Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Laboratorium Simulatie van een ijzer (II) -rijke Precambrium Marine Upwelling Systeem om Ontdek de groei van de fotosynthetische bacteriën

11.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/54251

⸱

24 juli 2016

 ,  ,  , 
1Department of Geosciences, University of Tuebingen, 2Department of Geological and Atmospheric Sciences, Iowa State University

In dit artikel

Samenvatting

We gesimuleerd een Precambrium ijzerhoudende marine opwelling systeem in een lab-schaal verticale doorstroom kolom. Het doel was om te begrijpen hoe geochemische profielen van O 2 en Fe (II) evolueren cyanobacteriën produceren O 2. De resultaten tonen de instelling van een chemocline door Fe (II) oxidatie door fotosynthetisch geproduceerde O 2.

Samenvatting

Een conventionele concept voor de afzetting van een aantal Precambrium Banded Iron formaties (BIF) gaat ervan uit dat de ferro-ijzer [Fe (II)] opwelling van hydrothermale bronnen in het Precambrium oceaan werd geoxideerd door moleculaire zuurstof [O 2] geproduceerd door cyanobacteriën. De oudste BIFS, afgezet vóór de Grote Oxidatie Event (GOE) bij ongeveer 2,4 miljard jaar (Gy) geleden, kunnen gevormd door directe oxidatie van Fe (II) anoxygene photoferrotrophs onder anoxische omstandigheden. Als een werkwijze voor het testen van de geochemische en mineralogische patronen die ontwikkelt op verschillende biologische scenario, ontwierpen we een 40 cm lange verticale doorstroom kolom anoxische Fe (II) -rijke marine opwelling systeem gebruikt dat een oude oceaan op labschaal simuleren . De cilinder werd gepakt met een poreuze glazen kraal matrix aan de geochemische gradiënten te stabiliseren, en vloeibare monsters voor ijzer kwantificatie kan de hele waterkolom worden genomen. Opgeloste zuurstof werdontdekte niet- invasief via optoden van buitenaf. Resultaten van biotische experimenten die betrokken opwelling stromen van Fe (II) van de bodem, een duidelijke lichte helling van boven, en cyanobacteriën aanwezig in de waterkolom, tonen duidelijk bewijs voor de vorming van Fe (III) minerale neerslagen en de ontwikkeling van een chemocline tussen Fe (II) en O 2. Deze kolom laat ons toe om hypothesen te testen voor de vorming van de BIFS door het kweken van cyanobacteriën (en in de toekomst photoferrotrophs) onder gesimuleerde mariene Precambrium omstandigheden. Verder veronderstellen we dat onze column concept maakt het mogelijk voor de simulatie van verschillende chemische en fysieke omgevingen - inclusief ondiepe mariene of lacustriene sedimenten.

Inleiding

Het Precambrium (4,6-0,541 Gy geleden) atmosfeer ervaren een geleidelijke opbouw van fotosynthetisch geproduceerde zuurstof (O 2), mogelijk onderbroken door stapsgewijze veranderingen in de zogenaamde "Grote Oxidatie Event" (GOE) bij ongeveer 2,4 Gy geleden, en opnieuw in de Neoproterozoic (1-0,541 Gy geleden) atmosferische O 2 benaderde moderne niveau 1. Cyanobacteriën zijn de evolutionaire overblijfselen van de eerste organismen die oxygenic fotosynthese 2. Geochemische bewijs en modellering studies ondersteunen de rol van ondiepe kustgebieden in herbergen actieve gemeenschappen van cyanobacteriën of organismen die in staat oxygenic fotosynthese of oxygenic fototroof, het genereren van lokale zuurstof oases in het oppervlak oceaan onder een overwegend zuurstofloos sfeer 3-5.

De afzetting van Banded Iron Formations (BIFS) uit zeewater gehele Precambrische punten ijzer (II) (Fe (II)) als een belangrijke geochemische constituent zeewater, althans plaatselijk, tijdens de depositie. Enkele van de grootste BIFS zijn diep water deposito's, de vorming van de continentale plat en de helling. De hoeveelheid Fe afgezet onverenigbaar is uit een massabalans standpunt met overwegend continentaal (dwz, verwering) bron. Derhalve veel van de Fe moet zijn geleverd door hydrothermale verandering van mafic of ultramafic zeebodem korst 6. Schattingen van het tarief van Fe afgezet buitenboordmotor van kustgebieden zijn in overeenstemming met Fe (II) via opwelling 7 naar het oppervlak oceaan geleverd. Om Fe te worden vervoerd opwelling stromen, aanwezig in de gereduceerde mobiele vorm zijn - zoals Fe (II). De gemiddelde oxidatietoestand van Fe bewaard BIF is 2,4 8 en algemeen wordt gedacht dat BIF behouden Fe gedeponeerd als Fe (III), gevormd wanneer de opwaartse kracht Fe (II) geoxideerd, eventueel door zuurstof. Daarom is het verkennen van mogelijke Fe (II) oxidatiemechanismen langs helling environmeNTS is belangrijk om te begrijpen hoe BIF gevormd. Bovendien, geraffineerde geochemische karakterisatie van mariene sedimenten heeft vastgesteld dat ijzerhoudend omstandigheden, waarbij Fe (II) aanwezig is in een zuurstofloze waterkolom was, waren een hardnekkig kenmerk van de oceanen in heel het Precambrium, en mag niet zijn beperkt tot alleen de tijd en plaats waarbij BIF werden gedeponeerd 9. Derhalve ten minste twee miljard jaar geschiedenis aarde, redox interfaces tussen Fe (II) en O2 in de ondiepe oceanen waren waarschijnlijk gemeengoed.

Talrijke studies maken gebruik van moderne sites die chemische en / of biologische analogen van verschillende kenmerken van de Precambrian oceaan zijn. Een goed voorbeeld zijn ijzerhoudende meertjes waar Fe (II) is stabiel en is aanwezig in zonovergoten oppervlaktewater terwijl fotosynthetische activiteit (onder meer door cyanobacteriën) werd gedetecteerd 10-13. De resultaten van deze studies geven inzicht in de geochemische en microbiologische kenmerken van een zuurstofrijke naar zuurstofarme / ferruginous chemocline. Maar deze zijn over het algemeen fysisch gestratificeerd kleine verticale menging 14 plaats van de chemische interfaces die zich in een opwelling systeem, en men denkt dat de zuurstofproductie ondersteunen Precambrium tijd 4.

Een natuurlijke analoog aan de ontwikkeling van een mariene zuurstof oase te verkennen onder een zuurstofloze atmosfeer, en tegen een Fe (II) -rijke opwelling systeem in de zonovergoten oppervlaktewater column is niet beschikbaar op de moderne Aarde. Daarom wordt een laboratorium systeem dat een ijzerhoudende opwelling zone kan simuleren en ondersteunen ook de groei van cyanobacteriën en photoferrotrophs nodig. Het begrip en de identificatie van microbiële processen en hun interactie met een opwelling waterig medium dat Precambrium zeewater vertegenwoordigt bevordert het begrip en de informatie die is opgedaan met de rockplaat te vullen om volledig te begrijpen van de onderscheidende biogeochemische processen op oude aarde.

Tegen Daartoe is een laboratoriumschaal kolom ontwikkeld waarbij Fe (II) -rijke zeewater medium (pH neutraal) werd gepompt in de bodem van de kolom gepompt vanaf de top. Verlichting werd aan de bovenzijde met een 4 cm "fotische zone" die de groei van cyanobacteriën in de top 3 cm ondersteund creëren. Natuurlijke omgevingen zijn over het algemeen gelaagd en gestabiliseerd door fysisch-chemische gradiënten, zoals zoutgehalte of temperatuur. Om de waterkolom op laboratoriumschaal stabiliseren, werd de kolom cilinder gevuld met een poreuze matrix die glaskraal bijgedragen tot de vaststelling van geochemische patronen die ontwikkeld tijdens het experiment te handhaven. Een continue N2 / CO2 gasstroom werd op de bovenruimte van de kolom te spoelen om een zuurstofloze atmosfeer reflecterende van een oceaan vóór de GOE 15 handhaven. Na een constante flux van Fe (II) werd vastgesteld, werden geïnoculeerd cyanobacteriën gehele kolom en de growth werd gevolgd door celtellingen op monsters verwijderd door middel bemonsteringsopeningen. Zuurstof werd in situ gevolgd door het plaatsen van zuurstofgevoelige optode folie op de binnenwand van de kolom cilinder en metingen werden uitgevoerd met een glasvezel van buiten de kolom. Waterige Fe speciatie werd gekwantificeerd door het verwijderen van monsters uit diepgaande opgelost horizontale monsterpoorten en geanalyseerd met de Ferrozine methode. De abiotische controle-experimenten en de resultaten tonen proof-of-concept - dat een laboratorium schaal analoog van de oude waterkolom, in afzondering gehouden uit de atmosfeer, haalbaar is. Cyanobacteria groeide en geproduceerd zuurstof en de reacties tussen Fe (II) en zuurstof waren oplosbaar. Hierin, de methodologie voor het ontwerp, de voorbereiding, de montage, de uitvoering, en bemonstering van dergelijke kolom worden gepresenteerd, samen met de resultaten van een 84 uur run van de kolom, terwijl geënt met het mariene cyanobacterie Synechococcus sp. PCC 7002.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Bereiding van kweekmedium

Opmerking: Informatie over de benodigde apparatuur, chemicaliën en benodigdheden voor de voorbereiding van het kweekmedium is opgenomen in Tabel 1 Cursief alfanumerieke codes tussen haakjes verwijzen naar de gespecificeerd in tabel 2 en in figuur 1 getoonde apparatuur..

  1. Bereid 5 L Marine fototroof (MP) medium (hierna aangeduid als "medium") volgens het protocol van Wu et al. 16. Breng de pH op 6,8 met behulp van zuurstofloze en steriele 1 M HCl of 0,5 M Naco 3. Als bron voor Fe (II), voeg 3,5 ml van een 1 M anoxische en steriele FeCl2-oplossing om een uiteindelijke Fe bereiken (II) concentratie van 500 pM na verfijning het medium oplossing in de volgende stap.
  2. Bewaar het medium oplossing bij 5 ° C gedurende 48 uur om Fe (II) carbonaat en fosfaat mineralen neerslaan. Fe (II) en Fe toevoeging minerale precipitatie resulteert in een pH verandering, dus stel de pH terug naar 6,8. Filtreer het medium in een zuurstofloze (100% N2) handschoenkast door een 0,22 urn filter. Verdeel het gefilterde medium in een steriele 5 L glazen fles (E.'1) in een glovebox, en pet met een steriele butyl rubber stop.
  3. Spoel de kopruimte van de fles medium met N 2 / CO 2 (v / v, 90/10) door een wegwerpnaald verbonden met de gasleiding in de stop en een tweede naald die als vent. Zorg ervoor dat de bovenruimte volume 10 tijden veranderen. Bijvoorbeeld, met een constante gasstroom van 10 ml / sec Spoel de kopruimte volume van 50 ml gedurende ten minste 50 sec (vergelijk Hungate Macy & 17).
  4. Bedek het medium fles (E), dat is nu gereed voor gebruik met aluminiumfolie en bewaar bij kamertemperatuur onder donkere omstandigheden om oxidatie van Fe (II) te voorkomen. Laat 3 dagen voor middelgrote voorbereiding.

2. Voorbereiding van de Cultuur

"> NB:.. De cultuur van Synechococcus sp PCC 7002 dat wordt gebruikt in het experiment kolom wordt beschreven als eencellige marine cyanobacteriën genus photoheterotrophic 18 werd verschaft door Dr. M. Eisenhut (Institute for Plant Biochemistry, University of Düsseldorf, Duitsland) . Voor de huidige studie de voorraad cultuur is op zuurstofloze MP medium geteeld zonder extra Fe (II).

  1. Bereid 100 ml MP medium volgens het protocol van Wu et al. 16, maar vervanging ijzerchloride met 1 ml / l ferri-ammoniumcitraat bij 6 mg / ml.
  2. Onder zuurstofloze omstandigheden (glovebox, 100% N2), afzien van het medium in een 120 ml steriele serum fles, dop met een steriele butyl rubber stop en krimp met een aluminium dop. Verander de bovenruimte naar N 2 / CO 2 (v / v, 90/10) (vergelijk Hungate & Macy 17) en te enten met 5% van de aandelen cultuur. Vervolgens slaan van de cultuur in een lichte incubator bij 25 ° C en 600 Lux uit een Tungsten gloeilamp.
  3. Aangezien Synechococcus sp. PCC 7002 wordt lichtgevoelige, na de overdracht, omvatten de fles serum met een dun papieren handdoek voor de eerste 24 uur in de incubator licht. Laat de cultuur om te groeien voor 6-8 dagen. Fotosynthetische activiteit leidt tot de oxidatie van Fe (II) en Fe (II) niet statisch het tijdschema van cellulaire groei, daarom cultuur brengen na 7 dagen Fe handhaven (II) in het medium en de cellen aangepast aan Fe (II).
  4. Controleer de celdichtheid door bemonstering van optische dichtheid (OD) metingen: De celdichtheid (cellen / ml) van de kweek kan worden bepaald via de absorptie van de celsuspensie monster in een foto-spectrometer bij een golflengte van 750 nm 19. Een lineaire relatie tussen de OD 750 en directe microscopische cel-tellingen van een cultuur in log-fase zal de absolute celdichtheid 20 te bepalen.
  5. Zodra een celdichtheid van 10 8 cellen / ml wordt bereikt,wikkel de fles serum met aluminiumfolie om de zuurstofproductie stoppen door fotosynthese.
  6. De O 2 in de celsuspensie door een 0,22 urn spuitfilter steriele bevestigd aan een lange (100 mm) wegwerpbare naald ingebracht in het vloeibare medium. Spoel de bovenruimte en bel de cultuur met N 2 / CO 2 gedurende 5 minuten (vergelijk Hungate & Macy 17). Houd het monster in het donker tot enting in de kolom.

3. Voorbereiding van Items en Individuele onderdelen voor Experimental Set-up

Opmerking: Informatie over de benodigde apparatuur voor de experimentele set-up, worden de hoeveelheden en specificaties vermeld in tabel 2.   Delen van de items die worden gebruikt voor experimentele opstelling worden voorbereid en worden individueel gelabeld met een hoofdletter (AG), in tabel 2 vermeld en getoond als close-ups in figuur 1 ook. Cursief alfanumerieke codes tussen haakjes in het protocol verwijzen naar de gespecificeerde tabel 2 geïdentificeerd en worden weergegeven in figuur 1.

  1. Om de steekproef poorten (D) voor te bereiden voor de kolom, sluit de poorten met strak butylrubber stoppers (A.3). Steek een roestvrijstalen naald (D.) in de butyl rubber stop. Zorg ervoor dat de punt van de naald in het midden van de kolom.
    1. Sluit de naald om een rubberen buis (D.2) en sluit de verbinding met een krimpkous (D.3). Sluit het andere uiteinde van de buis om een kleine Luer lock buis connector (D.5), sluit de verbinding met een krimpkous (D.3) en hebben betrekking op de buis connector met een geschikte plastic dop (D.6) .
      Opmerking: Afhankelijk van de gewenste aantal steekproeven poorten is het noodzakelijk om een ​​mainport te voorzien van diverse sampling poorten - therefoopnieuw in het roestvrij stalen naalden (D.1) in een schuine hoek in de butyl rubber stop.
  2. Om het medium en afvoer flessen butylrubber na de volgende stappen verbinden met de kolom wijzigen:
    1. Plaats twee roestvrijstalen haarvaten (E.3, E.4) in de butylrubber stop (E.2). Sluit de juiste rubber buizen (E.6) om deze haarvaten en sluit de verbinding met krimpkousen (E.5).
    2. Voeg een buisverbinding (E.7) naar het andere einde van de buis van de langere capillair (E.3) en bevestig deze connector met een krimpkous (E.5).
    3. Sluit een roestvrijstalen naald (E.11) aan het vrije einde van de andere buis aan de kortere capillair (E.4), sluit de aansluitingen met krimpkousen (E.5), en het andere uiteinde van de roestvrij stalen naald in een kleinere butyl rubber stopper (E.10).
    4. Plaats twee roestvrijstalen haarvaten (G.3) in een grote butyl rubber stopper (G.2) en bevestig de juiste rubber buizen (G.4; G.5). Sluit het vrije uiteinde van de kortere rubber buis (G.4) een mediumafvoeropening fles capillair (w2). Voorzie het vrije einde van de langere buis (G.5) met een klein buisje connector (G.6). Herhaal deze stappen om een ​​ander butyl rubber stop te bereiden op een tweede afvoer fles.
  3. Bereid de stopper van het medium verdeelbord (F) door twee roestvrijstalen naalden (F.3) in een butylrubber stop (F.2) om twee media toevoerleidingen voor de kolom produceren. Bevestig een rubberen slang (F.4) aan elk van de naalden en sluit een medium fles capillair (c1) een van de rubber buizen, respectievelijk.
  4. Om de klieren van het medium toevoerleiding (B) te bereiden, sluit het ene mediumsupply capillair (c2) om een klein buisje connector (B3) met een rubberen buis (B.4). Herhaal deze stap voor een ander medium levering klier.
    1. Stel een grotere mediumafvoeropening capillair (w1) in plaats klieren bereiden op middellange afvoerleiding en de vorige stappen (vergelijk (B) in figuur 1).
      Opmerking: Het is nuttig om de inlaat en uitlaat te labelen met verschillende kleuren van de tape om te helpen bij correcte montage.
  5. Monteer de onderdelen voor de bovenruimte gasuitwisseling paneel (C) door het invoegen van twee lange Luer lock roestvrij stalen naalden (C.2) in een rubberen buis (C.1) en zorg ervoor dat de uiteinden van de naalden te bereiken 4 cm buiten de andere uiteinde van de slang. Vul de buis met Polymers lijm (C.8) en laat het geheel drogen gedurende ten minste 6 uur.
    1. Losjes vullen twee lock glas Luer spuiten (C.3) met katoenen (C.4).
    2. Afzonderlijk te bereiden twee butyl wrijvenber stoppers (C.5), waarvan één met een roestvrijstalen naald (C.6) en de andere met een roestvrijstalen naald (C.7). Niet aansluiten op het glas spuiten, maar toch.
  6. Bereid een glazen injectiespuit (E.8) gevuld met katoen (E.9) voor later gebruik in overeenstemming met het medium fles en gas pack (gp).
  7. Monteer de apparatuur voor een 10 L-gas pack (gp) door het aansluiten van een rubberen buis (gp.1) op de klep van het gas verpakking. Plaats een buisverbinding (gp.2) in het vrije uiteinde van de rubber buis. Herhaal deze procedure voor een tweede 10 L-gas verpakking.

4. Sterilisatie van de kolom en de Apparatuur

Opmerking: Afhankelijk van de materiaaleigenschappen, wordt de apparatuur gesteriliseerd door een van de volgende drie methoden:

  1. Steriliseren gemaakt van glas door droge oven (180 ° C gedurende 4,25 uur):
    1. Steriliseer de apparatuur voor het maken van medium (zie Tabel 1 en paragraaf 1.2) afzonderlijk en op voorhand. Daarom bereiden 2 x 5 l glazen flessen en dek de opening en het knelpunt met aluminiumfolie. Pack 4 x 5 ml en 5 x 2 ml glazen pipetten in een hittebestendige container en in de oven te steriliseren alle apparatuur.
    2. Steriliseer de uitrusting voor de set-up in een tweede stap kolom. Wikkel de glazen spuiten (C.3, E.8; F.1 - bereid in deel 3) met aluminiumfolie en zorg ervoor dat de desbetreffende butylrubber stoppers worden verwijderd.
    3. Plaats de glazen kralen (A.2) in een bekerglas en dek de bovenkant met aluminiumfolie. Ook de doorzichtige glasplaat (A.4), 4 x grote tube connectors (B.2) en de 3-weg connector (G.7) ​​met aluminiumfolie en in de oven te steriliseren alles.
  2. Steriliseren autoclaveerbaar kunststoffen en vloeistoffen autoclaaf (120 ° C, 10 bar, 20 min):
    1. In de eerste stap, sterilize de Widdel kolf met het medium, de NaHCO3 -buffer-oplossing en 2 butylrubber stoppers voor de 5 L glazen fles.
      Let op: butylrubber stoppers worden eerst bereid door het koken in ultrapuur water 3 keer en dan geautoclaveerd in een glazen beker met een beetje water, afgedekt met aluminiumfolie. De natte stoppers zijn gemakkelijker te voegen in glazen flessen.
    2. In een tweede stap steriliseren apparatuur voor de experimentele kolom opgericht. Om de kolom te bereiden voor sterilisatie in de autoclaaf, wikkel de bovenste opening, de mediatoevoer openingen, de media afvoer openingen, en de kopruimte vent met aluminiumfolie voor autoclaveren.
    3. Bedek de bemonstering poorten (D.'5) met de juiste plastic doppen (D.'6) en zorg ervoor dat de klemmen (D.4) te verwijderen voordat u een autoclaaf.
    4. Wikkel de butylrubber stoppers en de overeenkomstige haarvaten voor de middellange en afvoer flessen (E.2; 2 x G.2 - bereid in hoofdstuk 3), de kleinere doppen voor de glazen spuiten (2 x C.5, E.'10 '; F.'2 - bereid in hoofdstuk 3) en de haarvaten verbonden aan het medium toe- en afvoer klieren (s2; w1 - bereid in paragraaf 3.4) in aluminiumfolie en steriliseer alle apparatuur in de autoclaaf.
    5. Na sterilisatie, drogen gesteriliseerde kolom en apparatuur in een oven bij 60 ° C nog eens 4 uur.
  3. Omdat de pomp buis (pt) is niet autoclaveerbaar, steriliseren ze in een ethanol (EtOH) oplossing (80% EtOH, 20% water). Vul een geschikte beker met EtOH-oplossing en zet de pomp slang erin, ervoor te zorgen dat de buis volledig gevuld is met EtOH-oplossing. Neem na 3 uur en wikkel direct in vooraf gesteriliseerde aluminiumfolie (oven gesteriliseerd) en laten drogen bij kamertemperatuur gedurende 2 uur.

5. Montage van de kolom en de Apparatuur

  1. Plaats de kolom (A) op een vlak oppervlak en stabiliseren laboratorium stand en klemmen. Zorg ervoor om te werken onder steriele omstandigheden (bijvoorbeeld binnen 40 cm van een bunsenbrander of onder een laminaire stroming kap). Haal de aluminiumfolie van boven opening en in de gesteriliseerde glazen kralen (A.2) te vullen.
    1. Bereid de horlogeglas (A.4) teneinde goed sluiten de kolom door toepassing van de lijm Polymers (A.5) aan het binnenoppervlak van het gebied waar het in contact zal zijn met de kolom. Lichtjes op het horlogeglas plaats bovenaan de kolom om beide delen stevig in elkaar te lijmen. Laat ten minste 6 uur voor de installatie te drogen.
      Opmerking: Het is mogelijk om een ​​steriele, plooibare fijne draad tussen de rand en de kolom horlogeglas plaatsen om gemakkelijk verwijderen horlogeglas na het experiment.
  2. Tijdens het werken onder steriele voorwaarden aan de volgende onderdelen in de kolom:
    1. Sluit de rubber buizen (B.1) en de bijbehorende buisconnectoren (B.2) aan het medium toe- en afvoer openingen (vergelijk (B) in figuur 1).
    2. Sluit de buis aansluitingen van de klieren (B.3) voor media toe- en afvoer (bereid in paragraaf 3.4) aan de juiste ingangen aan de kolom (vergelijk (B) in figuur 1).
    3. Bevestig het paneel bovenruimte gasuitwisseling (vergelijk (C) in figuur 1 - bereid in paragraaf 3.5) naar de bovenruimte vent bij de kolom en sluit de glazen spuiten (C.3) naar de corresponderende roestvrijstalen naalden (C.2) en insert de juiste butylrubber stoppers (C.6; C.7 - opgesteld in paragraaf 3.5.2) in de katoen gevulde glazen spuiten (C.3).
  3. Steek de butyl rubber doppen voor de afvoer flessen (2 x G.20, - opgesteld in paragraaf 3.2) in twee steriele 3 L glazen flessen (G.1), en sluit de buis aansluitingen van de flessen (G.6) naar de 3-weg connector (G.7).
  4. Sluit het vrije uiteinde van de mediumafvoeropening klier capillair (w1) aan het vrije uiteinde van een afvoer fles capillair (w2) met pompslang (pt). Herhaal deze procedure voor het tweede medium afvoer klier capillaire en de tweede afvoer fles.
  5. Sluit het vrije uiteinde van een medium fles capillair (s1) aan het vrije einde van de mediumtoevoer klier capillair (s2) de pompslang (pt). Herhaal deze procedure voor het tweede medium fles capillair en het tweede medium aanbod klier capillair.
  6. Monteer het medium distributie panel door het invoegen van de stop met de overeenkomstige haarvaten (F.2 - opgesteld in paragraaf 3.3) in de glazen spuit van het mediumdistributie paneel (F.1).
  7. Sluit het medium distributie paneel om de connector van de butyl rubber stopper voor de middellange fles (E.7 - vergelijk F in figuur 1).
  8. Sluit de N 2 / CO 2 gasleiding naar de bovenruimte gasuitwisseling paneel om de Luer slot roestvrijstalen naald (zie positie (LLF) in figuur 1), en spoel de installatie kolom en de capillaire systeem met N 2 / CO 2 bij lage druk (<10 mbar). Handhaaf een uitstroom van gas bij de open einden van het medium fles capillair (E.3), de 3-weg connector (G. 7), en de sampling-poorten (D.5). Daarom zorg ervoor dat de doppen van de bemonstering poorten (D.6) een beetje open te hebben, om steriele omstandigheden te handhaven door middel van een overdruk van gas uitstromen.
    1. Spoel de complete installatie ten minste 20 min.
      Opmerking: Daarnaast is het mogelijk om de outgassi sluitenng naald (C.6) van de kopruimte gasuitwisseling paneel met een geschikt rubber slang en een klem om de efficiëntie van het doorspoelen van de gehele installatie te verhogen.
  9. Ondertussen vul een 10 L gaszak (gp) met N 2 / CO 2 (v / v, 90/10), na 10 ronden van het vullen en ontluchten (met een vacuümpomp) het volledige volume op het waarborgen zak volledig anoxisch . Zorg ervoor dat de klep van het gas verpakking te sluiten na de laatste vulling. Herhaal deze procedure met een tweede gas pak, maar sluit de klep na ontluchting (dat wil zeggen, laat het leeg).
    Opmerking: Het N2 / CO2 gas gevulde pak wordt aangesloten op het medium fles teneinde de toenemende kopruimte volume compenseren door medium schade door het pompen. De N2 / CO2 gespoeld, maar leeg gas pak zal later worden verbonden met de afvoer flessen zodat gas naar de kopruimte ontsnappen door vloeistofafvoer zullen verhogen.
  10. insert tHij butyl rubber stopper (E.10 - opgesteld in paragraaf 3.2.3) in de steriele glazen injectiespuit gevuld met katoen (E.8 - opgesteld in paragraaf 3.6).
  11. Plaats de gevulde en gesloten medium fles (E - opgesteld in paragraaf 1) op het lab bank naast de stopper voor de middellange fles (E.2), en bereiden de stop verbinding aan het medium fles via de volgende procedure:
    1. Sluit de N2 / CO2 gasstroom in de capillair (E.3) door het sluiten van de desbetreffende rubberen slang (E.5) met een slangklem.
    2. Licht de hoorn van de butyl rubber stop uit het medium fles en spoel de bovenruimte met N 2 / CO 2 (50 mbar) door opknoping een gesteriliseerde, katoenen -gevulde spuit met een gebogen, lange metalen naald (1 mm x 140 mm) in de bottleneck van het medium fles (vergelijk Hungate & Macy 17).
    3. Snel verwijderen van de butyl rubber stop uit het medium fles en plaats de voorbereide butylrubber stop (E.2) in het medium fles (E).
    4. Wijzig de lange metalen naald van de spuit (voorheen gebruikt voor het spoelen van de kopruimte) een wegwerpnaald (0,9 mm x 45 mm; overal verkrijgbaar) en injecteren in de stop om de kopruimte van het medium fles spoelen met N2 / CO 2.
    5. Zorg ervoor dat een geringe uitstroom van gas hebben bij het ​​open einde van de gasspuit (E.8 - gemonteerd in deel 5.10) verbonden met de stop van de fles medium. Spoel de kopruimte van de fles medium (E) en de glazen spuit (E.8) gedurende ten minste 4 minuten.
  12. Ondertussen zet de plastic doppen (D.6) van de bemonstering poorten (D.'5) en sluit de overeenkomstige rubber slang (D.2) met een klem (D.4).
    Opmerking: Open indien nodig deontgassing naald (C.6) van de bovenruimte gasuitwisseling paneel weer om een uitstroom van gas te handhaven op het open einde van de naald.
  13. Plaats de 10 liter gas pack, gevuld met N 2 / CO 2 (opgesteld in paragraaf 5.9), op de labtafel. Zorgen dat het koppelstuk in staat naast het open uiteinde van de glazen spuit (E.8) verbonden met het medium fles.
  14. Na het spoelen van de bovenruimte van het medium fles (E) gedurende ten minste 4 min, sluit de N 2 / CO 2 gasleiding van het spoelen spuit en snel trek de injectienaald uit de stopper (E.2). De resterende overdruk van gas in de bovenruimte van het medium fles zal worden uitgebracht door het glas spuit (E.8).
    1. Snel openen van de klep van het gas pakket en druk licht op de zak een uitstroom van N2 / CO2 behouden om de buis en de connector van de verpakking gas te spoelen.
    2. Zodra de overdruk vrijkomt uit het medium fles snel de connector van het gas pack (gp.3) op de corresponderende connector van de glazen spuit (E.8).
  15. Sluit een lege 10 liter gas pack (gp), die eerder 10 keer werd gespoeld met N2 / CO 2 (opgesteld in paragraaf 5.9) op de vrije poort van de 3-weg connector (G.7) ​​aangesloten op de afvoer flessen. Zorg ervoor dat de klep van het gas verpakking gesloten te houden.
  16. Verlaag de druk van de N 2 / CO 2 gasleiding (<0,1 mbar) in het paneel bovenruimte gasuitwisseling (C in figuur 1; positie LLF) tot een uitstroom van gas uit de ontgassing naald (C.6) te handhaven.
  17. Plaats de pomp buis (pt) in de pomp (P) en verwijder de slangklem uit de overeenkomstige rubberen slang (E.6) van het medium fles (E).
    1. Open de klep van het gas pack (gp)aangesloten op de afvoer flessen (G) zodat de lucht te zijn vrijgegeven in het gas eenheid niet terwijl de afvoer flessen vullen met uitstroom medium.
  18. Start de pomp en het toezicht op het medium distributie paneel (zie (F)) vullen met medium. Zorg ervoor dat het resterende gas te verwijderen in het paneel als het vult door vast te houden in een omgekeerde positie. Gas via de haarvaten die zijn aangesloten op de pomp.
  19. Controleer de kolom en het vult met middelgrote en stel de pomp een juiste pompsnelheid van 0,45 L / dag, die kan worden omgezet in een verticale flux van 10 mM Fe (II) / m 2 / d, teneinde de simulatie chemische flux van belang.
  20. Installeer de lichtbron (L) 2 cm boven het boveneinde van de kolom en bedekken de bovenste 10 cm rond de kolom met een donkere band en / of aluminiumfolie om de voorkomen dat licht uitstraalt uit de top van de kolom en het verlichten van de onderste deel van de kolom. Bedek het geheelinstallatie met een donkere stoffen bekleding met het oog op de verlichting van de kolom van externe lichtbronnen te voorkomen.

6. Enten van bacteriën in de kolom

Opmerking: Voor een abiotische controle-experiment deze stap wordt overgeslagen.

  1. Aangezien de celkweek direct worden geïnjecteerd in de kolom via de butylrubber van de belangrijkste monsterpoorten langs de zijkant van de kolom, voeg bereid zes spuiten met naalden die lang genoeg bij het centrum van het kolomlichaam te bereiken zijn.
  2. Steriliseer de buitenkant van butylrubber van de zes belangrijkste monsterpoorten op de kolom (A.3) met een EtOH-oplossing (80%).
  3. Laat de fles serum met de cultuur voor enting klaar (bereid in deel 2) en steriliseer de butyl rubber stop met vlammende enkele druppels EtOH oplossing. Spoel de injectiespuit met steriele N 2 / CO 2 vóór het nemen van een monster van de cultuur. Neem 1 ml of de anoxische celoplossing en injecteren in het midden van de kolom via de butylrubber van de belangrijkste monsterpoorten (A.3).
    Opmerking: Afhankelijk van de bacteriële groei, kan het nodig zijn om de pompsnelheid te stellen (of zelfs stoppen pompen) in de eerste dagen van de lag-fase celgroei en ontwikkeling te voorkomen dat de culturen worden uitgewassen.

7. monsterneming

Opmerking: Om de monsters in de chemische gradiënten die zich ontwikkelen in de kolom te verzamelen, is het noodzakelijk om bemonstering beginnen vanaf de top monsterpoorten vóór de diepere havens, volumeverlies optreedt. Zorg ervoor dat u steriele omstandigheden te handhaven (bijvoorbeeld door te werken binnen 40 cm van een bunsenbrander of onder een laminaire stroming kap).

  1. Verzamel de eerste monsters 24 uur na inoculatie. Spoel de injectiespuit die wordt gebruikt voor het bemonsteren met steriele N 2 / CO 2, om zuurstof injectie in de sa voorkomenmpling poorten (D). Zorg ervoor dat de spuit met N 2 / CO 2 te vullen vóór de bemonstering.
  2. Snel verwijderen van de plastic kap (D.6) en plaats de bemonstering spuit in de buis connector (D.5). Zorg voor een kleine kloof tussen de spuit en de buis connector. Laat het gas uit de injectiespuit en spoel de buis connector met N 2 / CO 2.
    1. Stevig de spuit aan te sluiten op de buis connector. Verwijder de klem (D.4) en beginnen met het nemen van een monster van ongeveer 1 ml.
  3. Nadat het monster tekenen en voor het verwijderen van de spuit, bevestig de klem (D.4). Verwijder vervolgens de bemonstering spuit en stevig sluit de buis connector (D.5) met de plastic kap (D.6).
  4. Onmiddellijk herhaal stappen 7,1-7,3 voor bemonstering van elke haven.
  5. Verzamel de volgende reeks monsters per 24 uur.
    Opmerking: voor aanvullende monsters bij verschillende tijdstappen, is het noodzakelijk om een ​​klein uur verwijderenount monster (bijvoorbeeld 0,2-0,4 ml) aanvankelijk bij het ​​monster kan worden genomen, om de resterende media in de monsterbuis verwijderd en dat de monsters vanuit de kolom.

8. Analysemethodes

  1. Zuurstof kwantificering:
    Opmerking: De zuurstofconcentratie in het doorstroomkanaal medium en de kopruimte van de kolom wordt gekwantificeerd niet-invasieve en niet-destructief met de optische zuurstofsensoren en zuurstofgevoelige fluorescente folie flarden van 0,5 x 0,5 cm (zogenaamde optoden), samen gelijmd de binnenste glazen wand van de kolom met behulp van siliconen lijm (A.6). Er werd voor gezorgd dat de zuurstof gevoelige folie patches zijn ongevoelig voor Fe soorten om betrouwbare metingen te bereiken.
    1. Zorg ervoor dat de computer software kalibreren met de juiste kalibratie parameters voor de optoden die in de kolom. De optische zuurstof sensoren worden geleverd met een specifiek calibration voor de meting met een overeenkomstige PC-gestuurde glasvezel zuurstofmeter.
    2. Start de meting en zorg om het polymeer optische vezel van de zuurstofmeter houden onder een rechte hoek met de zuurstofgevoelige folie die vastgelijmd in de transparante glazen wand van de kolom.
    3. Herhaal de meting voor elke O 2 meetpunt gehele kolom.
  2. Fe (II) en Fe totale analyse van waterige monsters:
    1. Aangezien Fe (II) snel door zuurstof in de lucht wordt geoxideerd bij neutrale pH stabiliseren de vloeistofmonsters voor waterige Fe (II) kwantificering onmiddellijk 1 M HCl-oplossing. Voor een eindmonster volume van 1 ml meng 0,5 ml vloeibaar monster met 0,5 ml 2 M HCl.
    2. Kwantificeren totale Fe na incuberen van een monster van de 1 M HCl-gestabiliseerde monster met hydroxylamine hydrochloride (10% gew / v, in 1 M HCl) gedurende 30 min. Deze oplossing vermindert alle Fe (III) naar Fe (II), die vervolgens via de Ferrozine test kan worden gekwantificeerd 21.
    3. Voer een Ferrozine Assay met behulp van een micro-titer plaat reader. Meet de absorptie bij een golflengte van 562 nm. Zorg ervoor dat de normen binnen het bereik van detecteerbare Fe (II) en de totale Fe concentraties.
      Opmerking: Als Fe concentraties in het vloeistofmonster overschrijden standaardijking, is het noodzakelijk om de gestabiliseerde monster met 1 M HCl verdund.
    4. Bereken de concentratie van Fe (III) van het verschil tussen de totale Fe en Fe (II).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

controleproef

Abiotische controle-experimenten (10 dagen) aangetoond consequent lage zuurstofconcentraties (O 2 <0,15 mg / l) zonder significante fluctuaties in de Fe (II) -profile gehele kolom opwelling water. De vorming van neerslagen (vermoedelijk Fe (III) (oxyhydr-) oxides) in het medium reservoir en de lichte afname van het Fe (II) concentratie van 500 uM tot 440 pM in 10 dagen ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Microbiële populaties in het Precambrium oceaan gereguleerd door, of aangepast als gevolg van hun activiteit en de heersende omstandigheden geochemische. Bij de interpretatie van de oorsprong van BIF, onderzoekers meestal afleiden van de aanwezigheid of de activiteit van micro-organismen op basis van de sedimentologie en geochemie van BIF, bijvoorbeeld Smith et al. 23 en Johnson et al. 24. De studie van de moderne organismen in moderne omgevingen die geochemische analogen...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Mark Nordhoff geholpen bij het ontwerpen en implementeren van slangaansluitingen. Ellen Struve geholpen om te selecteren en het verwerven van de gebruikte apparatuur.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Widdel flask (5 L)Ochs110015labor-ochs.de
Glass bottles (5 L)RotilaboY682.1carlroth.com
Glass pipettes (5 ml)51714labor-ochs.de
0.22 µm Steritop filter unit (0.22 µm Polyethersulfone membrane)MilliporeX337.1carlroth.com
Aluminum foil
Sterile Luer Lock glass syringe, filled with cottonC681.1carlroth.com
Luer Lock stainless steel needles (150 mm, 1.0 mm ID)201015labor-ochs.de
NaClSigma433209sigmaaldrich.com
MgSO4Sigma208094sigmaaldrich.com
CaCl2SigmaC4901sigmaaldrich.com
NH4ClSigmaA9434sigmaaldrich.com
KH2PO4SigmaP5655sigmaaldrich.com
KBrSigmaP3691sigmaaldrich.com
KClSigmaP9541sigmaaldrich.com
Glass cylinderY310.1carlroth.com
Glass wool7377.2carlroth.com
Glass beads (ø 0.55 - 0.7 mm)11079105biospec.com
Butyl rubber stopper (ø 1.2 cm)271024labor-ochs.de
Petri Dish, glass (ø 8.0 cm)T939.1carlroth.com
Polymers glueOTTOSEAL S68adchem.de
Optical oxygen sensor foil (for oxygen analysis, see below)– op aanvraag –presens.de
Rubber tubing (35 mm, 7 mm ID)770350labor-ochs.de
Luer Lock tube connector (3.0 mm, Luer lock male = LLM)P343.1carlroth.com
Luer Lock tube connector (3.0 mm, Luer lock female = LLF)P335.1carlroth.com
Rubber tubing (25 mm, 0.72 mm ID)2600185newageindustries.com
Rubber tubing (50 mm, 7 mm ID)770350labor-ochs.de
Luer Lock stainless steel needle (150 mm, 1.0 mm ID)201015labor-ochs.de
Luer Lock glass syringe (10 ml)C680.1carlroth.com
Loose cotton –
Butyl rubber stopper (ø 1.75 cm)271050labor-ochs.de
Stainless steel needle (40 mm, 1.0 mm ID)Sterican4665120bbraun.de
Luer Lock stainless steel needle (150 mm, 1.5 mm ID)201520labor-ochs.de
position: Luer Lock female connector part at C.7
Polymers glueOTTOSEAL S68adchem.de
Stainless steel needle (120 mm, 0.7 mm ID)Sterican4665643bbraun.de
Rubber tubing (40 mm, 0.74 mm ID)2600185newageindustries.com
Heat shrink tubing (35 mm, 3 mm ID shrunk)541458 - 62conrad.de
Tube clampSTHC-C-500-4tekproducts.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF)P334.1carlroth.com
Luer Lock plastic cap (LLM)CT69.1carlroth.com
Glass bottle (5 L)RotilaboY682.1carlroth.com
Butyl rubber stopper (for GL45)444704labor-ochs.de
Stainless steel capillary (300 mm, 0.74 mm ID)56736sigmaaldrich.com
Stainless steel capillary (50 mm, 0.74 mm ID)56737sigmaaldrich.com
Shrink tubing (35 mm, 3 mm ID shrunk)541458 - 62conrad.de
Rubber tubing (100 mm, 0.74 mm ID)2600185newageindustries.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF)P334.1carlroth.com
Luer Lock glass syringe (10 ml)C680.1carlroth.com
Loose cotton –
Butyl rubber stopper (ø 1.75 cm)271050labor-ochs.de
Stainless Steel needle (40 mm, 0.8 mm ID)Sterican4657519bbraun.de
Luer lock glass syringe (5 ml)C679.1carlroth.com
Butyl rubber stopper (ø 1.75 mm)271050labor-ochs.de
Rubber tubing (40 mm, 0.74 mm ID)2600185newageindustries.com
Glass bottle (2 L)RotilaboX716.1carlroth.com
Butyl rubber stopper (for GL45)444704labor-ochs.de
Stainless steel capillary (50 mm, 0.74 mm ID)56736sigmaaldrich.com
Rubber tubing (30 mm x 0.74 mm ID)2600185newageindustries.com
Rubber tubing (100 mm x 0.74 mm ID)260

Referenties

  1. Lyons, T. W., Reinhard, C. T., Planavsky, N. J. The rise of oxygen in Earth's early ocean and atmosphere. Nature. 506 (7488), 307-315 (2014).
  2. Raymond, J., Blankenship, R. E. The origin of the oxygen-evolving complex. Coord. Chem. Rev. 252 (3-4), 377-383 (2008).
  3. Kendall, B., Reinhard, C. T., Lyons, T., Kaufman, A. J., Poulton, S. W., Anbar, A. D. Pervasive oxygenation along late Archaean ocean margins. Nature Geosci. 3 (9), 647-652 (2010).
  4. Olson, S. L., Kump, L. R., Kasting, J. F. Quantifying the areal extent and dissolved oxygen concentrations of Archean oxygen oases. Chem. Geol. 362 (1), 35-43 (2013).
  5. Satkoski, A. M., Beukes, N. J., Li, W., Beard, B. L., Johnson, C. M. A redox-stratified ocean 3.2 billion years ago. Earth Planet. Sci. Lett. 430 (1), 43-53 (2015).
  6. Holland, H. D. Oceans - Possible Source of Iron in Iron-Formations. Econ. Geol. 68 (7), 1169-1172 (1973).
  7. Holland, H. D., Lazar, B., Mccaffrey, M. Evolution of the Atmosphere and Oceans. Nature. 320 (6057), 27-33 (1986).
  8. Klein, C., Beukes, N. J. Time distribution, stratigraphy, and sedimentologic setting, and geochemistry of Precambrian iron-formations. The Proterozoic Biosphere. Schopf, J. W., Klein, C. , Cambridge University Press. 139-146 (1992).
  9. Poulton, S. W., Canfield, D. E. Ferruginous Conditions: A Dominant Feature of the Ocean through Earth's History. Elements. 7 (2), 107-112 (2011).
  10. Busigny, V., et al. Iron isotopes in an Archean ocean analogue. Geochim. Cosmochim. Acta. 133, 443-462 (2014).
  11. Crowe, S. A., et al. Photoferrotrophs thrive in an Archean Ocean analogue. PNAS. 105 (41), 15938-15943 (2008).
  12. Jones, C., et al. Biogeochemistry of manganese in ferruginous Lake Matano, Indonesia. Biogeosciences. 8 (10), 2977-2991 (2011).
  13. Lliros, M., et al. Pelagic photoferrotrophy and iron cycling in a modern ferruginous basin. Sci. Rep. 5 (13803), (2015).
  14. Koeksoy, E., Halama, M., Konhauser, K. O., Kappler, A. Using modern ferruginous habitats to interpret Precambrian banded iron formation deposition. Int. J. Astrobiol. , 1-13 (2015).
  15. Canfield, D. E. A new model for Proterozoic ocean chemistry. Nature. 396 (6710), 450-453 (1998).
  16. Wu, W. F., et al. Characterization of the physiology and cell-mineral interactions of the marine anoxygenic phototrophic Fe(II) oxidizer Rhodovulum iodosum - implications for Precambrian Fe(II) oxidation. FEMS Microbiol. Ecol. 88 (3), 503-515 (2014).
  17. Hungate, R. E., Macy, J. The Roll-Tube Method for Cultivation of Strict Anaerobes. Bull. Ecol. Res. Comm. 17 (1), 123-126 (1973).
  18. Van Baalen, C. Studies on marine blue-green algae. Bot. mar. 4 (1-2), 129-139 (1962).
  19. Sakamoto, T., Bryant, D. A. Growth at low temperature causes nitrogen limitation in the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002. Arch. Microbiol. 169 (1), 10-19 (1998).
  20. Swanner, E. D., Mloszewska, A. M., Cirpka, O. A., Schoenberg, R., Konhauser, K. O., Kappler, A. Modulation of oxygen production in Archaean oceans by episodes of Fe(II) toxicity. Nature Geosci. 8 (2), 126-130 (2015).
  21. Stookey, L. L. Ferrozine - a New Spectrophotometric Reagent for Iron. Anal. Chem. 42 (7), 779-784 (1970).
  22. Fitch, M. W., Koros, W. J., Nolen, R. L., Carnes, J. R. Permeation of Several Gases through Elastomers, with Emphasis on the Deuterium Hydrogen Pair. J. Appl. Polym. Sci. 47 (6), 1033-1046 (1993).
  23. Smith, A. J. B., Beukes, N. J., Gutzmer, J. The Composition and Depositional Environments of Mesoarchean Iron Formations of the West Rand Group of the Witwatersrand Supergroup, South Africa. Econ. Geol. 108 (1), 111-134 (2013).
  24. Johnson, C. M., Beard, B. L., Klein, C., Beukes, N. J., Roden, E. E. Iron isotopes constrain biologic and abiologic processes in banded iron formation genesis. Geochim. Cosmochim. Acta. 72 (1), 151-169 (2008).
  25. Krepski, S. T., Emerson, D., Hredzak-Showalter, P. L., Luther, G. W., Chan, C. S. Morphology of biogenic iron oxides records microbial physiology and environmental conditions: toward interpreting iron microfossils. Geobiology. 11 (5), 457-471 (2013).
  26. Posth, N. R., Konhauser, K. O., Kappler, A. Microbiological processes in banded iron formation deposition. Sedimentology. 60 (7), 1733-1754 (2013).
  27. Maliva, R. G., Knoll, A. H., Simonson, B. M. Secular change in the Precambrian silica cycle: Insights from chert petrology. Geol. Soc. Am. Bull. 117 (7-8), 835-845 (2005).
  28. Kappler, A., Pasquero, C., Konhauser, K. O., Newman, D. K. Deposition of banded iron formations by anoxygenic phototrophic Fe(II)-oxidizing bacteria. Geology. 33 (11), 865-868 (2005).
  29. Krepski, S. T., Hanson, T. E., Chan, C. S. Isolation and characterization of a novel biomineral stalk-forming iron-oxidizing bacterium from a circumneutral groundwater seep. Environ. Microbiol. 14 (7), 1671-1680 (2012).
  30. Czaja, A. D., Johnson, C. M., Beard, B. L., Roden, E. E., Li, W. Q., Moorbath, S. Biological Fe oxidation controlled deposition of banded iron formation in the ca. 3770 Ma Isua Supracrustal Belt (West Greenland). Earth. Planet. Sci. Lett. 363 (1), 192-203 (2013).
  31. Melton, E. D., Schmidt, C., Kappler, A. Microbial iron(II) oxidation in littoral freshwater lake sediment: the potential for competition between phototrophic vs. nitrate-reducing iron(II)-oxidizers. Front. Microbiol. 3 (197), 1-12 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

IJzer(II)-oxidatiegroei van cyanobacteriëngebandeerde ijzerformatiedoorstroomkolomglaskraalmatrixdetectie van opgeloste zuurstofanoxische omstandighedenFe(II)-fluxlichtgradiënt
Laboratorium Simulatie van een ijzer (II) -rijke Precambrium Marine Upwelling Systeem om Ontdek de groei van de fotosynthetische bacteriën
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.