Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Gestandaardiseerde colon ascendens stentperitonitis bij ratten - een eenvoudig, haalbaar diermodel om septisch acuut nierletsel te induceren

1.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/54448

⸱

15 februari 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General, Visceral, Transplantation, Vascular and Paediatric Surgery, Department of Surgery I, University of Würzburg, 2Department of Anesthesiology and Critical Care, Medical Center-University of Freiburg, 3Faculty of Medicine, University of Freiburg, 4Department of Internal Medicine I, Division of Nephrology, University of Würzburg, 5Department of Physiology and Pharmacology, West Virginia University School of Medicine, Robert C. Byrd Health Science Center, 6Department of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, Robert-Bosch-Krankenhaus

In dit artikel

Samenvatting

Acuut nierletsel (AKI) is een ernstige complicatie bij ernstig zieke patiënten en gaat gepaard met een verhoogde mortaliteit. Hier presenteren we een betrouwbaar en reproduceerbaar in vivo model om AKI na te bootsen onder inflammatoire aandoeningen die kunnen bijdragen aan het begrijpen van de pathogenese van septische AKI.

Samenvatting

AKI bij septische patiënten wordt in verband gebracht met een verhoogde mortaliteit en een slecht resultaat, ondanks grote inspanningen om het begrip van de pathofysiologie te verfijnen. Hier wordt een in vivo model gepresenteerd dat een gestandaardiseerde septische focus combineert om AKI te induceren en een intensive care (ICU) opstelling om een geavanceerde hemodynamische monitoring en therapie te bieden die vergelijkbaar is bij menselijke sepsis. Sepsis wordt geïnduceerd door gestandaardiseerde colon ascendens stentperitonitis (sCASP). AKI wordt functioneel onderzocht door meting van bloed- en urinemonsters en histologisch door evaluatie van histopathologische scores. Bovendien maken de geavanceerde hemodynamische monitoring en de mogelijkheid van herhaalde bloedgasafname een gedifferentieerde analyse van de ernst van geïnduceerde sepsis mogelijk.

De sCASP-methode is een gestandaardiseerde, betrouwbare en reproduceerbare methode om septische AKI te induceren. De intensive care-opstelling, continue hemodynamische en gasuitwisselingsbewaking, het lage sterftecijfer en de mogelijkheid van gedetailleerde analyses van de nierfunctie en -stoornissen zijn voordelen van deze opstelling. Daarom kan de beschreven methode dienen als een nieuwe standaard voor experimenteel onderzoek naar septische AKI.

Inleiding

Sepsis blijft nog steeds de belangrijkste doodsoorzaak op niet-cardiale intensive care-afdelingen (ICU) met sterftecijfers van ≈ 30 - 50%1,2,3. Een kenmerk van ernstige sepsis en septische shock is de acute nierbeschadiging die een verdere toename van het sterftecijfer veroorzaakt wanneer deze wordt geassocieerd met orgaandisfunctie op afstand, zoals hart- en ademhalingsfalen 4,5,6. De totale incidentie van AKI bij IC-patiënten varieert van 20 tot 50%7. Ondanks de centrale rol van AKI met betrekking tot uitkomst en mortaliteit bij sepsis, wordt het onderliggende pathomechanisme nog steeds slecht begrepen.

Over het algemeen zijn er de 3 belangrijkste componenten: ontsteking, toxisch letsel en hemodynamische veranderingen die bijdragen aan de ontwikkeling van AKI7. Hemodynamische veranderingen omvatten verminderde renale bloedstroom (RBF) en globale of regionale renale ischemie. Hier moet er rekening mee worden gehouden dat sepsis ook een verslechtering van de renale microcirculatie kan veroorzaken als gevolg van systemische hypotensie en/of verstoring van de endotheelbarrière8. Daarom moet de studie van septische AKI altijd hemodynamische monitoring omvatten. Recente in vivo studies over AKI gebruikten voornamelijk diermodellen zoals renale ischemie-reperfusieschade of bilaterale nefrectomie. Deze onderzoeken toonden meestal een gebrek aan hemodynamische monitoring en intensive care.

Het onderzoek naar mogelijke nieuwe pathomechanismen en therapieën van septische AKI vereist een in vivo model met een gedefinieerde septische focus, een intensive care-opstelling, een voorspelbare uitkomst en een orgaanletsel 9,10,11,12. Hier beschrijven we een innovatief knaagdiermodel voor septische AKI dat voldoet aan de eerder genoemde eisen. Septische AKI wordt geïnduceerd door gestandaardiseerde colon ascendens stentperitonitis (sCASP). Het gebruikte sCASP-model veroorzaakt een abdominale sepsis door een intestinale fecale lekkage die leidt tot bacteriële invasie en multi-orgaanfalen13. Het is aangetoond dat pathofysiologische veranderingen na CASP vergelijkbaar zijn met die bij menselijke sepsis en daarom vertegenwoordigt CASP een klinisch relevant model in sepsisonderzoek11,14.

Bovendien is in het experimentele protocol een intensive care (ICU) opstelling vastgesteld die bestaat uit een geavanceerde hemodynamische monitoring en ICU-therapie. De IC-opstelling maakt vloeistofreanimatie, intraveneuze toepassing van analgesie en herhaalde bloedgasanalyse mogelijk. De nierfunctie wordt geëvalueerd door meting van standaardwaarden zoals creatinine en door inuline- en p-aminohippurinezuur-klaring (PAK). Aanvullende informatie wordt geleverd door pathohistologische scores van geoogst weefsel en organen aan het einde van het experiment. Het sCASP-model om septische AKI te induceren is al geëvalueerd en heeft nieuwe inzichten opgeleverd in de nierpathologie15. Verdere toepassing van dit protocol dat hieronder wordt gepresenteerd, kan helpen om het begrip van septische AKI te verfijnen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven zijn goedgekeurd door het Laboratory Animal Care and Use Committee van het district Unterfranken, Duitsland en uitgevoerd volgens de Verklaring van Helsinki.

1. Chirurgische voorbereiding en installatie van invasieve monitoring en continue medicatie

  1. Verdoof Sprague-Dawley-ratten met isofluraan dat wordt toegediend door een precisieverdamper in een concentratie en stroomsnelheid die zijn goedgekeurd door de instantie voor dieronderzoek en/of het veterinaire team van de lokale instelling. Bevestig voldoende diepte van de anesthesie door de ademhalingsfrequentie te observeren, die steeds langzamer wordt, en controleer of u niet reageert na het knijpen van de staart/teen. Scheer de keel en maag met een scheermes.
    Notitie: Enorme vermindering van de ademhalingsfrequentie kan een indicator zijn van een overdosis anesthesie en uiteindelijk leiden tot bradypnoe, hypotensie en de dood.
  2. Plaats de rat in rugligging op een verwarmingskussen. Breng dierenartszalf aan op de ogen om uitdroging van de ogen te voorkomen. Zorg voor de juiste anesthesiediepte met behulp van de isofluraanconcentratie en stroomsnelheid op basis van intraoperatieve monitoring van ratten en/of aanbevelingen van de toezichthoudende instantie voor dieronderzoek en/of het veterinaire team van de lokale instelling. Plaats de rat in rugligging op een geautomatiseerd verwarmingskussen.
    Opmerking: Onderkoeling en thermisch letsel beïnvloeden de macro- en microhemodynamische parameters en moeten worden vermeden om een betrouwbaar resultaat te verkrijgen. Het wordt aanbevolen om een verwarmingskussen met controlemechanisme te gebruiken dat via een flexibele rectale sonde aan de rat is gekoppeld om de lichaamstemperatuur binnen fysiologisch bereik te houden.
  3. Na desinfectie van de nek en keel met de juiste desinfectieoplossing, snijdt u de huid op de keel mediaal in met een scalpel en maakt u een incisie van ongeveer 2 cm. Draai de rat om en maak een incisie van ongeveer 1 cm met een chirurgische schaar in de nek, ongeveer 1 cm distaal van het achterhoofd.
  4. Plaats de rat weer in rugligging. Ontleed voorzichtig de rechter halsader en de linker halsslagader met de schaar en wattenstaafjes. Ontleed de schepen van de naburige structuren. Vermijd te veel weerstand en bereid je verder voor met voorzichtige spreidende bewegingen.
    Notitie: Houd de vaten altijd vochtig door het aanbrengen van voorverwarmde steriele zoutoplossing.
  5. Ontleed voorzichtig en met spreidende bewegingen subcutaan van de bloedvaten naar de nek om een verbinding tussen de twee incisies te krijgen. Steek klemmen in elke gevormde tunnel.
  6. Spoel de wartel en de katheters, komende uit het draaiapparaat, door met 0,9% NaCl. Plaats de katheters in een roestvrijstalen veer.
    Notitie: De katheters moeten worden gespoeld met natriumchloride voordat ze worden ingebracht, omdat minimale luchttoevoer kan leiden tot een plotselinge dood als gevolg van luchtembolie.
  7. Draai de rat en klem de katheters vast met behulp van de ingebrachte klemmen. Schuif de katheters van de nek naar de keel. Bevestig de veer met een plastic knoopketting ongeveer 1 cm distaal van het achterhoofd met 6 enkelvoudige hechtingen (bijv. 4/0) op de nek.
  8. Zet de rat weer in rugligging. Leg katoenen draden van ongeveer 4 cm distaal en proximaal van elk geprepareerd vat. Klem de slagader proximaal af met een microclip, meestal gebruikt voor het knippen van subarachnoïdale aneurysma's. U kunt ook de clip laten staan en de arteriële bloedstroom stoppen door een van de draden aan te spannen.
  9. Snijd de slagader in met een chirurgische microschaar, houd de incisie open met een haak in de ene hand en breng de arteriële katheter met de andere hand met een tang in het bloedvat. Open de clip of de getrokken draad, duw de katheter ongeveer 1 cm naar voren in het bloedvat in de richting van het hart en bevestig deze met chirurgische knopen met behulp van de gelegde katoenen draden.
  10. Herhaal stap 1.8 op de halsader en laat de clip staan, aangezien de ader niet zo stevig is als de slagader.
  11. Nadat u beide katheters rechtop in de bloedvaten hebt bevestigd, sluit u de wond op de keel met hechtingen.

2. sCASP-procedure

  1. Houd de rat in rugligging, scheer de buik en desinfecteer de buikstreek met de juiste desinfectiemiddelen.
    Notitie: Gebruik altijd een aseptische techniek.
  2. Maak een incisie in de buik van de huid van ongeveer 2 cm lang met een chirurgische schaar en daarna opnieuw langs de linea alba om de peritoneale grot te openen.
  3. Identificeer de blindedarmpool en trek de blinde darm voorzichtig naar buiten met behulp van wattenstaafjes.
  4. Prik de dikke darm ongeveer 2 cm distaal van de ileocaecale klep met een hechtdraad (6/0) [hechting 1] aan de anti-mesenteriale zijde en fixeer deze met twee chirurgische knopen. Vermijd laesies van darmvaten.
  5. Snijd het distale uiteinde - ongeveer 1,5 cm - van een 10 FR afzuigkatheter af. Knip dit stuk van de katheter met de schaar af tot een rechthoekige flap met een lengte van ongeveer 0,5 cm. Bereid de flap voor met een hechtdraad (6/0) [hechting 2] in het midden van de flap.
  6. Plaats de flap over een naald van 14G en prik de opgaande dikke darm aan met de naald waar hechting 1 was bevestigd15.
  7. Steek de voorbereide plastic buis in de dikke darm over de naald. Verwijder tegelijkertijd de naald voorzichtig. Plaats de buis zo dat de klep buiten de dikke darm ligt en de rest van de buis in de dikke darm.
    1. Na exacte positionering van de plastic buis, fixeert u de flap met de reeds bestaande hechting 2 door de darmwand en chirurgische knopen te hechten. Vermijd opnieuw elke laesie van de dikke darmvaten. Plaats de vrije uiteinden van hechting 1 rond de rest van de plastic buis die buiten de dikke darm leidt en voer 2 chirurgische knopen uit.
  8. Melk de ontlasting van het blinde darm naar de colonstent met behulp van wattenstaafjes totdat er ontlasting verschijnt aan de uitgang van de stent.
  9. Plaats de dunne darm en de dikke darm terug in de buikholte. Hierbij moet de plastic buis met de kruk in contact komen met het buikvlies. Spoel de stent door met 2 ml 0,9% NaCl om de ontlasting in de peritoneale grot te verdelen.
  10. Sluit de buikholte af met een continue hechting (4/0) van het buikvlies en daarna met een continue hechting (4/0) van de huid.

3. Postoperatieve procedure

  1. Stop het inademen van isofluraan en plaats de rat terug in zijn kooi.
  2. Start de intraveneuze analgesie via de veneuze lijn met Fentanyl (2,0 μg/100 g lichaamsgewicht/uur).

4. Voorbereiden van de metingen op de tweede dag

  1. 24 uur na de sCASP-procedure 0,5-1,0 mg midazolam intraveneus aanbrengen. Zorg voor de juiste anesthesiediepte met behulp van de isofluraanconcentratie en stroomsnelheid op basis van intraoperatieve monitoring van ratten en/of aanbevelingen van de toezichthoudende instantie voor dieronderzoek en/of het veterinaire team van de lokale instelling.
  2. Nadat u opnieuw met alcohol en oplossing hebt gedesinfecteerd, voert u een tracheotomie uit met de plastic buis van een 14 G veneuze canule om voor voldoende zuurstofvoorziening en ventilatie te zorgen.
    1. Open daarom de hechting op de keel met een chirurgische schaar en open voorzichtig vanaf de middellijn naar de luchtpijp. Snijd de luchtpijp verticaal in tussen twee kraakbeenderen met een lengte van ongeveer 2 mm met een chirurgische schaar - net genoeg om een chirurgische schaar in te brengen. Verbreed de incisie botweg tot ongeveer de helft van de diameter van de luchtpijp met de schaar. Plaats 1 cm van een 14 G plastic buis en bevestig deze met 2 hechtingen. 16
      Notitie: Als de incisie van de luchtpijp groter is dan de helft van de omtrek, kunnen bloedvaten die langs de luchtpijp lopen worden beschadigd, wat kan leiden tot ernstige bloedingen, bloedaspiratie of dodelijke bradycardie.
    2. Begin met mechanische beademing met een beademingsapparaat voor knaagdieren met een FiO2 van 0,28 en 0,7 vol. % isofluraan en start intraveneuze anesthesie met midazolam (0,7 mg/100 g LG/uur) en fentanyl (7 μg/100 g LG/uur). Voer bloedgasanalyses uit om voldoende ventilatie en oxygenatie te garanderen. Neem daarom ongeveer 0,7 ml bloed af via de arteriële katheter en meet dit met een bloedgasanalysator.
      Notitie: Intraveneuze anesthesie mag alleen beginnen als de mechanisch geregelde beademing tot stand is gebracht.
  3. Na het scheren en desinfecteren op dezelfde manier als in 2.1, voert u een longitudinale incisie van 1 cm uit in de huid van het rechterbeen, 0,5 cm proximaal van de knie. Ontleed de slagader van de aangrenzende structuren met behulp van een chirurgische schaar en wattenstaafjes botweg.
    Notitie: Als de dijbeenslagader is gescheurd, is het nog steeds mogelijk om de katheter in proximale positie in te brengen. Het wordt dus aanbevolen om de implantatie zo ver mogelijk distaal te starten.
  4. Breng een thermodilutiekatheter in de dijbeenslagader in door de slagader met een haak te openen en de katheter met een tang in te brengen.
  5. Begin met het meten van het hartminuutvolume door middel van de thermodilutiemethode. Dien daarom snel 1 ml gekoeld NaCl handmatig 1 ml toe via de veneuze katheter nadat u bent begonnen met het meten van een cardiale indexmeetsoftware. Voer deze meting twee keer uit.

5. Evaluatie van de nierfunctie

  1. Voer een laparotomie uit door de hechtingen van de huid en het buikvlies met een schaar te openen. Snijd net genoeg in de urineblaas met een chirurgische schaar om deze te katheteriseren met een kleine plastic katheter. Nadat u een katoenen draad van ongeveer 7 cm rond de blaas hebt gelegd, maakt u de draad vast, bevestigt u de katheter met knopen en verzamelt u ten slotte zoveel mogelijk urine via de katheter.
  2. Los fluoresceïne-isothiocyanaat-inuline (FITC-inuline) op in 0,9% NaCl en p-aminohippuurzuur natriumzout (PAK) in 0,9% NaCl om concentraties van 2 mg/ml inuline, 5 mg/ml PAK's te krijgen.
  3. Breng een bolus aan met een mengsel van beide stoffen van 75 μL i.v., gevolgd door constante intraveneuze infusie van beide stoffen met een snelheid van 3,7 μL/h/300 g LG.
  4. Nadat u een stabiele toestand17 hebt bereikt, verzamelt u met de infusie van FITC-inuline en PAH de urine gedurende 20 minuten. Neem bloedmonsters via de arteriële katheter zoals beschreven onder 4.2.1 met betrekking tot het uitvoeren van een bloedgasanalyse.
  5. Bepaal de inulineconcentraties van de urine en het plasma met behulp van fluorescentiespectrometrie en meet de PAH met behulp van fotospectrometrie met behulp van de anthrone-methode17.

6. Beëindiging van de experimenten

  1. Euthanaseer het dier in overeenstemming met de lokale wettelijke voorschriften.
  2. Neem zoveel mogelijk bloed af via de arteriële katheter met behulp van spuiten.
  3. Oogst de dunne en dikke darm door de peritoneale fixatie van de twaalfvingerige darm en de dikke darm door te knippen, verwijder enkele delen hiervan met een chirurgische schaar. Bereid de nieren voor en oogst ze door retroperitoneale voor te bereiden en ze vrij te maken van hun vetkapsel en door de urineleider en de aangehechte bloedvaten te snijden. Voer een thoracotomie uit en snijd de longen en het hart weg. Fixeer alle organen in formaldehyde en voer histologische kleuringen uit zoals eerder gepubliceerd. 15,18 uur

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Zoals eerder gepubliceerd door Schick et al.8, tonen we de volgende resultaten aan.

Inductie van sepsis zonder mortaliteit
In het CASP-model wordt sepsis geïnduceerd door een continue lekkage van intraluminale bacteriën van de dikke darm die opstijgen in de buikholte, wat resulteert in fecale peritonitis en bacteriëmie. Hierbij regelt de grootte van de...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De pathofysiologie van septische AKI is nog steeds onbekend in zijn complexiteit. Klinisch onderzoek en proeven bij patiënten zullen het niet mogelijk maken om nieuwe inzichten te verwerven met betrekking tot histopathologische veranderingen, verstoringen van de microcirculatie of geneesmiddelinteracties op cellulair niveau15. Eerder is gepostuleerd dat er behoefte is aan verbeterde en nieuwe diermodellen om acuut nierletsel geassocieerd met sepsis

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

M.A. Schick en N. Schlegel ontvingen financiering van de Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) SCHL 1962/2-1 en SCHL 1962/4-1.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Sprague-Dawley rattenJanvier Labs, Frankrijk
 Isofluraan CPcp-pharma, Burgdorf, Duitsland
polyethyleen katheter PE 10; 30mA. Hartenstein, Würzburg, Duitsland0.58x0.96 mm
Swivel (375/D/20)Instech, Plymouth Meeting, PA, VS(375/D/20)
plastiek knop koppelsInstech, Plymouth Meeting, PA, VSLW105S
PerfusorB. Braun; Melsungen, DuitslandPerfusor fm
zuigkatheter ch. 10B.Braun Melsungen AG, Duitslandzuigkatheter typ “Ideal“; ch. 10
naaldSyneture; VSSurgipro; Monofilament Polypropyleen 4-0
naaldEthicon; SchotlandProlene; Polypropyleen 5-0
14G-i.v. katheterBD Insynte; BD Vialon; Madrid; Spanje14GA i.v. katheter
wattenstaafjesNOBA Verbandmittel Danz GmbH u Co KG; Wetter; Duitsland
knaagdierrespiratorHugo Sachs Elektronik KG, Duitslandknaagdierrespirator, Type:7025
MidazolamRatiopharm, DuitslandMidazolam
ThermodilutiekatheterADInstruments, Spechbach, Duitsland
p-aminohippurinezuurSigma-Aldrich; St. Louis; VSp-aminohippurinezuur natriumzout; A3759-25G
InulineSigma-Aldrich; St. Louis; VSInuline-FITC; F3272-1G
FormaldehydeOtto Fischar GmbH & CoKG; Saarbrücken, DuitslandFormaldehyde 3.5%
CyclopentaanMerck; Darmstadt; DuitslandUvasol: 2-Methylbutaan
alcohol gebaseerde scrubSchülke & Mayr GmbH, Norderstedt; Duitslandkodan Tinktur forte; 45g 2-Propanol, 10g 1-Propanol per 100g
povidon-jodiumoplossingB.Braun Melsungen AG, DuitslandBraunol, 7.5g Povidon Jodium per 100g

Referenties

  1. Angus, D. C., et al. Epidemiology of severe sepsis in the United States: analysis of incidence, outcome, and associated costs of care. Crit Care Med. 29, 1303-1310 (2001).
  2. Dellinger, R. P., et al. Surviving sepsis campaign: international guidelines for management of severe sepsis and septic shock: 2012. Crit Care Med. 41, 580-637 (2013).
  3. Moerer, O., Quintel, M. [Sepsis in adult patients - definitions, epidemiology and economic aspects]. Internist (Berl). 50, 788-796 (2009).
  4. Belayev, L. Y., Palevsky, P. M. The link between acute kidney injury and chronic kidney disease. Curr Opin Nephrol Hypertens. 23, 149-154 (2014).
  5. Chao, C. T., et al. The impact of dialysis-requiring acute kidney injury on long-term prognosis of patients requiring prolonged mechanical ventilation: nationwide population-based study. PLoS One. 7, e50675(2012).
  6. Chertow, G. M., Christiansen, C. L., Cleary, P. D., Munro, C., Lazarus, J. M. Prognostic stratification in critically ill patients with acute renal failure requiring dialysis. Arch Intern Med. 155, 1505-1511 (1995).
  7. Doi, K. Role of kidney injury in sepsis. J Intensive Care. 4, 17(2016).
  8. Gomez, H., et al. A unified theory of sepsis-induced acute kidney injury: inflammation, microcirculatory dysfunction, bioenergetics, and the tubular cell adaptation to injury. Shock. 41, 3-11 (2014).
  9. Deitch, E. A. Animal models of sepsis and shock: a review and lessons learned. Shock. 9, 1-11 (1998).
  10. Esmon, C. T. Why do animal models (sometimes) fail to mimic human sepsis? Crit Care Med. 32, S219-S222 (2004).
  11. Rittirsch, D., Hoesel, L. M., Ward, P. A. The disconnect between animal models of sepsis and human sepsis. J Leukoc Biol. 81, 137-143 (2007).
  12. Doi, K., Leelahavanichkul, A., Yuen, P. S., Star, R. A. Animal models of sepsis and sepsis-induced kidney injury. J Clin Invest. 119, 2868-2878 (2009).
  13. Zantl, N., et al. Essential role of gamma interferon in survival of colon ascendens stent peritonitis, a novel murine model of abdominal sepsis. Infect Immun. 66, 2300-2309 (1998).
  14. Maier, S., et al. Cecal ligation and puncture versus colon ascendens stent peritonitis: two distinct animal models for polymicrobial sepsis. Shock. 21, 505-511 (2004).
  15. Schick, M. A., et al. Sepsis-induced acute kidney injury by standardized colon ascendens stent peritonitis in rats - a simple, reproducible animal model. Intensive Care Med Exp. 2, (2014).
  16. Schick, M. A., et al. Effects of crystalloids and colloids on liver and intestine microcirculation and function in cecal ligation and puncture induced septic rodents. BMC Gastroenterol. 12, 179(2012).
  17. Schneider, R., et al. Downregulation of organic anion transporters OAT1 and OAT3 correlates with impaired secretion of para-aminohippurate after ischemic acute renal failure in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 292, F1599-F1605 (2007).
  18. Schick, M. A., et al. The impact of crystalloid and colloid infusion on the kidney in rodent sepsis. Intensive Care Med. 36, 541-548 (2010).
  19. Bellomo, R., Ronco, C., Kellum, J. A., Mehta, R. L., Palevsky, P. Acute renal failure - definition, outcome measures, animal models, fluid therapy and information technology needs the Second International Consensus Conference of the Acute Dialysis Quality Initiative (ADQI) Group. Crit Care. 8, R204-R212 (2004).
  20. Lustig, M. K., et al. Colon ascendens stent peritonitis--a model of sepsis adopted to the rat: physiological, microcirculatory and laboratory changes. Shock. 28, 59-64 (2007).
  21. Traeger, T., et al. Colon ascendens stent peritonitis (CASP)--a standardized model for polymicrobial abdominal sepsis. J Vis Exp : JoVE. , (2010).
  22. Dyson, A., Rudiger, A., Singer, M. Temporal changes in tissue cardiorespiratory function during faecal peritonitis. Intensive Care Med. 37, 1192-1200 (2011).
  23. Arakelyan, K., et al. Early effects of an x-ray contrast medium on renal T(2) */T(2) MRI as compared to short-term hyperoxia, hypoxia and aortic occlusion in rats. Acta physiol. 208 (2), 202-213 (2013).
  24. Schick, M. A., et al. Balanced hydroxyethylstarch (HES 130/0.4) impairs kidney function in-vivo without Inflammation. PLoS One. 10 (9), e0137247(2015).
  25. Flemming, S., et al. Phosphodiesterase 4 inhibition dose dependently stabilizes microvascular barrier functions and microcirculation in a rodent model of polymicrobial sepsis. Shock. 41, 537-545 (2014).
  26. Flemming, S., et al. Sphingosine-1-phosphate receptor-1 agonist sew2871 causes severe cardiac side effects and does not improve microvascular barrier breakdown in sepsis. Shock. 49 (1), 71-81 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Hemodynamische monitoringbloedgasanalysehistopathologische scoresintensive care opstellinggestandaardiseerde septische focusanalyse van de nierfunctiemethode voor sepsis inductieexperimenteel AKI model

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.