Methodenartikel

Een muismodel voor Laser-geïnduceerde Choroïdale Neovascularisatie

DOI:

10.3791/53502

⸱

27 december 2015

 ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we het protocol voor laser-geïnduceerde choroïdale neovascularisatie (CNV) bij muizen, een experimenteel model dat de vasculaire kenmerken van neovasculaire leeftijdsgebonden maculaire degeneratie (AMD) nastreeft. Eenmaal onder de knie, kan het op betrouwbare en effectieve wijze CNV induceren als modelsysteem om verschillende experimentele maatregelen te testen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het muismodel voor laser-geïnduceerde choroïdale neovascularisatie (CNV) is een cruciaal basismodel geweest voor onderzoek naar neovasculaire leeftijdsgebonden maculaire degeneratie (AMD). Door gerichte laserbeschadiging toe te dienen aan het RPE en het membraan van Bruch, induceert de procedure angiogenese en modelleert de karakteristieke pathologie die wordt waargenomen bij neovasculaire AMD.

Het laser-geïnduceerde CNV-model, oorspronkelijk ontwikkeld bij niet-menselijke primaten, is inmiddels geïmplementeerd in vele andere soorten, waaronder recentelijk de muis. Muizenexperimenten zijn voordelig wat betreft kosten, experimenten kunnen worden uitgevoerd op een veel snellere tijdlijn en ze laten het gebruik toe van verschillende transgene modellen. De miniatuurgrootte van het muizenoog vormt echter een bijzondere uitdaging bij het uitvoeren van de procedure. Manipulatie van het oog om de retina te visualiseren vereist oefening in fijne bewegingsvaardigheden, evenals gelijktijdige hand-oog-voetcoördinatie om de laser te bedienen. Echter, eenmaal beheerst, kan het model worden toegepast om vele aspecten van neovasculaire AMD te bestuderen, zoals moleculaire mechanismen, de effecten van genetische manipulaties en de effecten van medicamenteuze behandelingen.

Het laser-geïnduceerde CNV-model is, hoewel nuttig, niet een perfect model van de ziekte. Het wild-type muizenoog is verder gezond en het chorioretinale milieu bootst niet de pathologische veranderingen in humane AMD na. Verder reflecteert door letsel geïnduceerde angiogenese niet dezelfde paden als angiogenese die optreedt in een leeftijdsgebonden en chronische ziektetoestand zoals bij AMD.

Ondanks zijn tekortkomingen is het laser-geïnduceerde CNV-model een van de beste methoden die momenteel beschikbaar zijn om de verlammende pathologie van neovasculaire AMD te bestuderen. De implementatie ervan heeft geleid tot een dieper begrip van de pathogenese van AMD, evenals een bijdrage aan de ontwikkeling van veel van de momenteel beschikbare AMD-therapieën.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Leeftijdsgebonden maculaire degeneratie (AMD) is één van de belangrijkste oorzaken van blindheid bij mensen boven de leeftijd van 50 3/1. AMD kunnen worden ingedeeld in twee vormen: atrofische ("droog") AMD en neovasculaire ("natte") AMD. Het eerste wordt gekenmerkt door geografische atrofie van het retinale pigmentepitheel (RPE), choriocapillaris en fotoreceptoren, terwijl de laatste wordt gekenmerkt door invasie van abnormale vaartuigen uit de choroidea in de buitenste retina lagen zo lekkage, bloedingen en fibrose, en uiteindelijk leidt tot blindheid 1,2. Van de twee vormen, neovasculaire AMD verantwoordelijk voor de meerderheid van gezichtsverlies 1. Gelukkig is deze vorm heeft tal van effectieve farmacologische opties voor het beheer, terwijl zijn atrofische tegenhanger momenteel geen bewezen medische behandelingen 3. Omdat bovendien de neovasculaire vorm is gemakkelijk opnieuw overgegeven in een diermodel maar het is breder toegankelijk fundamentele A geweestMD onderzoek verkennen van de onderliggende pathologische mechanismen om nieuwe therapieën te ontwikkelen 4.

Het eerste diermodel voor experimentele choroïdale neovascularisatie (CNV) werd ontwikkeld door Ryan et al. bij niet-humane primaten 5. Dit model veroorzaakte breuk van Bruch's membraan via laserfotocoagulatie, die een lokale ontstekingsreactie resulteert in angiogenese vergelijkbaar met dat in neovasculaire AMD veroorzaakt. De histopathologische progressie van angiogenese post-laser inductie werd gevonden na te bootsen neovasculaire AMD, waarvan het model geldigheid 6 bevestigd. Niet-menselijke primaten de meest vergelijkbaar anatomie mens, maar helaas zijn duur om te onderhouden, kan niet gemakkelijk worden genetisch gemanipuleerd en een trage tijdsverloop van ziekteprogressie 7. Daartegenover, knaagdiermodellen veel rendabeler te onderhouden, kan genetisch worden gemanipuleerd met relatief gemak en een veel snellere course ziekteprogressie (experimenten kunnen worden uitgevoerd op een tijdschaal van weken versus maanden). Deze experimenten moeten alleen worden uitgevoerd gepigmenteerde knaagdieren het zeer moeilijk te visualiseren in albinodieren.

De muis laser-geïnduceerd CNV model eerst ontwikkeld door de Campochiaro groep in de late 90's 10, is uitgegroeid tot het dominante diermodel in de meeste recente studies 16/11 zijn. Vanwege de complexe en onduidelijk pathogenese van CNV, heeft de laser model toegepast in alle aspecten van natte AMD onderzoek gaande van het bestuderen van de moleculaire mechanismen die angiogenese te evalueren nieuwe behandelingsmogelijkheden voor toekomstig menselijk gebruik. Bijvoorbeeld, Sakurai et al. en Espinosa-Heidmann et al. de laser model gebruikt om het effect van macrofagen op de ontwikkeling van CNV in transgene muizen en farmacologische vermindering behandelingen 15, 16 onderzocht. Giani et al. en Hoerster c.s.. gebruikte optische coherentie tomografie (OCT) naar het beeld-laser geïnduceerde CNV in een poging om de progressie van CNV karakteriseren en vergelijken de histopathologische bevindingen aan de bevindingen zien op oktober imaging 12,17. Tenslotte hebben studies met intravitreale injectie van anti-angiogene middelen gebruikt als eerste vereisten voor menselijke proeven en waren essentieel bij het ​​ontwikkelen van de eerste generatie anti-VEGF stoffen voor beheer van neovasculaire AMD vandaag 10,18,19.

Alternatieve modellen voor experimentele CNV gebruik chirurgische methoden CNV induceren. Deze werkwijze omvat het injecteren van pro-angiogene substanties (bijv recombinante virale vectoren overexpressie VEGF, subretinale injectie van RPE cellen en / of polystyreen korrels) de toegenomen VEGF-expressie waargenomen bij neovasculaire AMD nabootsen, met als doel het veroorzaken angiogenese 8,20. Echter, levert deze werkwijze een aanzienlijk lagere incidentie van neovascularisatie; Deze studies toonden aan dat CNV inC57 / BL6 muizen voorkomt in 31% van injecties versus ~ 70% slagingspercentage gezien in de laser fotocoagulatie werkwijze van dezelfde stam van muizen 8,14. Om deze redenen, en gezien de voordelen van knaagdieren versus niet-humane primaten, is het muizenmodel van door laser geïnduceerde CNV worden standaard diermodel van CNV meeste neovasculaire AMD studie experimenten 8.

De muis oog is een minuscuul, delicate weefsel te werken. Manoeuvreren van het oog naar de retina te visualiseren is moeilijk en vereist veel oefening tot beheersing wordt bereikt. Deze taak wordt bemoeilijkt door het feit dat het moet worden geleerd de dominante en niet-dominante hand. Bovendien, na de fijne bewegingen die nodig zijn om het netvlies te visualiseren zijn geleerd, de coördinatie tussen beide handen en het voetpedaal bedienen van de laser zijn belangrijk. In dit artikel hebben we geprobeerd om de uitdagingen van het leren van alle fysieke manipulaties die betrokken zijn bij de laser-geïnduceerde CNV proc destillerenedure in een gids die zou helpen exploitanten bereiken snelle succes met dit model.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dieren worden behandeld in overeenstemming met de gids van de Zorg en gebruik van proefdieren 2013 Edition, de Vereniging voor Onderzoek in Vision en Oogheelkunde (ARVO) verklaring voor het gebruik van dieren in Oogheelkundige en Geluid Onderzoek en zoals goedgekeurd door de Institutional Animal zorg en gebruik Comite voor de Northwestern University.

Opmerking: De volgende procedure kan volledig worden uitgevoerd met één operator; het is echter veel efficiënter uitgevoerd met twee operators de taken afzonderlijke hoofdstukken.

1. Bereid Station Laser en Pre-laser

  1. Plaats de laser en spleetlamp waar het gemakkelijk toegankelijk kan zijn. Zet laser en ingesteld op vooraf bepaalde parameters (bv 75 pm vlekgrootte, 100 mW vermogen, 100 msec duur).
    LET OP: Zorg ervoor dat exploitant draagt ​​alle dierlijke en laserveiligheid persoonlijke beschermingsmiddelen en relevante laserveiligheid tekens buiten de procedure kamer getoond.
    1. Voordat u een proefdieren, vind ideale parameters met behulp van een kalibratie, niet-experimentele muis. Laser parameters hangt af van de gebruikte laser. Ideaal parameters worden bepaald door het laagste laservermogen instelling die consequent veroorzaakt "bubble" formatie als goed scherp. Bekijk de video van bijvoorbeeld letsel met de juiste "bubble" formatie.
  2. Bereid de pre-laser-station, zodat verdoving, dier warmer, weefsel doekjes, en al oogdruppels (Tropicamide, Tetracaine en kunsttranen) zijn binnen handbereik te operator.
    1. Zorg dat dier warmer voorverwarmd temperatuur (37 ° C) alvorens te injecteren verdoving in eerste muis om anesthesie-geïnduceerde hypothermie te voorkomen corrigeren.
  3. Plaats de muis op het podium warmer zodat het kan behouden warmte en blijven warm eenmaal laser procedure begint.

2. Muis Anesthesie en Pre-laser Voorbereiding

  1. Voordat injecterening verdoving, te inspecteren het oog macroscopisch om ervoor te zorgen dat geen misvormingen of afwijkingen die het hoornvlies duidelijkheid (zoals cataract) verminderen.
  2. Weeg muis.
  3. Record gewicht, geslacht en dier ID-nummer.
  4. Met behulp van gewicht, bereken geschikte hoeveelheid anestheticum te gebruiken op basis richtlijnen van de instelling (bv 100 mg / kg ketamine hydrochloride, 10 mg / kg xylazine of tribroomethanol 250 mg / kg, voor een 20 g muis injecteer 0,20 ml xylazine / ketamine cocktail OR 0,25 ml tribroomethanol). Heb een lijst van vooraf berekende doseringen per gewicht in stappen van 1 g om wiskundige fouten te verminderen.
  5. Scruff muis en injecteer verdoving intraperitoneaal op basis van berekeningen in stap 2.4.
  6. Plaats de muis op dierlijke warmer en wacht tot de muis is volledig verdoofd door het controleren van het pedaal reflex via teen knijpen (ongeveer 3-5 minuten).
  7. Oprollen een tissue af te vegen en de bescherming van de muis neus-gebied te voorkomen aspiration van vloeibare roll-off. Roll muis op zijn kant en plaats een druppel (ongeveer 30 pl) van tetracaine hydrochloride in elk oog voor plaatselijke verdoving. Wacht 2 min voor oplossing door te voeren.
  8. Herhaal stap 2.7 met een druppel actuele Tropicamide voor pupil dilatatie. U kunt ook gebruik maken van fenylefrine-hydrochloride (2,5%) voor de uitzetting.
  9. Wacht 2 min naar oplossingen door te voeren; houden dier op warmer in deze tijd.
  10. Na juiste tijd is verstreken, snel plaatst u de muis op de muis podium en plaats het podium op de kin rest van spleetlamp.
  11. Zet spleetlamp tot het laagste licht helderheid en controleer de mate van pupil dilatatie. Als leerling niet voldoende verwijd (ongeveer 2,5-3 mm), terug muis om dierlijke warmer en wachten. Als alternatief, beheren andere druppel Tropicamide. Eenmaal oog is voldoende verwijd, overgaan tot laser procedure.

3. Laser Procedure

Opmerking: Zorg ervoor dat andere personen in de kamer dragen beschermbril bij weg van laser-beschermde spleetlamp oculair

  1. Pas de plaatsing van muis in de muis-fase zodat deze ideaal gepositioneerd voor het zichtbaar maken van de oogzenuw (zie 3.1.2).
    1. Richt de muis op de houder, zodat het horizontaal ligt, loodrecht op de lamp beam spleet, met het hoofd aan de ene kant en de staart aan de andere. Ideaal muis plaatsing zal oogzenuw visualisatie veel gemakkelijker als dekglas wordt toegepast maken.
    2. Iets zet de muis, zodat het zich in een ~ 170 ° hoek met de kop dichter bij laser operator.
    3. Controleer of muis zo dicht mogelijk lamp spleet, maar toch op een plaats waar hij stabiel is en waarbij de hand van de bediener genoeg ruimte voor fijne manipulatie hebben.
  2. Na de muis ideaal is geplaatst, plaats één druppel kunstmatige traan oplossing op een 25 mm x 25 mm glazen dekglaasje.
    1. Plaats één druppel kunstmatige traan oplossing opp muisosite eye - dit zal zorgen voor de ogen wordt gehydrateerd en helpen vertraging cataract.
  3. Houd hoek van dekglaasje tussen duim en aanwijzer vingers; positie, zodat het glas wordt ingeklemd tussen tips van beide vingers.
  4. Voorzichtig wikkel de overige drie vingers rond het lichaam van het dier om steun en hand stabilisatie. Positie hand, zodat kan het glas dekglaasje eenvoudig worden geplaatst op het oog van de muis.
    1. Zorg ervoor dat de pols is gestabiliseerd op een stevige ondergrond om de hand tremor verminderen.
  5. Zodra een stabiele positie wordt verkregen, zorgvuldig op glas dekglaasje (met daling van kunstmatige scheur nog steeds gehandeld) op het oog van de muis.
    1. Zorg ervoor dat het dekglaasje geplaatst is zo loodrecht mogelijk op de laserstraal teneinde laserbundel verstrooien of reflectie te voorkomen. Het dekglaasje fungeert als een contactlens op de cornea te vlakken.
  6. Kijk door spleetlamp en met de vrije hand toggle richten until retina kan worden gevisualiseerd. Het netvlies is een licht geel / rode kleur afhankelijk van de locatie zichtbaar zijn, zullen verschillen, rood vaten zichtbaar.
  7. Langzaam en voorzichtig te manipuleren muis hoofd en / of dekglaasje tot het visualiseren van de oogzenuw. De oogzenuw wordt geel van kleur met meerdere schepen die uitlopen van het zijn.
  8. Zodra exploitant visualisatie van oogzenuw heeft bevestigd, zet laser beam focussen.
  9. Zodra laserbundel is ingeschakeld, manoeuvreren laser beam focussen gewenste positie (ongeveer 1 disc diameter van de optische zenuw).
  10. Focus laserstraal op de RPE van de oogfundus. Juiste scherpstelling wordt bereikt door het hebben van de scherpste en helderste laserstraal. Als richtstraal kijkt ovale of onscherp, toggle spleetlamp scherpstelling of re-positie glas dekglaasje.
  11. Zodra het doel bundel is gericht op het RPE, initiëren laser administratie met behulp van de laser voet trekker.
    1. Zorg ervoor dat retinale vaten tot intra-oculaire voorkomen voorkomen dat hijmorrhage.
  12. Let op het uiterlijk van een bel direct na laser toediening. De omtrek van de laser schot moet duidelijk en niet wazig op geen enkele manier.
    1. Als de laser schot niet leidt tot belvorming of gebied van effecten lijkt wazig (vertroebeling en slecht omschreven cirkelgrens vs. helder, scherp gedefinieerde rand van het succes ervan) of bloeding wordt gezien na toediening laser, do NOT omvatten deze laesies voor toekomstige analyse.
  13. Herhaal stap 3,10-3,12 alle gewenste posities CNV (meestal 3, 6, 9 en 12 uur posities rond oogzenuw). Als laser inducties worden aangebracht op ongeveer dezelfde afstand van de optische zenuw, toeleggen niet nodig. Vanwege de sterke kromming van de muis oog en kleine variaties die kunnen bestaan ​​in de retina, heroriëntatie bundel nodig tussen opeenvolgende toedieningen laser zijn.
  14. Record in een notebook van de locatie en het resultaat van each laser schot administratie en het resultaat (succesvol, wazig, bloedingen, enz.) van elk toegediend schot voor het oog. Zorg ervoor dat de laser plaatsen in stand-by modus wanneer niet in gebruik.
  15. Herhaal 3,1-3,14 voor andere oog van de muis, indien nodig, met de andere hand te stabiliseren en een nieuw dekglaasje.
  16. Nadat alle gewenste laser shots worden toegediend, zet laser en spleet-lamp.
  17. Gooi dekglaasje en plaats de muis op warmere voor het herstel van de anesthesie. Macroscopisch inspecteren oog voor enig letsel en plaats een daling van kunstmatige traan oplossing voor de ogen gehydrateerd en potentieel voorkomen van toekomstige cataract ontwikkeling. Zodra muis herstelt van anesthesie, terug naar de kooi.
AVERTIN AVERTIN AVERTIN XYL / KET XYL / KET
Muis Gewicht (g) Dosis (mg / kg) Concentratie (mg / ml) Verdoving Dosis (ml) Dosis (mg / kg) Verdoving Dosis (ml)
15 250 20 0,1875 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.15
16 250 20 0.2 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.16
17 250 20 0,2125 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.17
18 250 20 0,225 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.18
19 250 20 0,2375 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.19
20 250 20 0.25 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.2
21 250 20 0,2625 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.21
22 250 20 0,275 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.22
23 250 20 0,2875 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.23
24 250 20 0.3 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.24
25 250 20 0,3125 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.25
26 250 20 0,325 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.26
27 250 20 0,3375 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.27
28 250 20 0.35 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.28
29 250 20 0,3625 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.29
30 250 20 0,375 100 mg / kg ketamine; 10 mg / kg xylazine 0.3

Tabel 1: XyIKet Dosering Chart.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kwantificering van CNV laesies kunnen worden uitgevoerd door middel van analyse van de flat-gemonteerde choroidea met immunofluorescentiekleuring aan de CNV schepen labelen. De twee meest gebruikte methoden van weefsel voorbereiding zijn FITC-dextran labeling, gedaan via perfusie onmiddellijk voor het offeren van dieren, of post-mortem immuno-kleuring met een endotheelcellen marker. Beide werkwijzen zijn eerder in detail beschreven 13,14,21; Figuren 1 en 2 tonen voorbeelden v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Er zijn meerdere factoren die van invloed kan zijn laser levering en de daaruit voortvloeiende CNV laesie ontwikkeling na een succesvolle laser-inductie. Deze factoren moeten worden gecontroleerd en gestandaardiseerd teneinde de meest betrouwbare resultaten. De meeste relevante factoren muis selectie (genotype, leeftijd en geslacht), verdoving selectie en laserinstellingen.

De specifieke muismodel gebruikt kan een significant effect op het verloop van de CNV ontwikkeling. De meest gebruikte ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen Jonathan Chou, MD bedanken voor zijn hulp bij de voorbereiding en bewerking van het definitieve manuscript en Wenzhong Liu voor de OCT-gegevens. We willen ook de steun waarderen van de Macula Society Research Grant (AAF), steun van een onbeperkte subsidie aan Northwestern University van Research to Prevent Blindness, Inc., New York, NY, VS, en steun van NIH-EY019951.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
532 nm (groen) argon oogaslaserIRIDEXGLxelke oogas 532 nm (groen) argonlaser kan worden gebruikt
spleterlampCarl Zeiss30SL-Melke spleterlamp kan worden gebruikt zolang deze compatibel is met de laser
tribromoethanolSigmaT48402-25Ggebruikt voor het maken van anesthesie
tert-amylalcoholSigma152463-1Lgebruikt voor het maken van anesthesie
berenglazen flacons + septaWheatonWH-223696opslag van tribromoethanol
weefseldoekjesVWR82003-820diversen 
1% TropicamideFalcon PharmaceuticalsRXD2974251pupilverwijding
0,5% Tetracaine hydrochlorideAlcon 0065-0741-12topicale anesthesie
kunstmatige tranenAlcon 58768-788-25hydratatie
warmtetherapiepomp (voor het opwarmen van dieren)Kent ScientificHTP-1500gebruikt om de lichaamstemperatuur van dieren te handhaven
opwarmingspadKent ScientificTPZ-0510EAhandhaaft de lichaamstemperatuur van dieren
30 G insulinenapjesBD328418IP-anesthesie-injectie
weegschaalAmerican Weigh ScaleAWS-1KG-BLKmuis wegen
dekglas (25 mm x 25 mm)VWR48366089het hoornvlies platdrukken om het muisnetvlies te visualiseren
xylazineverkregen van instellingverkregen van instellinganesthesie
ketamineverkregen van instellingverkregen van instellinganesthesie
VolocityPerkinElmergebruikt voor volumetrische reconstructie
ImageJNational Institutes of Healthgebruikt voor beeldanalyse

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bressler, N. M., Bressler, S. B., Fine, S. L. Age related macular degeneration. Surv Ophthalmol. 32, 375-413 (1988).
  2. Congdon, N., et al. Causes and Prevalence of Visual Impairment Among Adults in the United States. Arch Ophthalmol. 122, 477-485 (2004).
  3. Jager, R. D., Mieler, W. F., Miller, J. W. Age-Related Macular Degeneration. NEJM. 358, 2606-2617 (2008).
  4. Poor, S. H., et al. Reliability of the Mouse Model of Choroidal Neovascularization Induced by Laser Photocoagulation. IOVS. 55, 6525-6534 (2014).
  5. Ryan, S. J. The development of an experimental model of subretinal neovascularization in disciform macular degeneration. Trans Am Ophthalmol Soc. 77, 707-745 (1979).
  6. Miller, H., Miller, B., Ishibashi, T., Ryan, S. J. Pathogenesis of laser induced choroidal subretinal neovascularization. IOVS. 31, 899-908 (1990).
  7. Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. Animal models of age related macular degeneration. Molr Aspects Mede. 33, 487-509 (2012).
  8. Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. Animal Models of Choroidal and Retinal Neovascularization. Prog Retin Eye Res. 29, 500-519 (2010).
  9. Zeiss, C. J. REVIEW PAPER: Animals as Models of Age Related Macular Degeneration An Imperfect Measure of the Truth. Vet Pathol Online. 47, 396-413 (2010).
  10. Tobe, T., et al. Targeted Disruption of the FGF2 Gene Does Not Prevent Choroidal Neovascularization in a Murine Model. Am J Pathol. 153, 1641-1646 (1998).
  11. He, L., Marneros, A. G. Macrophages Are Essential for the Early Wound Healing Response and the Formation of a Fibrovascular Scar. Am J Pathol. 182, 2407-2417 (2013).
  12. Hoerster, R., et al. In vivo and ex vivo characterization of laser induced choroidal neovascularization variability in mice. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).
  13. Jawad, S., et al. The Role of Macrophage Class A Scavenger Receptors in a Laser Induced Murine Choroidal Neovascularization Model. IOVS. 54, 5959-5970 (2013).
  14. Lambert, V., et al. Laser induced choroidal neovascularization model to study age related macular degeneration in mice. Nat Protocols. 8, 2197-2211 (2013).
  15. Sakurai, E., Anand, A., Ambati, B. K., van Rooijen, N., Ambati, J. Macrophage Depletion Inhibits Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3578-3585 (2003).
  16. Espinosa Heidmann, D. G., et al. Macrophage Depletion Diminishes Lesion Size and Severity in Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3586-3592 (2003).
  17. Giani, A., et al. In Vivo Evaluation of Laser Induced Choroidal Neovascularization Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography. IOVS. 52, 3880-3887 (2011).
  18. Kwak, N., Okamoto, N., Wood, J. M., Campochiaro, P. A. VEGF Is Major Stimulator in Model of Choroidal Neovascularization. IOVS. 41, 3158-3164 (2000).
  19. Reich, S. J., et al. Small interfering RNA (siRNA) targeting VEGF effectively inhibits ocular neovascularization in a mouse model. Molr Vis. 9, 210-216 (2003).
  20. Baffi, J., Byrnes, G., Chan, C. C., Csaky, K. G. Choroidal Neovascularization in the Rat Induced by Adenovirus Mediated Expression of Vascular Endothelial Growth Factor. IOVS. 41, 3582-3589 (2000).
  21. Claybon, A., Bishop, A. J. R. Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium. JoVE. , 2563(2011).
  22. Espinosa-Heidmann, D. G., et al. Age as an Independent Risk Factor for Severity of Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 43, 1567-1573 (2002).
  23. Zhu, Y., et al. Improvement and Optimization of Standards for a Preclinical Animal Test Model of Laser Induced Choroidal Neovascularization. PLoS ONE. 9, e94743(2014).
  24. Weinstock, M., Stewart, H. C. Occurrence in rodents of reversible drug induced opacities of the lens. British J Ophthalmol. 45, 408-414 (1961).
  25. Ridder III, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of Cataract Development in Anesthetized Mice. Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Muismodel voor AMDretinaal pigmentepitheelbeschadiging van het membraan van Bruchconfocale microscopieanalyseoptische coherentietomografiefluorescent gedextraniseerde labelingkleuring van endotheelcelmarkerskwantificering van de choroidea via flat mountspleetlamp laserprocedure

Gerelateerde artikelen