Methodenartikel

Generatie van ESC afgeleide Mouse epitheelcellen behulp van cellen ontdane Lung Steigers

DOI:

10.3791/54019

⸱

5 mei 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology and Experimental Medicine, Peter Gilgan Centre for Research and Learning, Hospital for Sick Children

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol richt efficiënt muis embryonale stamcellen afgeleide definitieve endoderm aan de luchtwegen rijpen epitheelcellen. Deze differentiatie techniek maakt gebruik van 3-dimensionale cellen ontdane long scaffolds rechtstreekse long lijn specificatie, in een gedefinieerd serumvrij cultuurmedium setting.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lung lineage differentiatie vereist de integratie van complexe omgevingssignalen dat groeifactor signaaltransductie, cel-cel interacties en cel-matrix interacties omvatten. Door deze complexiteit, herhaling van longontwikkeling in vitro differentiatie van stamcellen long epitheelcellen bevorderen is een uitdaging. In dit protocol wordt gedecellulariseerde long scaffolds gebruikt om de 3-dimensionale omgeving nabootsen van de long en het genereren van stamcellen afgeleide epitheelcellen. Muis embryonale stamcel eerst gedifferentieerd om de endoderm lijn met een embryoid body (EB) kweekmethode met activine A. Endoderm cellen worden vervolgens gezaaid op ontceld steigers en gekweekt bij lucht-vloeistof-grensvlak tot 21 dagen. Deze techniek bevordert differentiatie van gezaaide cellen functionele epitheelcellen (haarcellen, club cellen en basale cellen) zonder bijkomende groeifactor suppletie. Deze cultuur setup is gedefinieerd, Serum-vrij, goedkoop en reproduceerbaar. Hoewel er weinig vervuiling van niet-long endoderm lineages in cultuur, dit protocol genereert alleen luchtwegepitheelcellen populaties en niet leidt tot alveolaire epitheelcellen geven. Luchtwegepitheel die met dit protocol kan worden gebruikt om cel-matrix interacties te bestuderen bij long organogenese en ziektemodel of drug-ontdekkingsplatformen van luchtwegen pathologieën zoals cystische fibrose.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gerichte differentiatie van pluripotente cellen aan de long lijn afhankelijk is nauwkeurig signaleringsgebeurtenissen in de micro 1,2. Vanwege de dynamische aard van dit proces is een uitdaging om de precieze gebeurtenissen long organogenese bootsen in vitro. Recente rapporten hebben stapsgewijze lijn beperking strategieën oplosbare groeifactor aanvulling van tweedimensionale culturen gebruikt long differentiatie 3-8 bereiken. Bij stapsgewijze differentiatie protocollen pluripotente cellen of embryonale stamcellen (ESC) of geïnduceerde pluripotente stamcellen werden eerst gedifferentieerd om de definitieve endoderm kiemlaag. Endodermale cellen werden vervolgens geduwd om een ​​anterieure endoderm lot en daarna naar de longen stamcellen, zoals aangegeven door de expressie van homeodomein bevatten transcriptiefactor NKX2-1. Deze long voorlopers werden verder gedifferentieerd om proximale (de luchtwegen) of distale (alveolaire) long epitheelcellen with aanhoudende groei factor suppletie. Dergelijke 2-dimensionale strategieën hebben enig succes in het genereren longepitheelcellen had, maar er zijn verschillende beperkingen zoals duidelijk efficiëntie mogelijke verontreiniging van andere endodermale lineages, ontbreken van een 3-dimensionaal (3D) structuur en in sommige gevallen het gebruik van ongedefinieerde culturen met serum supplementatie. Cultuur van pluripotente of gedifferentieerde cellen op cellen ontdane long stellages wordt steeds meer gebruikt als een test om de regeneratieve mogelijkheden van gezaaide cellen voor het vormen longepitheelcellen structuren 3,5,6,8,9 beoordelen. Dergelijke rapporten cultuur gezaaide cellen op steigers met een aanhoudende groei factor of serum suppletie.

Longontwikkeling omvat de afdeling, migratie, genexpressie en differentiatie van individuele cellen als reactie op omgevingsfactoren. De extracellulaire matrix (ECM) is een rooster van glycoproteïnen die naast het verstrekken van structurele ondersteuning, verbindt tissue morfogenese door de integratie en de regulering van deze processen 10,11. Via de longen ECM skelet als natuurlijk bruggenhoofd endoderm cultuur beter bootsen de in vivo ontwikkeling longen milieu, hebben we gegenereerd stamcellen afgeleide epitheelcellen in een gedefinieerde 3D-kweek omgeving met hoge efficiëntie en reproduceerbaarheid.

Ratlong ECM scaffolds werden gegenereerd door ontcelling en muis ESC-afgeleide endodermale cellen werden gegenereerd en vervolgens gezaaid op deze scaffolds. Dual expressie van CXCR4 & c-KIT eiwitten duidt op een definitieve endoderm cel identiteit en cellen positief voor zowel SOX2 & NKX2-1 expressie worden geïdentificeerd als de luchtwegen (proximale long) stamcellen. Definitieve endoderm cellen werden gekweekt bij Air Liquide interface (ALI) gedurende drie weken functionele epitheelcellen in vitro genereren.

Dit protocol bevordert long lineage differentiatie van definitieve endoderm zo vroeg als 7 dagen, waargenomen met de opkomst van NKX2-1 + / SOX2 + vroege proximale long voorouders. Op dag 14 en 21 van de cultuur volwassen luchtwegen epitheelcellen populaties emerge waaronder trilharen (TUBB4A +), club (SCGB1A1 +), en basale (TRP63 +, KRT5 +) cellen met morfologische en functionele gelijkenis met inheemse muis luchtwegen. Dit protocol toont het belang van de 3D-matrix micro-omgeving voor het bereiken robuuste differentiatie epitheelcellen van de luchtwegen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Animal experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen Animal Care Committee van het Hospital for Sick Children Research Institute.

1. Steiger Voorbereiding

  1. Decellularisatie longen
    1. Euthanaseren volwassen Wistar ratten met behulp van CO 2 kamer. Plaats dier in de kamer en beginnen met 100% CO 2 blootstelling bij een fill rate van 10-30% van de kamer volume per minuut.
      1. Observeren van dieren voor bewusteloosheid; Dit vindt plaats na ca. 2-3 min. Als bewusteloosheid niet voorkomt in deze periode, controleer fill rate en kamermuziek afdichting. Naar aanleiding van bewusteloosheid, observeren van dieren voor vervaagde oogkleur en het ontbreken van de ademhaling. Als beide worden waargenomen, te behouden CO 2 vulling voor 1-2 min en verwijder dier uit de kamer voor de procedure.
    2. Secure dier om het ontleden van het oppervlak door de vaststelling van voorpoten en achterpoten, en spuit langs de borst en de buik met 70% ethanol. Toegang tot het hart en de lungs door het openen van de borstholte via een verticale snede langs het borstbeen.
    3. Maak kleine incisies tot diafragma eerste zorgen de longen trekken, waardoor de kans op doorprikken van de longen. Ligeren van de inferior vena cava met een hechtdraad en plaats een kleine incisie in het linker atrium met kleine ontleden schaar.
    4. Met behulp van een voorbereide 10 ml spuit met een 25 G naald gevuld met gehepariniseerde Hank's gebalanceerde zoutoplossing (HBSS) (10 U / ml heparine in HBSS), start longperfusie door de naald in de rechter ventrikel naar de buffer duwen door de pulmonaire circulatie (snelheid van 2 ml / min). Herhaal deze procedure totdat de longen wit worden en de vloeistof die uit het linker atrium loopt duidelijk.
    5. Na perfusie, bloot de luchtpijp en canule met een plastic katheter in de buurt van de schildklier kraakbeen en vast te zetten met een hechting.
    6. Setup een zwaartekracht perfusie-systeem door de vaststelling van een 10 ml spuit om een ​​retort stand en klem. Verwijder en discard zuiger. Verzeker maximum vulpunt op spuit op 20 cm boven de longen. Bevestig een twee-weg kraan naar het einde van de injectiespuit, en een lange kunststof slang aan het andere uiteinde van de afsluiter voor het leveren van cellen ontdoen oplossing van de trachea canule. Giet oplossing in spuit en laat oplossing bijgevoegde plastic buizen en de katheter in te vullen.
      1. Lavage van de longen vult aan totale longcapaciteit (ongeveer 12 ml) gedurende 1 min en verwijder de plastic katheter van de trachea om het fluïdum uit de longen stroomt. Heeft spuit meer dan 10 ml niet vullen wanneer lavaging longen druk onder 20 cm H 2 O. houden
    7. Herhaling lavage van de longen acht maal met ontcelling oplossing, gevolgd door 10 spoelen met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS).
    8. Ontleden de luchtpijp en longen vrij van de nek en borstholte en uit het dier. Houd weefsel in koude PBS bij 4 ° C totdat voorbereiding vibratome sectioning.
  2. Dikke sectie generatie
    1. Bereid ongeveer 15 ml van 2% en 4% (w / v) agarose, en voldoende 6% (w / v) agarose voor het inbedden alle lobben in kleinere rechthoekige blokken. Ontbinden laag smeltpunt agarose poeder in PBS door de magnetron. Breng de agarose 50 ml buizen op een verwarmingsblok en handhaven temperatuur boven 40 ° C geleren te vermijden.
    2. Ontleden van cellen ontdane long aan het einde van elke kwab bronchus naar elke lob (craniale, midden, accessoires en caudale rechts lobben en de linker kwab) met behulp van kleine schaar los. Pat droog elke lob absoberend vellen om overmaat PBS halen en binnen 2% (w / v) agarose tijdens het verwarmingsblok.
    3. Verwijder elke kwab na 5 min van coating in agarose, plaatsen in een petrischaal en laat het oppervlak gel gedurende 1 minuut op een koude plaat.
    4. Plaats voorzichtig lobben terug in 4% (w / v) agarose, koel na 5 min en herhaal coating nogmaals met 6% (w / v) agarose.
    5. Na sequentiële coAting van elke lob, insluiten elke lob afzonderlijk op 6% (w / v) agarose met metalen base vormen met tenminste 3 mm agarose rond het weefsel van de randen. Orient elke lob behulp van een tang door het zo kwab grootste vlakke rand aan het oppervlak van de metalen mal tegenover de experimentator. Deze rand zal de zijde met het model plaat voor vibratome snijden vaste zijn.
    6. Allow blocks geleren op koude plaat gedurende tenminste 30 minuten voor het snijden met vibratome. WINKEL blokken in een vochtige kamer gedurende 12 uur bij 4 ° C voorafgaand aan Vibratome snijden.
    7. Stel de vibratome door het invullen van het snijden kamer met koude PBS 12. Handhaaf koude temperatuur tijdens het snijden met de omringende ijsbad. Verwijderen blokken van metalen matrijzen en gebruik een scheermesje worden weggesneden agarose rond lobben, terwijl ongeveer 3 mm van de rand van het weefsel.
    8. Bevestig weefsel naar het centrum van het monster plaat met behulp van lijm, en dompel plaat in tHij PBS gevulde snijden kamer. Setup snijden grenzen op vibratome door het selecteren van de volgende snelheid, de amplitude, en de dikte waarden respectievelijk 0,2 mm / sec, 1,85 mm en 350 micrometer.
      Opmerking: Zowel langs- en dwarsdoorsneden van de lob oriëntatie aanvaardbaar.
    9. Sectie elke kwab volledig. Handmatig snijvlakken vrije behulp van kleine schaar of een sectie niet volledig aan het eind van de sectie sequentie wordt gescheiden afgestempeld. Verzamel steiger secties voorzichtig en houdt in PBS op ijs tot de volgende stap.
      Opmerking: Secties gegenereerd zal zowel de proximale en distale longgebieden en beide bronnen kunnen worden gebruikt voor hercellularisatie; Het merendeel van het oppervlak distale long omvatten.
  3. Ontsmetting van steiger secties
    1. Breng de 350 micron dik steiger secties van PBS om microcentrifugebuizen (tot 30 secties / tube) en behandelen met nuclease (90 U / ml in PBS) (zie lijst van materialen) voor 12-24 uur bij KT, opeen rotator.
    2. Na nuclease behandeling, overdracht secties behulp van een tang om nieuwe microcentrifugebuizen en behandel met antimicrobiële oplossing (200 U / ml penicilline streptomycine en 25 ug / ml amfotericine B in PBS) onder steriele omstandigheden gedurende 6 uur bij kamertemperatuur op een rotator.
      Opmerking: steigers kunnen antimicrobiële oplossing worden bewaard tot één week bij 4 ° C voor gebruik.
    3. Na de sanering stap met antimicrobiële oplossing, spoel steigers tweemaal met PBS onder steriele omstandigheden en over te dragen aan serumvrije differentiatie media (SFDM) voorafgaand aan het zaaien met cellen.

2. endodermale Cell Voorbereiding

  1. Definitieve Endoderm Inductie
    1. Handhaaf muis ESC lijnen onder feeder-free, serum vrije cultuur met behulp van 2i omstandigheden 13. Begin endoderm inductie door het verwijderen van cellen uit aanhangend pluripotente cultuur door behandeling met trypsine.
    2. Resuspendeer cellen in SFDM en zaad bij een dichtheid van 20.000cellen / ml in lage hechtende platen gedurende drie dagen zonder wisselen van materiaal om voor EB vorming.
    3. Na drie dagen voorzichtig de EBS overbrengen naar 50 ml conische buizen met behulp van een 10 ml pipet en voor de verzameling bij de bodem voor 3 minuten bij kamertemperatuur.
    4. Zorgvuldig aspireren de media en voeg verse SFDM media aangevuld met 50 ng / ml activine A.
    5. Zaadcellen terug op het lage hechtende platen bij een 1: 2 dichtheid en kweek gedurende drie opeenvolgende dagen om definitieve endoderm differentiatie bereiken.
  2. Definitieve endoderm verrijking
    1. Verzamel dag 6 EBS, distantiëren met trypsine en label voor c-KIT en CXCR4 expressie met behulp van geconjugeerde fluorescente antilichamen 14.
    2. Sorteer gelabelde cellen met behulp van fluorescentie-geactiveerde celsortering (FACS) voor expressie van beide markers om een verrijkte populatie definitieve endoderm 15 verkrijgen.

3. hercellularisatie Setup

  1. Lucht-vloeistof grensvlakcultuur setup
    1. Transfer elke gedecellulariseerde steiger sectie (stap 1.2.9) van SFDM op een hydrofoob zwevende membraan (8 urn poriegrootte) met behulp van een steriel pincet. Zorg ervoor steiger secties zijn gelijkmatig verspreid over het membraan.
    2. Bereid 6- of 12-well platen vult putjes met 1 of 0,5 ml SFDM respectievelijk. Plaats voorzichtig membranen in putten, zodat de membraan zweven boven media, het creëren van een cultuur opstart lucht-vloeistof.
  2. Het zaaien van 3D steigers
    1. Na FACS definitieve endoderm markers (stap 2.2.2) tellen gesorteerde cellen met behulp van een hemocytometer, spin down bij 400 xg gedurende 5 minuten en resuspendeer in SFDM. Resuspendeer cellen een hoeveelheid die ongeveer 100.000 cellen / 10 ul / scaffold verkrijgen.
    2. Om steigers recellularize, pipet 10 ul van cellen direct op elke bereid deel uit stap 3.1.2.
    3. Vervang SFDM media in culturen per 48 uur. Zuig het oude media door met de plaat op een lichte hellingniet te verstoren de kweek. Voeg langzaam vers SFDM cultuur langs de kant van de put te voorkomen zinken of drijven membraan.
    4. Onderhouden air-vloeibare kweken gedurende maximaal 21 dagen differentiatie van gezaaide cellen bereiken om rijpe luchtwegepitheel.
      Opmerking: Recellularized secties kunnen worden verwerkt voor weefsel kleuring en immunofluorescentie (IF) microscopie op elk tijdstip tijdens de celcultuur 16.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zoals beschreven in dit protocol, robuuste differentiatie van definitieve endoderm aan epitheelcellen kan worden bereikt met behulp van uitgebreide cultuur van de gezaaide cellen op cellen ontdane long schavot secties rijpen. Aanbevolen wordt cellen ontdane steigers worden gekarakteriseerd om te garanderen (1) gastheercellen worden volledig verwijderd, en (2) extracellulaire matrixeiwitten worden vóór gebruik draagstructuren voor differentiatie behouden. Decellularisatie kan worden beoor...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De hier beschreven protocol genereert volwassen ESC-afgeleide luchtwegepithelen met uitsluitend natuurlijke long steigers aan direct differentiatie met geen andere suppletie. Deze cultuur setup is gedefinieerd, serumvrij, goedkoop en reproduceerbaar. Geen groeifactor suppletie base differentiatie media vereist. Eerder gepubliceerde werkwijzen voor het genereren stamcellen afgeleide longepitheelcellen gebruikt 2-dimensionale strategieën groeifactor suppletie van afstamming beperking 3,4,8,18,19 promoten. De hi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Er zijn geen concurrerende financiële belangen te verklaren.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wij willen Dr. Rossant en Dr. Bilodeau bedanken voor de Nkx2-1 mCherry ESC gebruikt in experimenten afgebeeld in figuren 1-3. FACS werd uitgevoerd in De SickKids-UHN flowcytometrie Facility. Dit werk werd ondersteund door het bedienen van subsidies van de Canadese Institutes for Health Research en een infrastructuur subsidie ​​(CSCCD) van de Canadese Stichting voor Innovatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Reagents
Perfusion solutionSigmaH077710 U/ml heparin
Perfusion solutionGibco14170112opgelost in Hank's balanced salt solution (HBSS-)
Decellularization solutionBioShopCHA0038 mM CHAPS
Decellularization solutionSigmaE988425 mM EDTA
Decellularization solutionBioShopSOD0021 M NaCl
Decellularization solutionGibco14190-144opgelost in PBS
Benzonase nucleaseNovagen70664-390 U/ml Benzonase nuclease 
Benzonase nucleaseGibco14190-144verdund in PBS
Antimicrobial solution Gibco15140200 U/ml penicillin streptomycin
Antimicrobial solution Gibco1529025 μg/ml amphotericin B
Antimicrobial solution Gibco14190-144verdund in PBS
Trypsinization Gibco12605-028TrypLE
Serum free differentiation media (SFDM)GibcoIMDM 2440-053, F12 11765-0543:1 verhouding van IMDM en Ham’s gemodificeerd F12 medium
Serum free differentiation media (SFDM)Gibco12587-010B27 supplement (50x verdunning)
Serum free differentiation media (SFDM)Gibco17502-048N2 supplement (100x verdunning)
Serum free differentiation media (SFDM)Gibco15260-0370.05% (Fraction V) bovine serum albumine
Serum free differentiation media (SFDM)Gibco35050-061200 mM Glutamax
Serum free differentiation media (SFDM)SigmaM61454 μM monothioglycerol
Serum free differentiation media (SFDM)SigmaA4403 0.05 mg/ml ascorbinezuur
Endoderm inductionR&D338-AC/CFActivine A
Antibodies
CDH1BD Biosciences610181Muis, niet-geconjugeerd, 1:100
C-KITBD Biosciences558163Ratten, PE-Cy7, 1:100
CXCR4BD Biosciences558644Ratten, APC, 1:100
KRT5Abcamab24647Konijn, niet-geconjugeerd, 1:1.000
NKX2-1Abcamab76013Konijn, niet-geconjugeerd, 1:200
LaminineNovus BiologicalsNB300-144Konijn, niet-geconjugeerd, 1:200
SCGB1A1Santa Cruzsc-9772 Geit, niet-geconjugeerd, 1:1.000
SOX2R&D SystemsAF2018 Geit, niet-geconjugeerd, 1:400
TRP63Santa Cruzsc-8431Muis, niet-geconjugeerd, 1:200
TUBB4ABioGenexMU178-UCMuis, niet-geconjugeerd, 1:500
Goat IgG InvitrogenA-11055Ezel, Alexa Fluor 488, 1:200
Mouse IgG InvitrogenA-21202Ezel, Alexa Fluor 488, 1:200
Mouse IgG InvitrogenA-31571Ezel, Alexa Fluor 647, 1:200
Rabbit IgGInvitrogenA-21206Ezel, Alexa Fluor 488, 1:200
Rabbit IgG InvitrogenA-31573Ezel, Alexa Fluor 647, 1:200
Other Materials
Low adherent platesNuncZ721050 Laag cell binding platen,  6 wells  
Air-liquid interface membranes Whatman110614Hydrofobe Nucleopore membraan, 8 μm poriëngrootte
VibratomeLeicaVT1200S Leica Vibratome
Tissue AdhesiveTed Pella10033Pelco weefselkleefstof
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Discher, D. E., Mooney, D. J., Zandstra, P. W. Growth Factors, Matrices, and Forces Combine and Control Stem Cells. Science. 324 (5935), 1673-1677 (2009).
  2. Daley, W. P., Peters, S. B., Larsen, M. Extracellular matrix dynamics in development and regenerative medicine. J. Cell Sci. 121 (3), 255-264 (2008).
  3. Ghaedi, M., et al. Human iPS cell-derived alveolar epithelium repopulates lung extracellular matrix. J. Clin. Invest. 123 (11), 4950-4962 (2013).
  4. Huang, S. X. L., et al. Efficient generation of lung and airway epithelial cells from human pluripotent stem cells. Nat. Biotechnol. 32 (1), 84-91 (2014).
  5. Jensen, T., et al. A rapid lung de-cellularization protocol supports embryonic stem cell differentiation in vitro and following implantation. Tissue Eng. Part C: Methods. 18 (8), 632-646 (2012).
  6. Longmire, T. A., et al. Efficient derivation of purified lung and thyroid progenitors from embryonic stem cells. Cell stem cell. 10 (4), 398-411 (2012).
  7. Wong, A. P., et al. Directed differentiation of human pluripotent stem cells into mature airway epithelia expressing functional CFTR protein. Nat. Biotechnol. 30 (9), 876-882 (2012).
  8. Gilpin, S. E., et al. Enhanced Lung Epithelial Specification of Human Induced Pluripotent Stem Cells on Decellularized Lung Matrix. Annal. Thorac. Surg. 98, 1721-1729 (2014).
  9. Cortiella, J., et al. Influence of Acellular Natural Lung Matrix on Murine Embryonic Stem Cell Differentiation and Tissue Formation. Tissue Eng. Part A. 16 (8), 2565-2580 (2010).
  10. Princivalle, M., De Agostini, A. Developmental roles of heparan sulfate proteoglycans: a comparative review in Drosophila, mouse and human. Int. J. Dev. Biol. 46, 267-278 (2002).
  11. Thompson, S. M., Jesudason, E. C., Turnbull, J. E., Fernig, D. G. Heparan sulfate in lung morphogenesis: The elephant in the room. Birth Defects Res. Part C, Embryo Today. 90 (1), 32-44 (2010).
  12. Zimmermann, M., et al. Improved reproducibility in preparing precision-cut liver tissue slices. Cytotechnology. 61 (3), 145-152 (2009).
  13. Ying, Q. -L., et al. The ground state of embryonic stem cell self-renewal. Nature. 453 (7194), 519-523 (2008).
  14. Fox, E., et al. Three-Dimensional Culture and FGF Signaling Drive Differentiation of Murine Pluripotent Cells to Distal Lung Epithelial Cells. Stem Cells Dev. 24 (1), 21-35 (2014).
  15. Basu, S., Campbell, H. M., Dittel, B. N., Ray, A. Purification of Specific Cell Population by Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS). J. Vis. Exp. (41), e1546(2010).
  16. Shojaie, S., et al. Acellular lung scaffolds direct differentiation of endoderm to functional airway epithelial cells: requirement of matrix-bound HS proteoglycans. Stem Cell Reports. 4, 1-12 (2015).
  17. Kubo, A., et al. Development of definitive endoderm from embryonic stem cells in culture. Development. 131 (7), 1651-1662 (2004).
  18. Longmire, T. A., et al. Efficient Derivation of Purified Lung and Thyroid Progenitors from Embryonic Stem Cells. Cell stem cell. 10 (4), 398-411 (2012).
  19. Wong, M. D., Dorr, A. E., Walls, J. R., Lerch, J. P., Henkelman, R. M. A novel 3D mouse embryo atlas based on micro-CT. Development. 139 (17), 3248-3256 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Embryonale stamcellenendodermdifferentiatielucht vloeistofinterfacesectonering van steigerslongperfusiecel matrixinteractiesserumvrij mediumdefinitief endoderm

Gerelateerde artikelen