Mouse Microchirurgie Infusion Techniek voor gerichte afgifte van een substantie in het centraal zenuwstelsel via De interne halsslagader

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft een microchirurgie-infusietechniek bij muizen, die stoffen effectief rechtstreeks in de hersenen afgeeft via de interne halsslagader.

Samenvatting

Dierdierenmodellen van centrale zenuwstelsel (CZS) ziekten en, bijgevolg, bloed-hersenbarrière verstoringen, vereisen de toediening van exogene stoffen in de hersenen. Deze exogene stoffen kunnen schadelijk zijn of een therapeutische strategie vormen. De meest gebruikelijke methoden voor de toediening van exogene stoffen in de hersenen zijn gebaseerd op systemische toedieningen, zoals subcutane of intraveneuze routes. Hoewel veel gebruikt, hebben deze benaderingen verschillende beperkingen, waaronder een lage efficintie van de toediening in de hersenen. In tegenstelling tot dit, zijn chirurgische methoden die lokaal stoffen in het CZS afleveren, specifieker en voorkomen de opname van de exogene stoffen door andere organen. Er zijn verschillende chirurgische methoden voor CZS-toediening beschikbaar; echter, deze zijn vaak zeer traumatisch. Hier beschrijven we een microchirurgietechniek voor muizeninfusie, die stoffen effectief in de hersenen aflevert via de interne halsslagader, met minimaal trauma en zonder interferentie met de normale CZS-functionaliteit.

Inleiding

In vivo modellering van het centraal zenuwstelsel (CNS) aandoeningen vereisen een effectieve aflevering van exogene stoffen, zoals geneesmiddelen, pathogenen of exosomes, in de hersenen. Daartoe moet een ideale levermethode minimaal trauma veroorzaken aan het dier, de integriteit van het neurale netwerk en het bereiken van hoge concentraties van stoffen in de hersenen ^1.

Verschillende chirurgische methoden plaatselijke afgifte van een substantie zijn beschreven, inclusief interne schede, intracerebrale, intraventriculaire en injecties of implantaten ^{2, 3, 4, 5.} Deze benaderingen zijn echter traumatische beschouwd als de CNS, en laat het beheer van slechts kleine hoeveelheden van de stof van belang. Bovendien is gesuggereerd dat exogene stoffen snel kunnen worden verwijderd door de cerebrospinale vloeistof ⁶ en een lage penetratie bereik om de hersenparenchym waargenomen bij ⁷ van de bovengenoemde technieken worden gebruikt. Systemische afgifte werkwijzen, zoals orale, pulmonaire, subcutane, en intraveneuze routes worden vaker gebruikt in diermodellen, hoewel ze lage werkzaamheid vertonen in het leveren van de stoffen aan het CNS, door opname van andere organen ^{8, 9.} Daarom zijn deze toedieningsroutes vereisen verhoogde doses voor toediening van stoffen, waardoor het risico op bijwerkingen en toxiciteit ^{10, 11.}

Hier beschrijven we een muis infusie microchirurgie technieken, die effectief levert stoffen rechtstreeks in de hersenen via de inwendige halsslagader. Naast richt de aflevering aan het centrale zenuwstelsel, is deze techniek niet voorbij normale fysiologische barrières en reden belangrijk biological-processen voor passages therapeutica of pathogenen in de hersenen.

Protocol

De betrokken bij de volgende protocol procedures zijn goedgekeurd door de Universiteit van Miami Institutional Animal Care en gebruik Comite (IACUC). Daarnaast worden alle procedures worden uitgevoerd in voorzieningen die door de Vereniging voor evaluatie en accreditatie van Laboratory Animal Care International (AAALAC) goedgekeurd.

1. Voorbereiding van de muizen voor Heelkunde

1. Verdoven muis met isofluraan gemengd met zuurstof met een klinisch anesthesiesysteem. Gebruik isofluraan bij het instellen van tussen 4-5% en zuurstoftoevoer bij 2 L / min op de commerciële machine (zie Materials tabel). Breng het dier de operatie oppervlak onder een stereomicroscoop en sustain anesthesie via een neuskegel (gebruik isofluraan instelling 1,5-2,5 en zuurstoftoevoer bij 2 l / min).
   1. Zorg ervoor dat de muis ademfrequentie is ongeveer 1-2 ademhaling / sec zonder hijgen. Daarnaast is ervoor te zorgen dat het dier snorharen stimulatie reactie en pedaal r vertoontEflex (teen knijpen). Monitor ademhaling en inspanning tijdens de operatie, ten minste om de 5 min. Volg specifieke Institutional Animal Care en gebruik Comite en veterinaire richtlijnen voor knaagdieren anesthesie monitoring.
2. Breng een druppel oftalmische smeermiddel op elk oog met een steriel wattenstaafje om uitdroging te voorkomen. Toediening van anti-inflammatoire en analgetische te verlichten ongemak aanbevolen.
3. Met het dier op zijn rug, handhaven anesthesie via een neuskegel.
4. Reinig nek van het dier door vegen het gebied drie keer met ethanol 70% en chloorhexidine. Scheer operatie gebied van het dier met behulp van een scheermes (hieronder).

2. Dissectie van de halsslagader (CCA)

1. Voer de gehele microchirurgie procedure onder een stereomicroscoop. Gebruik chirurgische schaar en forceps uitvoeren van een ondiepe middellijn incisie in de nek, van boven het borstbeen tot onder tHij kaak (ongeveer 3-4 cm).
2. Met behulp van pincet voorzichtig gescheiden vet en bindweefsel de luchtpijp bloot.
3. Plaats een kussen (rond voorwerp, ongeveer 0,5 cm diameter) op de achterkant van de hals van de muis om de hals te verlengen, het gebied verder blootstellen.
4. Scheid het weefsel met behulp van een weefselhaak of haken.
5. Aan de linkerkant van de luchtpijp van het dier voorzichtig tweeze behalve het bindweefsel naar links CCA bloot.
6. Met behulp van een tang verwijder zorgvuldig alle bindweefsel aan de CCA bifurcatie bloot te leggen, en het begin van zowel externe als interne halsslagaders.

3. Voorbereiding van de CCA voor Substance Infusion

1. Plaats twee segmenten van nylon hechtdraad (ongeveer 1 cm per stuk) in het kader van de externe halsslagader (ECA), met behulp van een tang.
2. Plaats een permanente knoop op het hoogste punt mogelijk van de Europese Rekenkamer.
3. Op het laagste punt mogelijk van de Rekenkamer, direct boven de CCA bifurcatie, plaatseen verwijderbare knoop. Deze knoop moet los in vergelijking met de bovenste knoop.
4. Sluit de CCA met behulp van een schip clip, tegen de laagst mogelijke punt.
5. Sluit de interne halsslagader (ICA) met behulp van een vat clip.
6. Met behulp van microdissectie voorjaar een schaar het uitvoeren van een kleine snede in de ECA (ongeveer 2 mm), tussen de twee knopen.

4. Ten gronde Infusion via ICA

1. Monteer een infusie-systeem. Bevestig 6 inches van de capillaire buis (ideale afmetingen: 2,5 mm x 1,2 mm) om een ​​tuberculine spuit met 250 ul van de stof te worden toegediend (drugs, pathogenen, extracellulaire blaasjes, onder anderen) en steek de capillaire tip voorzichtig in de incisie uitgevoerd in stap 3,6.
2. Ga verder af te glijden de capillaire totdat het een middelpunt tussen de splitsing en de clip sluiten van de CCA bereikt.
3. Bind de onderste ECA knoop. Controleer of de knoop is los genoeg om capillaire doorstroming mogelijk te maken en strak genoeg om te voorkomen dat leaking.
4. Verwijder clip van de ICA.
5. Voorzichtig druk op de spuit zuiger waardoor stof infusie met ongeveer 10 gl per seconde.

5. Plaats Infusion Procedures

1. Plaats clip terug op de ICA.
2. Verwijder voorzichtig de capillaire buis.
3. Bind de onderste ECA knoop volledig.
4. Verwijder clips van de ICA en de CCA.

6. incisie sluiten en postoperatieve zorg

1. Verwijder retractor of weefsel haken en kussen.
2. Clean hechtdraad gebied met behulp van een steriele zoutoplossing.
3. Sluit de incisie met behulp van nylon hechtdraad / naald en tang.
4. Dien anti-inflammatoire en analgetische postoperatieve pijn verlichten.
5. Plaats dier in de kooi geplaatst op verwarming pad gedurende ten minste 1 uur en de monitor herstel.

Resultaten

De muis infusie microchirurgische techniek beschreven is zeer veelzijdig en is gebruikt om verschillende stoffen te leveren rechtstreeks in de hersenen, inclusief de levering van tumorcellen in een representatief model van hersenmetastasen vorming ^{1, 12.}

Deze techniek is ook geschikt voor de pathologische aspecten van verschillende pathogenen in het CZS te beoordelen. ...

Discussie

De infusie microchirurgie beschreven is zeer succesvol gebleken bij het leveren exogene stoffen van verschillende biologische functies in het centraal zenuwstelsel en voorkomt verspreiding door het lichaam ^{1, 12} te zijn. Verstoring van de bloed-hersenbarrière is een pathologisch kenmerk van verschillende CNS-gerelateerde aandoeningen; dus de beoordeling van de relatie van exogene stoffen met de bloed-hersenbarrière is van groot belang en het belang.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Anesthesie-instrument	Vetequip	901806
Chirurgische schaar	Fine Science Tool	14558-09
Chirurgische pincet rechte punt	Fine Science Tool	00108-11
Chirurgische pincet gebogen punt	Fine Science Tool	00109-11
Veer schaar	Fine Science Tool	15000-08
Nylon hechtdraad	Braintree Scientific	SUT-S 104
Capillaire buis (Micro-Renathane 0,010” x 0,005” per ft.)	Braintree Scientific	MRE01050
Sluithechtdraad	VWR	95057-036
Isofluraan	Piramal
2,3,5-Trifenyltetrazolichloride	FisherScientific	50-121-8005