Methodenartikel

Cutane Chirurgische denervatie: een methode voor de Eis Testen op Zenuwen in muismodellen van huidziekte

DOI:

10.3791/54050

⸱

26 juni 2016

 ,  , 
1Dermatology, Cell and Developmental Biology, University of Michigan, 2Dermatology Branch, National Cancer Institute, National Institutes of Health

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel bevat gedetailleerde protocollen voor genetische markering van muizenhuid, chirurgische denervatie, huidbiopsie en visualisering van gelabelde epitheel door gehele-mount β-galactosidase kleuring. Deze methoden kunnen worden gebruikt om de vereiste voor zenuwen in muismodellen van normale en pathologische huid te testen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Huidsensorische zenuwen hebben als functie om diverse stimuli te detecteren die op de huid inwerken. Naast hun gevestigde sensorische rollen, hebben recente studies gesuggereerd dat zenuwen ook huidaandoeningen kunnen moduleren, waaronder atopische dermatitis, psoriasis en kanker. Hier beschrijven we protocollen voor het testen van de vereiste van zenuwen bij het onderhouden van een cutaan mechanosensorisch orgaan, de aanraakkoepel (TD). Specifiek bespreken we methoden voor genetisch labelen, oogsten en visualiseren van TD's door middel van volledige montagekleuring, en voor het uitvoeren van eenzijdige chirurgische denervatie op de rughuid van een muis. Samen kunnen deze benaderingen worden gebruikt om TD-morfologie en genexpressie direct te vergelijken in denerveerde en sjaam-geopereerde huid van hetzelfde dier. Deze methoden kunnen ook gemakkelijk worden aangepast om de vereiste van zenuwen in muismodellen van huidaandoeningen te onderzoeken. Ten slotte biedt de mogelijkheid om herhaaldelijk de huid te bemonsteren een gelegenheid om de ziekteprogressie in verschillende stadia en tijden na initiatie te monitoren.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De afgelopen jaren is er een groeiende waardering geweest voor de invloed van zenuwen op ziekten die niet typisch worden beschouwd als klassieke neuropathieën1-4. In de huid hebben recente experimentele bewijzen gesuggereerd dat sensorische zenuwen diverse pathologieën kunnen moduleren, variërend van psoriasis tot kanker5-9. Dit is aangetoond met behulp van technieken zoals chirurgische denervatie en farmacologische remming van neurale functie bij knaagdieren. In het geval van psoriasis hebben deze studies een mechanistisch kader geboden voor het begrijpen waarom humane psoriatische plaques afnemen na verlies van neurale functie7,10-12.

Cutaneous zenuwen kunnen ook de genexpressie beïnvloeden13,14 en zijn essentieel voor mechanosensing in normale huid15. In het bijzonder bestaan touch dome (TD) epithelia uit een vlak van kolomvormige epidermale cellen naast neuro-endocriene Merkel cellen, die worden geïnnerveerd door langzaam aanpassende type 1 (SA1) zenuwvezels16-18. TDs mediëren lichte aanraaksensatie en hebben Hedgehog-route-activiteit vertoond5,19. TD-onderhoud is afhankelijk van innervatie20,21, omdat zenuwen Hedgehog-liganden afscheiden om normale TDs en hun geassocieerde Merkel cellen te onderhouden19. Bovendien bevordert innervatie Hedgehog-afhankelijke tumorvorming van TD-epithelia5. Samen versterken deze studies de opvatting dat ingewikkelde moleculaire interacties die plaatsvinden tussen zenuwen en de omringende cellen in hun niche cruciaal zijn voor normale TD-fysiologie evenals voor ziekte.

Om de aard van deze interacties te onderzoeken, beschrijven we hier een reeks in vivo technieken voor het manipuleren van genexpressie in de TD, evenals voor het verzamelen van huidbiopsies voor TD-visualisatie na lijnage tracing. Ten slotte beschrijven we procedures voor het uitvoeren van unilateraal chirurgische denervatie, waarbij zenuwen worden verwijderd van één kant van de dorsale muishuid, terwijl de contralaterale kant intact blijft als een schijninterne controle. Enkele weken na de operatie worden gedenerveerde en schijncontrole huid vergeleken om veranderingen te beoordelen die optreden wanneer zenuwen worden afgebroken. Hoewel deze technieken worden beschreven in de context van normale TDs, is de denervatieprocedure gebruikt om de vereiste voor zenuwen te onderzoeken in muismodellen van psoriasis6, wondgenezing13 en tumorigenese5. Ten slotte, aangezien de huid geschikt is voor herhaalde biopsieën, biedt dit een mogelijkheid om de langetermijnbestemmingen van gelabelde cellen te monitoren of om de ziekteprogressie over meerdere tijdstippen te beoordelen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle in dit protocol beschreven procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de door de Universiteit van Michigan Unit Laboratory Animal Medicine regelgeving.

1. Laten genetische recombinatie in Muizen

Opmerking: De Gli1 TM3 (CRE / ERT2) Alj / J muizenstam (Gli1-CreERT2) 13 maakt de gerichtheid van tamoxifen geïnduceerde genetische recombinatie te epitheel TD. Steek deze stam met B6.129S4-Gt (ROSA) 26Sor tm1Sor / J reporter muizen (LacZ) 22 tot Gli1 te genereren; LacZ dieren TD cellen door whole-mount kleuring hieronder te visualiseren.

  1. Bereid tamoxifen oplossing tot een concentratie van 12,5 mg / ml in maïsolie.
    1. In een 1,5 ml buis, op tot 20 mg kristallijn tamoxifen, en vervolgens 1 ml maïsolie. Stevig tape de buis een vortex mixer en vortex continu de hoogste stand bij KT totdat de tamoxifen volledig is opgelost (2-4 uur), zoalsbevestigd door onderzoek van de buis onder een stereomicroscoop voor de afwezigheid van tamoxifen deeltjes.
    2. Breng de oplossing aan een 15 ml buis en verdunnen tamoxifen tot een eindconcentratie van 12,5 mg / ml met extra maïsolie. Meng door vortexen de viskeuze oplossing gedurende nog 30 sec. Bewaar deze oplossing gedurende 1 week bij 4 ° C in het donker.
  2. Injecteer de tamoxifen oplossing intraperitoneaal in Gli1; ​​LacZ muizen, met een volume van 200 ul per 20 g lichaamsgewicht van de muis, een effectieve dosis van tamoxifen 2,5 mg per 20 g muis gewicht.

2. Harvest Huidbiopten

Opmerking: Afhankelijk van het experiment, huid oogst biopten enkele dagen tot weken na tamoxifen inductie. Voor alle operaties, volg standaardprotocollen voor knaagdieren een operatie, inclusief het gebruik van steriele handschoenen, het dragen van een chirurgisch masker of het haar net, en die het dier met een steriele chirurgische laken tijdens de procedure.

  1. Bereid 10x voorraad verdoving oplossing door het mengen van 90 mg / ml ketamine en 6,5 mg / ml xylazine in water. Verdun deze voorraadoplossing 1:10 in steriele PBS juist voor gebruik en bewaar bij kamertemperatuur in het donker tot 8 maanden.
    1. Alternatief verdoven muizen met isofluraan inhalatie, beginnend met een gasconcentratie van 4% met zuurstof volledig verdoven van het dier, en dit vervolgens laten zakken tot 1-2% voor de duur van de procedure.
  2. Injecteer het anestheticum intraperitoneaal in een dosis van 200 pl per 20 g lichaamsgewicht van de muis. Controleer of het dier de juiste vlak van sedatie door teen knijpen assay heeft bereikt, en bevestigen dat het hart en de luchtwegen tarieven zijn normaal (ongeveer 600 beats en 160 ademhalingen per minuut, respectievelijk).
  3. Gebruik een elektrische tondeuse om het haar van de plaats van biopsie op de rug rug huid te verwijderen, en let niet te nick of beschadiging van de onderliggende huid.
  4. Bereid de chirurgische plaats door het afvegen van de scheerbeurtd gebied in een anterior-to-posterior richting het gebruik van Betadine en alcohol doekjes. Zorg ervoor dat alle haren knipsels zijn van de site verwijderd.
  5. Schets de biopsie site met behulp van een zwarte marker, plaats het dier op een warming pad in een aseptische chirurgische gebied, en dek af met een steriele chirurgische laken (voor demonstraties, werd steriel laken weggelaten om de zichtbaarheid te verhogen).
    Opmerking: Om langsliggers haarfollikels te verkrijgen, de lange kant van de biopsie (de rand te coupes voor histologie, ~ 1 cm) liggen, een anterieure-posterieure richting run (parallel aan de richting van de haarfollikels), parasagital aan de dorsale middellijn (figuur 1A).
  6. Gebruik een steriele # 11 scalpel tot een volledige dikte van excisie langs de gemarkeerde gebied te maken zonder schade aan de onderliggende spieren fascia.
    Opmerking: De uitgesneden huidweefsel omvat de epidermis, dermis, onderhuids vet en panniculus carnosus. Bloeden is meestal minimaal.
  7. plat thij uitgesneden monster huid op een droge papieren handdoek, dermis kant naar beneden, trim weg de overtollige papieren handdoek, en bewaar het monster in koude PBS voor maximaal 1 uur als andere monsters moeten worden verzameld. Als u klaar bent, ga dan naar stap 3.1 of 3.2 om monsters voor histologie of Stap 4 voor de hele-mount β-galactosidase (LacZ) vlekken te verwerken.
  8. Hechtdraad sluiten de biopsieplaats via 6-0 nylon hechtingen op eenvoudige onderbroken patroon afstand ongeveer 3 mm.
  9. Niet muizen die een operatie in dezelfde kooi als andere dieren hebben ondergaan, tot na volledig herstel terugkeren.
  10. Monitor dieren onmiddellijk na de operatie tot ze het bewustzijn terug te krijgen, en ook dagelijks tot de chirurgische gebied is genezen, meestal binnen 1 week. Gebruik analgetica in overeenstemming met de aangewezen institutionele dierlijke zorg en het gebruik richtlijnen als muizen tekenen van pijn of angst vertonen. Verwijderen hechtingen binnen 7-10 dagen na de operatie.
    Opmerking: Indien nodig, voor te bereiden pijnstillende oplossing door het verdunnen van carprofen (50 mg / ml voorraad solution) 1: 100 in steriel water. De injectie subcutaan tussen de schouderbladen nabij het nekvel, met een dosis van 200 pl per 20 g lichaamsgewicht (5 mg / kg lichaamsgewicht muis).

3. Proces Monsters voor histologie

Opmerking: Om vast te stellen en het verwerken van het weggesneden weefsel, gebruikt u onderstaande methode afhankelijk van de toepassing.

  1. Om in paraffine ingebedde histologische monsters te genereren, bevestig de huid in 3,7% formaline in PBS O / N bij kamertemperatuur en op te slaan in 70% ethanol voor maximaal 2 weken. Verwijder de papieren handdoek voor het integreren paraffine.
  2. Voor het opwekken van bevroren histologische samples, dompel het weefsel in koud 4% paraformaldehyde in PBS en schud gedurende 1 uur. Verwijder de oplossing en was het monster met 3 veranderingen van PBS, ongeveer 5 minuten elk. Vervolgens onderdompelen monster in 30% sucrose in PBS om het weefsel cryoprotect ( "sucrose zinken").
  3. Incubeer onder zacht schudden O / N bij 4 ° C. De volgende dag, verwijder de papieren hael af en snijd overtollig vetweefsel van de huid kant van de huid. Insluiten het weefsel direct in oktober en opslaan van de bevroren blok bij -80 ° C.
    Opmerking: Na het snijden, kan ofwel paraffine of ingevroren monsters gekleurd door immunohistochemie met TD, Merkel-cellen en zenuwen met behulp van antilichamen tegen respectievelijk keratine 17, Keratine 8 en Neurofilament identificeren, zoals eerder beschreven 5,19.

4. Visualiseer Monsters door Whole-mount LacZ kleuring

  1. Bereid X-gal kleuroplossing.
    1. Combineer 0.94 g monobasisch natriumfosfaat en 2,6 g natriumfosfaat dibasisch in 250 ml steriel water. Stel de pH tot 7,3. Voeg hieraan druppelsgewijs 0,5 ml van 1 M magnesiumchloride, 0,528 g kalium ferrocyanide, en 0,412 g kalium ferricyanide. Voeg 250 gl octylfenyl-polyethyleenglycol en 125 mg deoxycholaat. De basische oplossing kan maximaal 6 maanden in het donker worden opgeslagen bij 4 ° C.
    2. Bereid 50x voorraad X-gal solutidoor toevoeging dimethylformamide om de X-gal voorraadfles een 50 mg / ml oplossing te genereren. Bewaar deze oplossing bij -20 ° C in het donker.
    3. Vlak voor gebruik, verdunnen stock X-gal oplossing 1:50 in X-gal oplossing base kleuroplossing genereren. Voor kleinere biopsies (<1 cm 2), aliquot 1-2 ml kleuroplossing per monster.
  2. Bevestig de huid monster wordt in stap 2,7 in een oplossing die 2% paraformaldehyde / 0,2% glutaraldehyde in koude PBS gedurende 30 minuten voorzichtig schudden op ijs. Voor kleinere biopten (<1 cm 2), gebruik maken van 1-2 ml fixeeroplossing per monster.
    Let op: Als alternatief fix monsters in 2-4% paraformaldehyde alleen of in slechts 0,5% glutaaraldehyde. Optimale fixatie zijn afhankelijk van het weefsel, mate van LacZ expressie en toepassing.
  3. Verwijder het fixeermiddel en spoel monsters met 3 veranderingen van PBS, 5 minuten elk, op een shaker bij kamertemperatuur.
  4. Verwijder de papieren handdoek onder het monster en weggesneden excess vetweefsel van de dermale kant van de huid door het vastgrijpen van het vet met stompe pincet en trimmen met ontleden schaar.
  5. Dompel het monster in X-gal kleuroplossing en incubeer bij 37 ° CO / N. LacZ expressie zichtbaar als een blauwe vlek onder een dissectie microscoop (Figuur 1B) zijn.
    Let op: Als de intensiteit van het signaal zwak is, vervang de kleuroplossing de volgende dag en herhaal de O / N incubatie. Als de achtergrondkleuring te intens is, minder tijd van kleuring of incuberen van het monster bij kamertemperatuur in plaats van 37 ° C.
  6. Verwijder de kleuroplossing en was de monsters 3 veranderingen van PBS dat 3% DMSO gedurende ongeveer 5 minuten voorzichtig schudden bij kamertemperatuur.
  7. Spoelmonsters 2-3 veranderingen van 70% ethanol gedurende 5 minuten elk. WINKEL monsters in 70% ethanol.

5. Chirurgische denervatie

  1. Verdoven van het dier als in stap 2.2 en scheer het gehele dorsale huid.
  2. Bereid de chirurgische gebied of de rug huid met behulp van Betadine en alcohol doekjes, en bedek het dier met een steriele chirurgische laken (voor demonstraties, werd steriel laken weggelaten om de zichtbaarheid te verhogen). Houd het dier warm met behulp van een verwarmingselement terwijl de bedrijfslasten in een aseptische chirurgische gebied.
  3. Een insnijding met een steriele scalpel # 11 langs de dorsale middellijn van de basis van de nek tot ongeveer 0,5 cm boven de staart.
  4. Middels stompe tang voorzichtig weerspiegelen de huid aan de linkerzijde vanaf de flank aan het onderliggende weefsel van de scapular vetkussentjes zichtbaar bij de nek tot net boven de achterste ledematen.
    Opmerking: dorsale cutane zenuwen verschijnen als witte strengen die caudaal reizen door de doorschijnende fascia van de romp muur alvorens scherpe bochten en het invoeren van de losse bindweefsel onder de huid (figuur 2).
  5. Met behulp van ultra-fijne pincet onder een dissectie lichtmicroscoop, verwijder de zenuwen uitsluitend uit de linkerkant van de animal zich op anatomische plaatsen T3-12 door plukken van waaruit de segmenten bocht de lichaamswand zij van plaatsen in de huid (figuur 2).
    1. Orient tang verticaal en verwijder de zenuwen door grijpen ongeveer 0,5 cm onder de bocht sites en omhoog te trekken, waardoor de zenuw te rekken en te scheiden van het omliggende weefsel (Figuur 2C - E). Wees voorzichtig om te voorkomen dat scheuren aangrenzende bloedvaten.
    2. Zijn alle zenuwen uitstrekt vanaf de buikwand op de huid verwijderd. Laat de zenuwen niet verstoren binnen de dichte fascia van de buikwand. Houd het weefsel vochtig gedurende de hele procedure door het periodiek aanbrengen van druppels steriele 0,9% zoutoplossing.
    3. Als alternatief, verwijder de zenuwen door grijpen hun proximale einden in de buurt van de romp muur met een pincet en knippen met een fijne schaar. Daarna sever de distale einden in de buurt van de huid (figuren 2F - H). Ten slotte wordt de intervening zenuw segmenten (Figuur 2I).
  6. Verwijder eventuele zenuwen van de huid flap blootgesteld in stap 5.4. Deze vezels omvatten het distale takken van de dorsale zenuwen en huid verschijnen wit vertakking strengen sporadisch gelegen in het bindweefsel van de dermale kant van de huidflap (figuren 2J - K).
    1. Om deze fijne takken te verwijderen, plaatst u de fijne tang ongeveer parallel aan de huid oppervlak, pak de zenuwen en plukken omhoog om te voorkomen dat het verstoren van de bloedvaten en het doorprikken van de huid. Ga door tot alle zichtbare zenuwen zijn verwijderd.
  7. Middels stompe dissectie, weerspiegelen de huid aan de rechterkant van de dorsale middellijn incisie, maar de zenuwen niet verwijderen. Dit zal dienen als de contralaterale schijn-geopereerde controle.
  8. Hechtdraad langs de dorsale middellijn eenvoudige onderbroken patroon om de incisie te sluiten. Bewaken van de dieren tijdens het herstel en de post-opertief zoals eerder aangetoond (Stappen 2,8-10). Verwijderen hechtingen binnen 7-10 dagen na de operatie.
  9. Functioneel beoordelen stabiel denervatie tot enkele weken na de operatie, verwijder het haar van de dorsale huid met behulp van een elektrische tondeuse.
  10. Voorzichtig prik in de gedenerveerde huid met behulp van een injectienaald, en let op of het dier reageert, meestal door huiverend of het draaien van zijn hoofd. Als de huid gebied stabiel is gedenerveerde, zal het dier weinig of geen reactie vertonen.
  11. Met een zwarte marker schetsen het gebied zonder reactie, en een gebied van gelijkaardige grootte en locatie aan de contralaterale zijde sham.
  12. Verzamel biopten van deze sites als in de stappen 2,1-2,9 voor analyse.
    Let op: U kunt het gehele dorsale terug huid, met inbegrip gedenerveerde en schijn-geopereerde regio's, worden verwijderd als een blad voor whole-mount kleuring, vergelijkbaar met zoals beschreven in stap 4.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Door het genereren van muizen die tamoxifen-induceerbare Gli1-CreERT2 en LacZ reporter allel, kan men TD epithelia visualiseren en volgen het lot van deze cellen in de tijd. De gehele denervatie procedure meestal binnen 1 uur per muis kan worden ingevuld en moet een minimale nood aan het dier te veroorzaken.

Onze vorige studies hebben aangetoond dat zenuwen cruciaal voor het handhaven van zowel normale TD en ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zenuwen cruciale functies dienen niet alleen in gevoel, maar ook in zoogdier orgaanontwikkeling, onderhoud en regeneratie 13,24-27. Zoals zenuwen zijn onlangs betrokken bij diverse huidaandoeningen, kan de hier beschreven technieken worden gebruikt om de vereiste innervatie bestuderen verschillende dierlijke ziektemodellen. Inderdaad, de eenzijdige denervatie techniek maakt de directe vergelijking van de huid met hetzij intacte of verstoord zenuwen van dezelfde muis. Dit is een ideale interne controle compens...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen Autumn Peterson bedanken voor haar hulp met muizenfotografie, Daniel Thoresen voor hulp met muizen, en Drs. Nicole Ward en Abdelmadjid Belkadi voor hun hulp met chirurgische denervatie. Deze studies werden ondersteund door financiering van het National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases (grants R00AR059796 en R01AR065409); de Universiteit van Michigan Afdeling Dermatologie; het Biological Sciences Scholars Program; het Center for Organogenesis; het University of Michigan Comprehensive Cancer Center; en de John S. and Suzanne C. Munn Cancer Fund. S.C.P. werd ondersteund door financiering van het National Institute of General Medical Sciences (grant T32 GM007315). Dit werk werd ook ondersteund door het NIH Intramural Research Program, Center for Cancer Research, National Cancer Institute.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Alcohol prep padsPDIB339
AnaSed (Xylazine)LloydNADA 139-236
Antibody, anti-Keratin 8Developmental Studies Hybridoma BankTROMA-Irat antibody, use at 1:500 concentration
Antibody, anti-Keratin 17Cell Signaling#4543rabbit antibody, use at 1:1,000 concentration
Antibody, anti-NeurofilamentCell SignalingC28E10rabbit antibody, use at 1:500 concentration
Betadine prep padsMedlineMDS093917
Carprofen (Rimadyl)Zoetis
Cordless rechargable clipperWahltrimmer model 8900
Corn OilSigma-AldrichC8267
CryostatLeicaCM1860
DAPIThermoFisher ScientificD1306use at 1:1,000 concentration
DeoxycholateSigma-AldrichD6750
Depilatory CreamNairN/A
DimethylforamideSigma-Aldrich319937
Dimethyl Sulfoxide (DMSO)Sigma-AldrichD8418
GlutaraldehydeSigma-AldrichG5882
ImmEdge PenVector LaboratoriesH-4000
Ketamine HClHospiraNDC 0409-2051-05
Magnesium chlorideSigmaM8266
Micro cover glassVWR48404-454
Micro SlidesVWR48311-703
10% Neutral Buffered FormalinVWRBDH0502-4LP
6-0 nylon suturesDemeTECHNL166012F4P
Octylphenyl-polyethylene glycolSigma-AldrichI8896
O.C.T. CompoundSakura Tissue-Tek4583
ParaformaldehydeSigma-Aldrich158127
Pottasium ferrocyanideSigma-AldrichP9387
Pottasium ferricyanideSigma-Aldrich702587
Sodium phosphate monobasicSigma-AldrichP9791
Sodium phosphate dibasicSigma-AldrichS5136
SucroseSigma-Aldrich84097
TamoxifenSigma-AldrichT5648-1G
Ultra fine forcepsDumont0103-5-PO
VectashieldVector LaboratoriesH1000
X-galRoche10 651 745 001Disolve in dimethylforamide to create 50x stock prior to use

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Magnon, C., et al. Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression. Science. 341, 1236361(2013).
  2. Zhao, C. M., et al. Denervation suppresses gastric tumorigenesis. Sci Transl Med. 6, 115(2014).
  3. Chiu, I. M., von Hehn, C. A., Woolf, C. J. Neurogenic inflammation and the peripheral nervous system in host defense and immunopathology. Nat Neurosci. 15, 1063-1067 (2012).
  4. Gautron, L., Elmquist, J. K., Williams, K. W. Neural control of energy balance: translating circuits to therapies. Cell. 161, 133-145 (2015).
  5. Peterson, S. C., et al. Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within the hair follicle and mechanosensory niches. Cell Stem Cell. 16, 400-412 (2015).
  6. Ostrowski, S. M., Belkadi, A., Loyd, C. M., Diaconu, D., Ward, N. L. Cutaneous denervation of psoriasiform mouse skin improves acanthosis and inflammation in a sensory neuropeptide-dependent manner. J Invest Dermatol. 131, 1530-1538 (2011).
  7. Ward, N. L., et al. Botulinum neurotoxin A decreases infiltrating cutaneous lymphocytes and improves acanthosis in the KC-Tie2 mouse model. J Invest Dermatol. 132, 1927-1930 (2012).
  8. Roggenkamp, D., et al. Epidermal nerve fibers modulate keratinocyte growth via neuropeptide signaling in an innervated skin model. J Invest Dermatol. 133, 1620-1628 (2013).
  9. Riol-Blanco, L., et al. Nociceptive sensory neurons drive interleukin-23-mediated psoriasiform skin inflammation. Nature. 510, 157-161 (2014).
  10. Zanchi, M., et al. Botulinum toxin type-A for the treatment of inverse psoriasis. J Eur Acad Dermatol Venereol. 22, 431-436 (2008).
  11. Farber, E. M., Lanigan, S. W., Rein, G. The role of psychoneuroimmunology in the pathogenesis of psoriasis. Cutis. 46, 314-316 (1990).
  12. Dewing, S. B. Remission of psoriasis associated with cutaneous nerve section. Arch Dermatol. 104, 220-221 (1971).
  13. Brownell, I., Guevara, E., Bai, C. B., Loomis, C. A., Joyner, A. L. Nerve-derived sonic hedgehog defines a niche for hair follicle stem cells capable of becoming epidermal stem cells. Cell Stem Cell. 8, 552-565 (2011).
  14. Liao, X. H., Nguyen, H. Epidermal expression of Lgr6 is dependent on nerve endings and Schwann cells. Exp Dermatol. 23, 195-198 (2014).
  15. Lumpkin, E. A., Marshall, K. L., Nelson, A. M. The cell biology of touch. J Cell Biol. 191, 237-248 (2010).
  16. Maricich, S. M., et al. Merkel cells are essential for light-touch responses. Science. 324, 1580-1582 (2009).
  17. Reinisch, C. M., Tschachler, E. The touch dome in human skin is supplied by different types of nerve fibers. Ann Neurol. 58, 88-95 (2005).
  18. Doucet, Y. S., Woo, S. H., Ruiz, M. E., Owens, D. M. The touch dome defines an epidermal niche specialized for mechanosensory signaling. Cell Reports. 3, 1759-1765 (2013).
  19. Xiao, Y., et al. Neural Hedgehog signaling maintains stem cell renewal in the sensory touch dome epithelium. Proc Natl Acad Sci USA. 112, 7195-7200 (2015).
  20. English, K. B., Van Norman, D. K. -V., Horch, K. Effects of chronic denervation in type I cutaneous mechanoreceptors (Haarscheiben). Anat Rec. 207, 79-88 (1983).
  21. Burgess, P. R., English, K. B., Horch, K. W., Stensaas, L. J. Patterning in the regeneration of type I cutaneous receptors. J Physiol. 236, 57-82 (1974).
  22. Soriano, P. Generalized lacZ expression with the ROSA26 Cre reporter strain. Nat Genet. 21, 70-71 (1999).
  23. Wright, M. C., et al. Atoh1+ progenitors maintain the Merkel cell population in embryonic and adult mice. J Cell Biol. 208, 367-379 (2015).
  24. Kumar, A., Brockes, J. P. Nerve dependence in tissue, organ, and appendage regeneration. Trends Neurosci. 35, 691-699 (2012).
  25. Rinkevich, Y., et al. Clonal analysis reveals nerve-dependent and independent roles on mammalian hind limb tissue maintenance and regeneration. Proc Natl Acad Sci USA. 111, 9846-9851 (2014).
  26. Ueno, H., et al. Dependence of corneal stem/progenitor cells on ocular surface innervation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 867-872 (2012).
  27. Westphalen, C. B., et al. Long-lived intestinal tuft cells serve as colon cancer-initiating cells. J Clin Invest. 124, 1283-1295 (2014).
  28. Uhmann, A., et al. The Hedgehog receptor Patched controls lymphoid lineage commitment. Blood. 110, 1814-1823 (2007).
  29. Lau, J., et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-Cre-ERT2 recombinase mouse. Mol Pain. 7, 100(2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Mouse Skin DiseaseTouch Dome MorphologyDorsal Cutaneous NerveWhole Mount StainingGenetic LabelingSham Operated ControlHistological Section AnalysisHedgehog SignalingMerkel Cells

Gerelateerde artikelen