fat, high cholesterol diet with soy protein than with casein. Atherosclerosis. 77 (1), 15-23 (1989).
  10. Arnold, M., Dai, Y., Tso, P., Langhans, W. Meal-contingent intestinal lymph sampling from awake, unrestrained rats. Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol. 302 (12), R1365-R1371 (2012).
  11. Nguyen, T. M., Sawyer, J. K., Kelley, K. L., Davis, M. A., Kent, C. R., Rudel, L. L. ACAT2 and ABCG5/G8 are both required for efficient cholesterol absorption in mice: evidence from thoracic lymph duct cannulation. J. Lipid Res. 53 (8), 1598-1609 (2012).
  12. Sato, M., Kawata, Y., Erami, K., Ikeda, I., Imaizumi, K. LXR agonist increases the lymph HDL transport in rats by promoting reciprocally intestinal ABCA1 and apo A-I mRNA levels. Lipids. 43 (2), 125-131 (2008).
  13. Boyd, M., Risovic, V., Jull, P., Choo, E., Wasan, K. M. A stepwise surgical procedure to investigate the lymphatic transport of lipid-based oral drug formulations: Cannulation of the mesenteric and thoracic lymph ducts within the rat. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 49 (2), 115-120 (2004).
  14. Sugawara, T., et al. Intestinal absorption of dietary maize glucosylceramide in lymphatic duct cannulated rats. J. Lipid Res. 51 (7), 1761-1769 (2010).
  15. Shackleford, D. M., et al. Contribution of lymphatically transported testosterone undecanoate to the systemic exposure of testosterone after oral administration of two andriol formulations in conscious lymph duct-cannulated dogs. J. Pharmacol. Exp. Ther. 306 (3), 925-933 (2003).
  16. Lespine, A., et al. Contribution of lymphatic transport to the systemic exposure of orally administered moxidectin in conscious lymph duct-cannulated dogs. Eur. J. Pharm. Sci. 27 (1), 37-43 (2006).
  17. Carr, J., Carr, I., Dreher, B., Betts, K. Lymphatic metastasis: invasion of lymphatic vessels and efflux of tumour cells in the afferent popliteal lymph as seen in the Walker rat carcinoma. J. Pathol. 132 (4), 287-305 (1980).
  18. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. I. Lymphocyte circulation in gut-associated lymphoid tissue. Immunology. 42 (3), 469-474 (1981).
  19. Knight, J. S., Baird, D. B., Hein, W. R., Pernthaner, A. The gastrointestinal nematode Trichostrongylus colubriformis down-regulates immune gene expression in migratory cells in afferent lymph. BMC Immunol. 11, 51(2010).
  20. Milling, S. W., Jenkins, C., MacPherson, G. Collection of lymph-borne dendritic cells in the rat. Nat. Protoc. 1 (5), 2263-2270 (2006).
  21. Pernthaner, A., Cole, S. A., Gatehouse, T., Hein, W. R. Phenotypic diversity of antigen-presenting cells in ovine-afferent intestinal lymph. Arch. Med. Res. 33 (4), 405-412 (2002).
  22. Thielke, K. H., Pabst, R., Rothkotter, H. J. Quantification of proliferating lymphocyte subsets appearing in the intestinal lymph and the blood. Clin. Exp. Immunol. 117 (2), 277-284 (1999).
  23. Mayrhofer, G., Fisher, R. IgA-containing plasma cells in the lamina propria of the gut: failure of a thoracic duct fistula to deplete the numbers in rat small intestine. Eur. J. Immunol. 9 (1), 85-91 (1979).
  24. Beh, K. J. The origin of IgA-containing cells in intestinal lymph of sheep. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 55 (3), 263-274 (1977).
  25. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. II. Migration to the intestinal lamina propria of antigen-specific cells generated in response to intestinal immunization in the pig. Immunology. 42 (3), 475-479 (1981).
  26. Rothkotter, H. J., Huber, T., Barman, N. N., Pabst, R. Lymphoid cells in afferent and efferent intestinal lymph: lymphocyte subpopulations and cell migration. Clin. Exp. Immunol. 92 (2), 317-322 (1993).
  27. Vilahur, G., Padro, T., Badimon, L. Atherosclerosis and thrombosis: insights from large animal models. J. Biomed. Biotechnol. 1, (2011).
  28. Getz, G. S., Reardon, C. A. Animal models of atherosclerosis. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 32 (5), 1104-1115 (2012).
  29. Skold, B. H., Getty, R., Ramsey, F. K. Spontaneous atherosclerosis in the arterial system of aging swine. Am. J. Vet. Res. 27 (116), 257-273 (1966).
  30. Reiser, R., Sorrels, M. F., Williams, M. C. Influence of high levels of dietary fats and cholesterol on atherosclerosis and lipid distribution in swine. Circ. Res. 7, 833-846 (1959).
  31. Casani, L., Sanchez-Gomez, S., Vilahur, G., Badimon, L. Pravastatin reduces thrombogenicity by mechanisms beyond plasma cholesterol lowering. Thromb. Haemost. 94 (5), 1035-1041 (2005).
  32. Romosos, D. R., McGilliard, A. D. Preparation of thoracic and intestinal lymph duct shunts in calves. J. Dairy Sci. 53 (9), 1275-1278 (1970).
  33. Shannon, A. D., Lascelles, A. K. The intestinal and hepatic contributions to the flow and composition of thoracic duct lymph in young milk-fed calves. Q.J. Exp. Physiol. Cogn. Med. Sci. 5 (2), 194-205 (1968).
  34. Aliev, A. A. Intestinal lymph of ruminants. I. Operative techniques for collecting intestinal lymph from ruminants. Acta Vet.Hung. 38 (1-2), 105-120 (1990).
  35. Butterfield, A. B., Lumb, W. V., Litwak, P. Surgical preparation of miniature swine for atherosclerosis research. Am. J. Vet. Res. 37 (12), 1519-1523 (1976).
  36. Saar, L. I., Getty, R. Lymphatic system. Sisson and Grossman's: The anatomy of domestic animals. 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia PA. 1343-1358 (1975).
  37. Zanchet, D. J., de Souza Montero, E. F. Pig liver sectorization and segmentation and virtual reality depiction. Acta. Cirurgica. Basilera. 17 (6), 382-387 (2002).
  38. Vine, D. F., Takechi, R., Russell, J. C., Proctor, S. D. Impaired postprandial apolipoprotein-B48 metabolism in the obese, insulin-resistant JCR:LA-cp rat: increased atherogenicity for the metabolic syndrome. Atherosclerosis. 190 (2), 282-290 (2007).
  39. Li, W. C., et al. Biomechanical properties of ascending aorta and pulmonary trunk in pigs and humans. Xenotransplantation. 15 (6), 384-389 (2008).
  40. Arkill, K. P., Moger, J., Winlove, C. P. The structure and mechanical properties of collecting lymphatic vessels: an investigation using multimodal nonlinear microscopy. J. Anat. 216 (5), 547-555 (2010).
  41. Uwiera, R. R. E., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cell. Immunol. 214 (2), 155-164 (2001).
  42. Black, D. D., Davidson, N. O. Intestinal apolipoprotein synthesis and secretion in the suckling pig. J. Lipid Res. 30 (2), 207-218 (1989).
  43. Heider, J. G., Pickens, C. E., Lawrence, K. A. Role of acyl CoA:cholesterol acyltransferase in cholesterol absorption and its inhibition by 57-118 in the rabbit. J. Lipid Res. 24, 1127-1134 (1983).
  44. Noh, S. K., Koo, S. I. Milk sphingomyelin is more effective than egg sphingomyelin in inhibiting intestinal absorption of cholesterol and fat in rats. J. Nutr. 134, 2611-2616 (2004).
  45. Brunham, L. R., et al. Intestinal ABCA1 directly contributes to HDL biogenesis in vivo. J. Clin. Invest. 116 (4), 1052-1062 (2006).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Lymfatische catheterisatiecentrale lymfcollectieventrale middenlijnbenaderingchirurgische dissectiecanulatie van lymfevatenmonitoring van lymfestroomapolipoprote ne B48triglyceridenanalyse

Gerelateerde artikelen