Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Inductie van een iso-elektrisch Brain staat om de impact van endogene synaptische activiteit op neuronale Exciteerbaarheid Onderzoek

7.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/53576

⸱

31 maart 2016

 ,  ,  ,  , 
1Inserm U1127, 2CNRS UMR 7225, 3UPMC Univ Paris 06, UMR S 1127, Sorbonne Universités, 4Institut du Cerveau et de la Moelle épinière (ICM)

In dit artikel

Samenvatting

Deze procedure voert langdurige in vivo intracellulaire recordings uit één neuronen in fysiologisch relevante cerebrale staten en na volledige afschaffing van lopende elektrische activiteiten, waardoor een isoelektrisch hersentoestand. De fysiologische constanten van het dier worden zorgvuldig gecontroleerd tijdens de overgang naar de kunstmatige comateuze toestand.

Samenvatting

De manier waarop neuronen procesgegevens hangt zowel hun intrinsieke membraan eigenschappen en de dynamiek van de afferente synaptische netwerk. Vooral endogeen aangemaakte activiteit die sterk verschilt echter afhankelijk van de staat van waakzaamheid, moduleert aanzienlijk neuronale berekening. Om te onderzoeken hoe verschillende spontane cerebrale dynamiek invloed integrerende eigenschappen enkelvoudige neuronen, hebben we een nieuwe experimentele strategie bestaat de rat onderdrukken in vivo alle hersenactiviteit door een systemische injectie van een hoge dosis natriumpentobarbital. Corticale activiteiten, continu bewaakt door gecombineerde electrocorticogram (ECoG) en intracellulaire recordings geleidelijk vertraagd, wat leidt tot een stabiele isoelektrisch profiel. Deze extreme hersentoestand schiet de rat in een diepe coma, zorgvuldig gevolgd door meting van de fysiologische constanten van het dier gedurende de experimenten. intracellulaire recordings lieten karakteriseren en vergelijk de integratieve eigenschappen van hetzelfde neuron ingebed in fysiologisch relevante corticale dynamica, zoals aangetroffen in de slaap-waak cyclus, en wanneer de hersenen was volledig stil.

Inleiding

Bij gebrek aan omgevingsstimuli of gedragstaken, de "rust" brain genereert een continue stroom van elektrische activiteit die kan worden opgenomen van de hoofdhuid, zoals elektro-encefalogram (EEG) golven. De intracellulaire correlaat van deze endogene hersenactiviteit wordt gekenmerkt door achtergrond membraan spanningsvariaties (ook bekend als "synaptische ruis"), die bestaan ​​uit een combinatie van prikkelende en remmende synaptische potentialen die de voortdurende activiteit van afferente netwerken 1,2 weerspiegelen. Deze spontane activiteit varieert in frequentie en amplitude van de verschillende toestanden van waakzaamheid. Ophelderen van de effecten van netwerkactiviteit op de prikkelbaarheid en gevoeligheid van enkele neuronen is een van de grootste uitdagingen van neurosciences 3,4.

Veel experimentele en computationele studies hebben de functionele gevolgen van de lopende synaptische activiteit op de integratieve propertie verkends van neuronen. De rol van de verschillende neuronale parameters beïnvloed door de achtergrond ruis synaptische ongrijpbaar. Zo is het gemiddelde niveau van membraandepolarisatie gevonden positief of negatief 5,6 7-9 gecorreleerd met het vermogen van sensorische inputs actiepotentialen activeren. Bovendien, terwijl sommige onderzoeken suggereren dat de schommelingen van het membraan potentieel, als gevolg van een continu variërende stroom van afferente synaptische inputs, sterk van invloed op het reactievermogen van enkele neuronen door het moduleren van de winst van hun input-output relatie 3,10-13, anderen geven aan dat veranderingen in membraan ingang geleiding gemedieerd door remming rangeren volstaan ​​om de neuronale versterking ongeacht de omvang van membraan schommelingen 14,15 moduleren. Tot slot, de recente studies uitgevoerd op wakkere dieren benadrukt hoe de verwerking van sensorische informatie in één neuron kritisch hangt af van de staat van waakzaamheid eennd de huidige gedrags vraag naar 16,17.

Een eenvoudige strategie om de functionele rol van een bepaald proces in een sterk onderling verbonden kunnen verduidelijken is om te bepalen hoe de afwezigheid bijzonder de werking van het systeem verandert. Deze werkwijze wordt veelvuldig gebruikt in neurologieonderzoek, bijvoorbeeld met experimentele laesies of inactivering van verschillende hersengebieden 18-21 of farmacologische blokkade van specifieke ionkanalen 22,23. Met name, is het in vivo toegepast onthullen hoe functionele connectiviteit en het netwerk dynamiek invloed op één cel berekening 24-27. Tot dusver lokale manipulaties bedoeld om het afvuren van neuronen blokkeren en / of verstoren de basische biofysische eigenschappen kunnen gedeeltelijk doeltreffend zijn en zijn beperkt tot relatief kleine hersenvolumes 28.

Om deze beperkingen te overwinnen, ontwikkelden we een nieuwe in vivo experimentele aanpak inde rat de elektrofysiologische eigenschappen van afzonderlijke neuronen die in een bepaalde hersentoestand, dwz ingebed in een bepaald netwerk dynamisch, met die verkregen na volledige onderdrukking van de gehele hersenen synaptische activiteit 29 vergelijken. In de controle omstandigheden, kunnen twee afzonderlijke corticale dynamiek worden gegenereerd. Sleep-achtige electrocorticographic (ECoG) patronen werden veroorzaakt door injectie van gematigde doses natrium pentobarbital. Als alternatief zou een snelle ECoG golven van kleine amplitude vergelijkbaar met de corticale activiteit ten grondslag liggen aan de wakende toestand (waak-achtig patroon) worden geproduceerd door injectie van fentanyl. Vervolgens, met behoud van dezelfde ECoG en intracellulaire opname, een volledige inactivatie van endogene hersenen elektrische activiteit werd verkregen door systemische injectie van een hoge dosis natriumpentobarbital, gekenmerkt door isoelektrisch ECoG en intracellulaire activiteiten. Omdat de inductie van een dergelijke extreme comateuze zou kunnen fatale gevolgschadeces op biologische functies, een zorgvuldige en continue monitoring van de fysiologische variabelen was van essentieel belang. Daarom hebben we nauwgezet volgden de hartslag frequentie, de end-tidal CO 2 concentratie (EtCO 2), de O 2 verzadiging (SpO 2) en de kerntemperatuur van de rat gedurende de experimenten.

We evalueren enkele neuronen eigenschappen tijdens deze verschillende toestanden met behulp van scherpe micro-elektroden, die bijzonder geschikt zijn voor lange en stabiele opnames in vivo zijn. De hier beschreven procedure kan worden gecombineerd met andere elektrofysiologische en beeldvormingstechnieken en kan worden uitgebreid tot andere diermodellen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de Europese Unie zijn uitgevoerd (Richtlijn 2010/63 / EU) en door de Charles Darwin Ethische Commissie Dierproeven goedgekeurd. We beschrijven hier de procedure we routinematig gebruikt in ons laboratorium, maar de meeste stappen kunnen worden aangepast aan de specifieke behoeften ieders passen.

1. Chirurgische Voorbereiding

Opmerking: Alle incisie en drukpunten moeten herhaaldelijk worden geïnfiltreerd met plaatselijke verdoving (lidocaïne of bupivacaïne). De huidige werkwijze terminal, wanneer een aseptische bereiding vereist verscheidene wijzigingen moeten worden uitgevoerd.

  1. Verdoven een rat met natriumpentobarbital (40 mg / kg) en ketamine (50 mg / kg) in twee plaatselijk gescheiden intraperitoneale (IP) injectie.
  2. Laat het dier gaan onder algemene verdoving en herhaaldelijk controleren of een chirurgische vlak van anesthesie is bereikt (geen reactie tot teen knijpen). Plaats de rat op een feedback verwarming deken en plaats een rectale sonde naar de kern temperatuur rond 37 ° C te houden.
  3. Plaats een katheter in de buikholte latere injectie van anesthetica vergemakkelijken en om te voorkomen dat het perforeren van organen door herhaalde naald puncties 30.
    1. Clip het haar over een klein (~ 2-3 mm) gebied boven een gebied gelegen binnen de maag onderste rechts of links kwadrant.
      Opmerking: Ontharingscrème kunnen ook worden gebruikt.
    2. Maak een 2-3 mm incisie op de huid met scherpe schaar of een scalpel. Middels stompe dissectie Verwijder vet en spieren lagen totdat de buikholte waargenomen.
    3. Plaats ongeveer 1-2 cm van een kleine katheter in de holte en sluit de wond met chirurgische lijm.
      (Bijv., 2 Franse - overeenkomend met 0,043 mm binnendiameter): Opmerking De diameter en de totale lengte van de katheter zo klein mogelijk zijn om het dode volume te verminderen. Polyurethaan buizen zijn het meest geschikt.
    4. Maak een lus en hechtdraad tHij katheter aan de huid om het vast te zetten.
  4. Installeer een tracheatube de ventilatie te controleren tijdens kunstmatige beademing.
    1. Zoals voor de vorige stap, voor te bereiden op het gebied van belang (1 - 2 cm over de luchtpijp recht boven de manubrium), verwijder het haar en incise de huid.
    2. Blunt ontleden de eerste lagen van vet en spieren, verplaats de speekselklier opzij en bloot de luchtpijp door voorzichtig het ontleden van de laatste laag van de spieren.
    3. Verwijder voorzichtig de weefsels over de luchtpijp en schuif een draad eronder met behulp van kleine tang. Maak knoop van een chirurg met de draad, maar doen nog niet strak is.
    4. Incise de luchtpijp dwars tussen twee kraakbeen ringen. Swab bloed in de luchtpijp indien aanwezig.
    5. Plaats een tracheatube met de juiste diameter en draai knoop de draad aan de buis stabiel te beveiligen. Voor meer stabiliteit de draad verder op een hoger punt van de endotracheale tube kan worden bevestigd.
    6. Suture de wond dicht of gebruik chirurgische nietjes. Vermijd chirurgische lijm hier als de tracheatube bedoeld is om te worden hergebruikt.
  5. Installeer het dier in een stereotaxische frame en zorgvuldig toezicht houden op de volgende fysiologische variabelen: ECoG, SpO 2, EtCO 2, hartslag (via een elektrocardiogram, ECG) en de interne temperatuur. Monitor en pas deze variabelen om een ​​goede diepte van de anesthesie en fysiologische toestand te houden. Specifiek vullen anesthesie met een kleine dosis (10 mg / kg) van natriumpentobarbital indien nodig.
  6. Solliciteer oogzalf aan beide ogen om uitdroging te voorkomen. Clip het haar over de hoofdhuid, maken een longitudinale incisie (~ 2 cm) en resect het bindweefsel bovenop de schedel met behulp van een scalpel of een curette.
  7. Maak een kleine (~ 1,5 mm diameter) craniotomy over de regio van belang met een tandheelkundige boor.
    Opmerking: Hier wordt het gebied loop van de primaire somatosensorische cortex gerichte (7-8 mm juist voor de interaurale lijn, 4,5- 5,5 mm lateraal van de middellijn 31). Spoel herhaaldelijk om warmte af te voeren.
  8. Gebruik extra fijne tang om voorzichtig te maken een klein gaatje in de dura. Reserveer een regio mm ~ 0.5 binnen de craniale trepanatie de ECoG elektrode (zie volgende stap). Te houden permanent de cortex vochtig met 0,9% NaCl-oplossing (of kunstmatige cerebrospinale vloeistof).
  9. Plaats een lage impedantie (~ 60 kQ) zilverelektrode (de ECoG elektrode) op de dura, het vermijden van de corticale gebied niet onder de hersenvliezen en plaats de referentie-elektrode op een hoofdhuid spier aan de andere kant van de weg.
  10. In deze fase (30 min na de laatste injectie natriumpentobarbital), handhaven de anesthesie door herhaalde injecties van natrium pentobarbital (10-15 mg / kg / h) of fentanyl (3-6 ug / kg / h) via het IP katheter. De eerste zal resulteren in een trage oscillerende slaapachtige, ECoG patroon terwijl de laatste resulteert in een gedesynchroniseerd, wakker-achtige, corticale profiel.
  11. Pas de kunstmatige ventilatiegegevens systeem zodat de ademhalingsfrequentie en volume zijn vergelijkbaar met die van spontane ademhaling van de rat (normale bereik 70-115 adem / min 32). Sluit vervolgens de mechanische ventilatie om de tracheatube en toezien op het correcte borstkas inflatie (aan beide zijden). Zo niet, wordt de plaats van de ventilatie slangen in de tracheale as. Eventueel zuigen de afscheiding in de trachea met een katheter verbonden met een injectiespuit of een vacuümpomp.
  12. Als alle fysiologische variabelen 32-35 en ECoG 29,36 afspiegeling stabiele chirurgische vlak van anesthesie, doe een intramusculaire injectie van gallamine triethiodide in elk been de rat, 40 mg verlammen / kg voor de eerste injectie en daarna 20 mg / kg , elke 2 uur 19,29,36,50.

2. Intracellulaire Recordings

  1. Trek een glazen micropipet (scherpe micro-elektrode) met een ~ 0,2 um tip, zoals de weerstand varieert between 50 en 80 MQ eenmaal gevuld met 2 M kaliumacetaat (KAc).
  2. Plaats de pipet in een speciale houder met een zilver / zilver-chloride (Ag / AgCl) draad op de pipet oplossing voor een intracellulaire versterker (via een hoofd stage). De houder moet een micromanipulator worden bevestigd. Plaats een Ag / AgCl referentie-elektrode op de nekspieren van de rat.
  3. Langzaam steek de pipet in de hersenen tot aan het gebied van belang en controleer de weerstand door het bewaken van de spanning in reactie op de huidige stappen. Gebruik de buzz (of zap) knop van de versterker naar de pipet te wissen als dat nodig is.
  4. Gebruik wattenstaafjes of synthetisch absorptie driehoeken aan de craniotomie (zorg dat de ECoG of intracellulaire elektroden niet aan te raken) alvorens te bedekken met silicone-elastomeer of 4% agarose de hersenen bewegingen verminderen drogen.
  5. Laat de pipet in 1-2 micrometer stappen totdat de weerstand toeneemt bij het naderen van een cel. Maak dan gebruik van de buzz-functie van de versterker te PenetraTÉ in het neuron.

3. Laten de Iso-elektrische staat

  1. Voer de betreffende experimentele protocol (bijv afvuren responsen op intracellulair geïnjecteerde stromen, stroom-voltage relaties, sensorische stimuli reacties) in dit stadium tegelijkertijd bewaken van de neuron membraanpotentiaal, de ECoG en fysiologische variabelen.
  2. Controleer of de intracellulaire elektrode stabiel in de cel door analyse van de stabiliteit van zowel de membraanpotentiaal en de actiepotentiaal van woningen opnamesessie. Zo niet, ga niet naar de volgende stap en wacht tot de opname stabiel wordt weer of zoek een andere neuron.
  3. Injecteer hoog maar infra-dodelijke dosis natriumpentobarbital via de IP lijn (~ 90 mg / kg, kan zo laag als 35 mg / kg van pentobarbital begintoestand als tot 155 mg / kg van het fentanyl initiële conditie).
    Opmerking: Binnen 15 - 20 min de intracellulaire en ECoG waveforms moeten vertragen met slecht functionerende elektrische stiltes tot kortstondig bereikt de zogenaamde "burst-suppressie" Het profiel van 37,38, die geleidelijk instort tot een volledige iso-elektrische toestand. Verwacht wordt dat de hartslag vertraagt ​​significant (van ~ 10-20%) maar de SpO 2 en EtCO 2 moet betrekkelijk stabiel blijft.
  4. Als het isoelektrische toestand niet wordt bereikt, injecteert een kleine hoeveelheid natrium pentobarbital (~ 10% van de dosis stap 3,1). Wacht 15 minuten voor het toevoegen van meer verdovingsmiddel wanneer het iso-elektrische toestand nog niet bereikt.
  5. Herhaal de experimentele protocol om de impact van het netwerk dynamiek op integratieve eigenschappen van de opgenomen neuron te vergelijken.
    Noot: Na beëindiging van anesthesie injecties, moet de elektrische hersenactiviteit herstellen volledig binnen 3 tot 4 uur.
  6. Na afloop van het experiment, injecteer een dodelijke dosis van natriumpentobarbital (200 mg / kg, IP) aan de rat euthanize.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Inducerende en onderhouden van een iso-elektrisch brein staat is een delicate in vivo experimentele procedure. Het is bewezen een krachtig instrument om de impact van corticale netwerkactiviteit op neuronale exciteerbaarheid en overdrachtsfunctie 29 rechtstreeks te bestuderen. Figuur 1 toont de multiparameter monitoren, waaronder ECoG en vitale constanten van fysiologische toestand van het dier vóór (Figuur 1A ) en na (figuur ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

We beschrijven hier een nieuwe methode te onderdrukken in vivo spontane cerebrale elektrische activiteit op zowel het netwerk en cellulaire niveau. Deze procedure leidt tot een extreem hersentoestand zogenaamde coma isoëlektrische 41. Vanuit een klinisch oogpunt, een dergelijke electrocerebral inactiviteit is de meest ernstige afwijking die kan worden gezien op het EEG. Het wordt meestal geassocieerd met een onomkeerbare coma, met alle patiënten ofwel sterven of voortzetten in een persisterende veget...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door subsidies van de Fondation de France, het Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale, de Pierre & Marie Curie University en het programma 'Investissements d'avenir' ANR-10-IAIHU-06.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Sodium PentobarbitalCentravetPentobarbital
Ketamine 500MerialImalgène 500
Fentanyl Janssen-CilagFentanyl
XylocaineCentravetXylovet
Gallamine triethiodideSigmaG8134
ECoG amplifierA-M SystemsAC amplifier, Model 1700
Intracellular amplifierMolecular DevicesAxoclamp 900A
Data acquisition interfaceCambridge Electronic DesignCED power 1401-3 
Data analysis softwareCambridge Electronic DesignSpike2 version 7
micromanipulatorScientificaIVM-3000
Capillary PullerNarishigePE-2
Borosilicate glass capillariesHarvard ApparatusGC150F-10
Silver wire 0.125 mm (intracellular recording)WPIAGT0525
Ag-AgCl referencePhymepE242
Silver wire 0.25 mm (ECoG recording)WPIAGT1025
Artificial respiration systemMinerveAlpha Lab
Physiological parameters monitoringDigicareLifeWindow Lite
Heating BlanketHarvard Apparatus507215
StereomicroscopeLeicaM80
ScissorsFST15005-08
Forceps Dumont #5FST11295-10
Forceps Dumont #5SFFST11252-00
IP Polyurethane catheter - 0.43x0.69 mm  InstechBTPU-027
Silicon elastomereWPIKWIK-CAST
Dental drillNSKY1001151 and P496
Surgical glue3Mvetbond

Referenties

  1. Fatt, P., Katz, B. Some observations on biological noise. Nature. 166 (4223), 597-598 (1950).
  2. Brock, L. G., Coombs, J. S., Eccles, J. C. The recording of potentials from motoneurones with an intracellular electrode. J. Physiol. 117 (4), 431-460 (1952).
  3. Destexhe, A., Rudolph, M., Fellous, J. M., Sejnowski, T. J. Fluctuating synaptic conductances recreate in vivo-like activity in neocortical neurons. Neuroscience. 107 (1), 13-24 (2001).
  4. Silver, R. A. Neuronal arithmetic. Nat. Rev. Neurosci. 11 (7), 474-489 (2010).
  5. Azouz, R., Gray, C. M. Cellular mechanisms contributing to response variability of cortical neurons in vivo. J. Neurosci. 19 (6), 2209-2223 (1999).
  6. Sanchez-Vives, M. V., Nowak, L. G., McCormick, D. A. Membrane Mechanisms Underlying Contrast Adaptation in Cat Area 17 In Vivo. J. Neurosci. 222 (11), 4267-4285 (2000).
  7. Petersen, C. C. H., Hahn, T. T. G., Mehta, M., Grinvald, A., Sakmann, B. Interaction of sensory responses with spontaneous depolarization in layer 2/3 barrel cortex. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (23), 13638-13643 (2003).
  8. Sachdev, R. N. S., Ebner, F. F., Wilson, C. J. Effect of Subthreshold Up and Down States on the Whisker-Evoked Response in Somatosensory Cortex. J. Neurophysiol. 92 (6), 3511-3521 (2004).
  9. Hasenstaub, A., Sachdev, R. N. S., McCormick, D. A. State Changes Rapidly Modulate Cortical Neuronal Responsiveness. J. Neurosci. 27 (36), 9607-9622 (2007).
  10. Chance, F. S., Abbott, L. F., Reyes, A. D. Gain modulation from background synaptic input. Neuron. 35 (4), 773-782 (2002).
  11. Shu, Y., Hasenstaub, A., Badoual, M., Bal, T., McCormick, D. A. Barrages of synaptic activity control the gain and sensitivity of cortical neurons. J. Neurosci. 23 (32), 10388-10401 (2003).
  12. Mitchell, S. J., Silver, R. A. Shunting inhibition modulates neuronal gain during synaptic excitation. Neuron. 38 (3), 433-445 (2003).
  13. Prescott, S. A., De Koninck, Y. Gain control of firing rate by shunting inhibition: roles of synaptic noise and dendritic saturation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (4), 2076-2081 (2003).
  14. Graham, L. J., Schramm, A. In Vivo Dynamic-Clamp Manipulation of Extrinsic and Intrinsic Conductances: Functional Roles of Shunting Inhibition and IBK in Rat and Cat Cortex. Dynamic-clamp: From principles to applications. , (2009).
  15. Fernandez, F. R., White, J. A. Gain control in CA1 pyramidal cells using changes in somatic conductance. J. Neurosci. 30 (1), 230-241 (2010).
  16. Polack, P. O., Friedman, J., Golshani, P. Cellular mechanisms of brain state-dependent gain modulation in visual cortex. Nat. Neurosci. 16 (9), 1331-1339 (2013).
  17. Zhou, M., Liang, F., et al. Scaling down of balanced excitation and inhibition by active behavioral states in auditory cortex. Nat. Neurosci. 17 (6), 841-850 (2014).
  18. Contreras, D., Destexhe, A., Sejnowski, T. J., Steriade, M. Spatiotemporal Patterns of Spindle Oscillations in Cortex and Thalamus. J. Neurosci. 17 (3), 1179-1196 (1997).
  19. Charpier, S., Mahon, S., Deniau, J. M. In vivo induction of striatal long-term potentiation by low-frequency stimulation of the cerebral cortex. Neuroscience. 91 (4), 1209-1222 (1999).
  20. Constantinople, C. M., Bruno, R. M. Effects and Mechanisms of Wakefulness on Local Cortical Networks. Neuron. 69 (6), 1061-1068 (2011).
  21. Poulet, J. F. A., Fernandez, L. M. J., Crochet, S., Petersen, C. C. H. Thalamic control of cortical states. Nat. Neurosci. 15 (3), 370-372 (2012).
  22. Hille, B. Ion Channels of Excitable Membranes, Third Edition. , Sinauer Associates. Sunderland, Mass. (2001).
  23. Sakmann, B., Neher, E. Single-Channel Recording. , Springer. (2009).
  24. Ferster, D., Chung, S., Wheat, H. Orientation selectivity of thalamic input to simple cells of cat visual cortex. Nature. 380 (6571), 249-252 (1996).
  25. Paré, D., Shink, E., Gaudreau, H., Destexhe, A., Lang, E. J. Impact of spontaneous synaptic activity on the resting properties of cat neocortical pyramidal neurons In vivo. J. Neurophysiol. 79 (3), 1450-1460 (1998).
  26. Destexhe, A., Paré, D. Impact of network activity on the integrative properties of neocortical pyramidal neurons in vivo. J. Neurophysiol. 81 (4), 1531-1547 (1999).
  27. Kara, P., Pezaris, J. S., Yurgenson, S., Reid, R. C. The spatial receptive field of thalamic inputs to single cortical simple cells revealed by the interaction of visual and electrical stimulation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99 (25), 16261-16266 (2002).
  28. Lomber, S. G. The advantages and limitations of permanent or reversible deactivation techniques in the assessment of neural function. J. Neurosci. Meth. 86 (2), 109-117 (1999).
  29. Altwegg-Boussac, T., Chavez, M., Mahon, S., Charpier, S. Excitability and responsiveness of rat barrel cortex neurons in the presence and absence of spontaneous synaptic activity in vivo. J. Physiol. 592 (16), 3577-3595 (2014).
  30. Miner, N. A., Koehler, J., Greenaway, L. Intraperitoneal injection of mice. Appl. Microbiol. 17 (2), 250-251 (1969).
  31. Paxinos, G., Watson, C. The rat brain in stereotaxic coordinates (2nd edn). , Academic Press. (1986).
  32. Wolfensohn, S. Handbook of Laboratory Animal Management and Welfare. , Wiley-Blackwell. (2013).
  33. Bester, H., Chapman, V., Besson, J. M., Bernard, J. F. Physiological Properties of the Lamina I Spinoparabrachial Neurons in the Rat. J. Neurophysiol. 83 (4), 2239-2259 (2000).
  34. Greene, S. A. Veterinary Anesthesia and Pain Management Secrets. , Elsevier Health Sciences. (2002).
  35. Morgan, B. J., Adrian, R., Bates, M. L., Dopp, J. M., Dempsey, J. A. Quantifying hypoxia-induced chemoreceptor sensitivity in the awake rodent. J. Appl. Physiol. 117 (7), 816-824 (2014).
  36. Mahon, S., Deniau, J. M., Charpier, S. Relationship between EEG potentials and intracellular activity of striatal and cortico-striatal neurons: an in vivo study under different anesthetics. Cereb. Cortex. 11 (4), 360-373 (2001).
  37. Ganes, T., Lundar, T. The effect of thiopentone on somatosensory evoked responses and EEGs in comatose patients. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 46 (6), 509-514 (1983).
  38. Schmid-Elsaesser, R., Schröder, M., Zausinger, S., Hungerhuber, E., Baethmann, A., Reulen, H. J. EEG burst suppression is not necessary for maximum barbiturate protection in transient focal cerebral ischemia in the rat. J. Neurol. Sci. 162 (1), 14-19 (1999).
  39. Cummins, T. R., Jiang, C., Haddad, G. G. Human neocortical excitability is decreased during anoxia via sodium channel modulation. J Clin Invest. 91 (2), 608-615 (1993).
  40. Gu, X. Q., Kanaan, A., Yao, H., Haddad, G. G. Chronic High-Inspired CO2 Decreases Excitability of Mouse Hippocampal Neurons. J. Neurophysiol. 97 (2), 1833-1838 (2007).
  41. Lehembre, R., Gosseries, O., et al. Electrophysiological investigations of brain function in coma, vegetative and minimally conscious patients. Arch Ital Biol. 150 (2/3), 122-139 (2012).
  42. Husain, A. M. Electroencephalographic assessment of coma. J Clin Neurophysiol. 23 (3), 208-220 (2006).
  43. Fink, E. L., Alexander, H., et al. An Experimental Model of Pediatric Asphyxial Cardiopulmonary Arrest in Rats. Pediatr Crit Care Med. 5 (2), 139-144 (2004).
  44. Lukatch, H. S., McIver, M. B. Synaptic mechanisms of thiopental-induced alterations insynchronized cortical activity. Anesthesiology. 84, 1425-1434 (1996).
  45. Kroeger, D., Amzica, F. Hypersensitivity of the anesthesia-induced comatose brain. J Neurosci. 27, 10597-10607 (2007).
  46. Kroeger, D., Florea, B., Amzica, F. Human brain activity patterns beyond the isoelectric line of extreme deep coma. PLoS ONE. 8 (9), e75257(2013).
  47. Margrie, T. W., Brecht, M., Sakmann, B. In vivo, low-resistance, whole-cell recordings from neurons in the anaesthetized and awake mammalian brain. Pflugers Arch. 444 (4), 491-498 (2002).
  48. DeWeese, M. Whole-Cell Recording In Vivo. Current Protocols in Neuroscience. , (2007).
  49. Schramm, A. E., Marinazzo, D., Gener, T., Graham, L. J. The Touch and Zap Method for In Vivo Whole-Cell Patch Recording of Intrinsic and Visual Responses of Cortical Neurons and Glial Cells. PLoS ONE. 9 (5), e97310(2014).
  50. Mahon, S., Charpier, S. Bidirectional Plasticity of Intrinsic Excitability Controls Sensory Inputs Efficiency in Layer 5 Barrel Cortex Neurons in Vivo. J. Neurosci. 32 (33), 11377-11389 (2012).
  51. Destexhe, A., Rudolph, M., Paré, D. The high-conductance state of neocortical neurons in vivo. Nat. Rev. Neurosci. 4 (9), 739-751 (2003).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

NatriumpentobarbitalIntracellulaire RegistratieElectrocorticogramCerebrale InactiviteitOnderdrukking van Synaptische ActiviteitComateuze ToestandMembraanpotentiaalBurst-suppressie
Inductie van een iso-elektrisch Brain staat om de impact van endogene synaptische activiteit op neuronale Exciteerbaarheid Onderzoek
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.