Methodenartikel

Shunt Chirurgie, Right hartkatheterisatie, en Vasculaire Morphometry in een diermodel voor Flow-geïnduceerde pulmonale arteriële hypertensie

DOI:

10.3791/55065

⸱

11 februari 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Congenital Heart Diseases, Department of Pediatric Cardiology, Beatrix Children's Hospital, University Medical Center Groningen, University of Groningen, 2Research and Development Facility, University Medical Center Groningen, University of Groningen

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft een chirurgische procedure om een model te creëren voor stromingsgeïnduceerde pulmonale arteriële hypertensie (PAH) bij ratten en de procedures om de belangrijkste hemodynamische en histologische eindpunten in dit model te analyseren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dit protocol wordt PAH geïnduceerd door een combinatie van een injectie van 60 mg/kg monocrotalaline (MCT) met verhoogde pulmonale bloedstroom via een aorto-cavale shunt (MCT+Flow). De shunt wordt gemaakt door een 18-G naald in te brengen vanuit de abdominale aorta in de aangrenzende cava-vene. Verhoogde pulmonale stroom is aangetoond als een essentiële trigger voor een ernstige vorm van PAH met verschillende fasen van ziekteprogressie, gekenmerkt door vroege mediale hypertrofie gevolgd door neointimale laesies en de progressieve occlusie van de kleine pulmonale vaten. Om de hemodynamiek van het rechter hart en de longen in dit model te meten, wordt catheterisatie van het rechter hart uitgevoerd door een rigide canule met een flexibele ball-tip katheter via de rechter halsslagader in het rechter ventrikel in te brengen. De katheter wordt vervolgens gevorderd naar de hoofd- en meer distale pulmonale slagaders. De histopathologie van de pulmonale vaten wordt kwalitatief beoordeeld door de pre- en intra-acinaire vaten te scoren op de mate van muscularisatie en de aanwezigheid van een neointima, en kwantitatief door de wanddikte, de wand-lumen verhoudingen en de occlusie score te meten.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het doel van deze methode is om een ​​reproduceerbaar model voor ernstige stromingsgeïnduceerde pulmonale arteriële hypertensie in ratten maken en dat in beginsel hemodynamische en histopathologische eindpunten meten.

Pulmonale arteriële hypertensie (PAH) is een klinisch syndroom dat een geleidelijke verhoging van de pulmonale vasculaire weerstand leidt tot rechter ventrikel falen en dood omvat. Binnen het overkoepelende ziektespectrum van pulmonaire hypertensieve ziekten (PH), PAH is de ernstigste vorm en die zonder behandeling 1 blijft. De onderliggende arteriopathie in PAH wordt gekenmerkt door een typische vorm van vasculaire hermodellering dat het vatlumen afsluit. Muscularisatie van normale niet-gemusculariseerd schepen en hypertrofie van de mediale lagen vat worden beschouwd reeds ziekteverschijnselen in PAH ook gezien in andere vormen van PH 2 en 3 worden gedacht omkeerbaar zijn. Als PAH eendvances, de intima-laag begint te verbouwen, uiteindelijk de vorming van karakteristieke neointima laesies 2. Nieuwe intima-type vasculaire longremodellering is exclusief voor PAH en wordt momenteel beschouwd onomkeerbaar 4 te zijn.

Als PAH is een zeldzame ziekte, de vooruitgang in de pathobiological begrip en de ontwikkeling van nieuwe therapieën hebben zwaar op diermodellen ingeroepen. De monocrotalin (MCT) model in ratten een single hit model is, en nog steeds vaak gebruikt. MCT is een toxine dat de schade toebrengt aan de pulmonale arteriolen en regionale ontsteking 5. 60 mg / kg MCT leidt tot een verhoging van de gemiddelde pulmonale arteriële druk (mPAP), pulmonale vasculaire weerstand (PVR) en rechterventrikelhypertrofie (RVH) na 3-4 weken 6. De histomorphology wordt gekenmerkt door geïsoleerde mediale hypertrofie zonder neointima laesies 5. de MCTrattenmodel vormt derhalve een matige vorm van PH en niet PAK, hoewel het gewoonlijk wordt voorgesteld als de laatste.

Bij kinderen met PAH geassocieerd met congenitale links naar rechts shunt (PAH-CHD), verhoogde pulmonaire bloedstroom wordt beschouwd als de essentiële trigger voor de ontwikkeling van neointima laesies 7, 8, 9. Bij ratten kunnen verhoogde pulmonaire bloedstroom worden geïnduceerd door het creëren van een shunt tussen de abdominale aorta en vena cava, een techniek die het eerst beschreven in 1990 10. Alternatieven voor verhoogde pulmonale stroom te creëren zijn door eenzijdige pneumonectomie of subclavia naar longslagader anastomose 11. Conceptuele nadelen van deze modellen bestaan ​​potentiële compenserende groei van de overgebleven long en adaptieve pathway activatie geïnduceerd door de pneumonectomie of iatrogene schade van de pulmonaire vasculatuur te wijtenom longslagader anastomose, zowel verstorende effecten van de toegenomen pulmonale bloedstroom.

Wanneer een aorto- cavale shunt gecreëerd en verhoogde pulmonale bloedstroom wordt geïnduceerd als tweede hit in MCT behandelde ratten, origineel neointima laesies ontstaan ​​en een ernstige vorm van PAH en bijbehorende rechterkamer falen (RVF) ontwikkelen 3 weken na de toegenomen stromen 12. De hemodynamische progressie van PAK's in dit model kan in vivo worden beoordeeld door echocardiografie en rechter hartkatheterisatie. Het vasculaire histomorphology, wanddikte van het drukvat, de mate van arteriolaire occlusie, en parameters voor de rechter ventrikel falen vormen de pijlers van het ex vivo karakterisering van PAH.

Deze methode beschrijft gedetailleerde protocollen voor de aorto-cavale shunt (AC-shunt) chirurgie, rechts hartkatheterisatie, en de kwalitatieve en kwantitatieve beoordeling van vasculaire histomorphology.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedures waarbij proefdieren zijn goedgekeurd door de Nederlandse Centrale Commissie Dierproeven en de Animal Care Comite op Universitair Medisch Centrum Groningen (NL). Zowel Wistar en Lewis ratten met gewichten tussen 180 en 300 g werden gebruikt.

1. Huisvesting en acclimatisatie

  1. Na aankomst bij de centrale dier faciliteit, huis ratten in groepen van 5 per kooi. Gedurende een 7-dagen acclimatisatie periode wennen de ratten humane behandeling, maar geen experimentele procedures uitvoeren.

2. Voorbereiding en Injectie van Steriele Monocrotalin

  1. Voor 1 ml 60 mg / ml monocrotalin (MCT) oplossing Weeg 60 mg monocrotalin in een 2 ml buis. Voeg 700 ul van 0,9% NaCl. Voeg 200 ul van 1 M HCl. Verwarm de oplossing in de buis onder warm stromend leidingwater en vortex het. Met 6 N NaOH om de pH aan 7,0 te brengen. Gebruik steriele techniek voor bereiding van MCT voor injectie in knaagdieren.
  2. Injecteer 1 ml steriele 60 mg / ml MCT oplossing per kg subcutaan in de nek (0,3 ml 60 mg / ml MCT voor een 300-g rat). OPMERKING: We liever geen kleinere hoeveelheden gebruiken vanwege de grotere kans dat de geïnjecteerde dosis geschikt zal zijn.

3. Aorta-caval Shunt Surgery

  1. Anesthesie.
    1. Vul de inductie kamer met 5% isofluraan / 100% O 2 (stroomsnelheid: 1 L / min) en plaats de rat in de kamer. Controleer of er voldoende diepte van de anesthesie door het uitvoeren van een hinde teen knijpen. Weeg de rat.
    2. Scheren en de buik schoonmaken over een gebied dat ongeveer 8 cm lang en 3 cm breed. Plaats de rat op zijn rug op een warmte-mat (37 ° C) bedekt door een steriele mat.
    3. Plaats de snuit in een beademingsmasker / kap met 2-3% isofluraan / 100% O 2 (stroomsnelheid: 1 L / min). Controleer de diepte van de anesthesie door het uitvoeren van een hinde teen knijpen. Toepassen oogzalf tot droog voorkomen terwijl onder verdoving.
  2. shunt Surgery.
    1. Scrub de huid met chloride-hexidine voor desinfectie. Injecteren 0,01 mg / kg buprenorfine subcutaan voor postoperatieve analgesie.
    2. Gebruik steriele instrumenten voor een operatie. Een insnijding met een # 10 scalpel in de buik op de middellijn vanaf 1 cm onder het diafragma een beneden uitstrekt tot net boven de genitaliën.
    3. Til de darm met een wattenstaafje, bedek de ingewanden in een steriele natte gaas (0,9% NaCl), en plaats ze op de linkerzijde van het dier.
    4. Wattenstaafjes de membranen die de abdominale aorta en vena cava inferior van de omliggende weefsels hechten scheiden.
      LET OP: niet de membranen tussen de aorta en de vena cava ontleden.
    5. Gebruik splinter forceps, verwijder de perivasculaire aorta vet net boven de bifurcatie, alleen aan de rechterzijde van de aorta en alleen op de plaats waar de naald wordt ingebracht.
    6. Gebruik wattenstaafjes om de aorta en vena cava te scheiden van 2 mm supeot de plaats waar de naald om ruimte te scheppen voor een Biemer klem wordt geplaatst.
    7. Op dit gebied, in de eerste plaats een losse ligatuur (5-0 hechtdraad) rond de aorta. Maak spanning op de ligatuur door het plaatsen van een Kocher klem op, en plaats de Kocher superieur aan de incisie (Figuur 1A). Plaats de Biemer klem gewoon superieur aan de ligatuur (Figur e 1A).
    8. Met een wattenstaafje, comprimeren vena cava zo distaal mogelijk de flux (figuur 1A) belemmeren. Bocht een naald (18 G in dit protocol) in een hoek van 45 graden, met de opening naar buiten wijzen (figuur 1A).
    9. Onder een hoek van 90 graden, de naald in de aorta, net boven de bifurcatie, met de opening van de naald naar links (figuur 1A). Manipuleren van de punt van de naald naar links en steek deze in de vena cava.
      LET OP: De naaldtip moet nu visible in de vena cava (figuur 1B).
    10. Gebruik een tweede wattenstaafje om de resterende bloed in de aorta duwen van de insertieplaats trombose te voorkomen. Droog het gebied rond de shunt met een steriel gaas zodat de lijm voldoende blijven.
    11. Trek de gehele naald uit de aorta en onmiddellijk een druppel weefsel lijm op de prikplaats in de aorta. Zorg ervoor dat de wattenstaafje niet te lijmen aan het weefsel. Ontspanschakelaars de aorta.
    12. handmatig controleren de shunt door te trekken aan en loslaten van de ligatuur van de aorta proximaal van de shunt. Versoepeling moet de vena cava distale kleur aan de shunt in fel rood en creëren turbulentie op de shunt website.
      LET OP: Aanscherping zal het bloed terug naar donkerrood draaien in de vena cava.
    13. Plaats de darmen opnieuw in het dier. Sluit de spierlaag en huid met resorbeerbare 4-0 hechtingen. Ventileren het dier met 100% O 2 om te herstellen van de anesthesie.
      NB: Gebruik geen ani geen reactiemal onbeheerd totdat het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging handhaven.
  3. Sham Surgery.
    1. Voer alle bovenstaande procedures behalve voor het inbrengen van de naald in de aorta.
  4. Post-operatieve zorg.
    1. Plaats de rat in een kooi en in een incubator bij 37 ° C tot de volgende ochtend.
    2. Ongeveer 6 uur na de operatie, injecteren 0,01 mg / kg subcutaan buprenorfine voor postoperatieve analgesie. Herhaal de volgende ochtend als ratten tekenen van ongemak.
      OPMERKING: De eerste 3 dagen na de operatie, ratten neiging om te eten en drinken minder (dit is vooral belangrijk wanneer voer of drinkwater worden gemengd met medicijnen). De meeste ratten normaal gedrag 3 dagen na de operatie. Zo niet, op de voet volgen. Gewichtsverlies van meer dan 15% in 1 week als abnormaal beschouwd en deze ratten worden gedood door de extractie van het circulerende bloedvolume terwijl onder verdoving.

4. Ontwikkeling van PAH

LET OP: In dit protocol, het dier wordt gedood door de extractie van het circulerend bloedvolume, terwijl onder verdoving.

  1. Sacrifice 1 dag na de operatie (MF8) voor het begin van de cellulaire en functionele reacties op verhoogde pulmonale bloedstroom (bijvoorbeeld gen up-regulering of begin transcriptiefactoren).
  2. Sacrifice 1 week na de operatie (MF14) voor een vroeg stadium van PAH vasculaire fenotype (mediale hypertrofie zonder neointima laesies).
  3. Sacrifice 2 weken na de operatie (MF21) voor een gevorderd stadium PAH vasculaire fenotype (gemarkeerd mediale hypertrofie en de vorming van nieuwe intima) met een lichte verhoging van de RVP en mPAP.
  4. Offeren 3 weken na de operatie (MF28) voor een eindstadium PAH vasculaire fenotype (aangeduid neointima occlusie) en sterke verhoging van RVP en mPAP. Klinische symptomen van rechter ventrikel falen zijn gebruikelijk in dit stadium.
  5. Sacrifice na dag 28 (MF-RVF) Voor PAH geassocieerd rechter ventrikel falen (RVF), klinisch gedefinieerd als kortademigheid, ernstige lethargie, en gewichtsverlies (<10% in 1 week). Beëindig ratten wanneer een van deze tekenen aanwezig is. Vaak ratten ontwikkelen deze symptomen tussen dag 28 en 35 en, indien onbewaakt, matrijs spontaan gedurende deze periode.

5. Recht hartkatheterisatie

  1. Anesthesie.
    1. Vul de inductie kamer met 5% isofluraan / 100% O 2 (stroomsnelheid: 1 L / min) en plaats de rat in het vak. Controleer of er voldoende diepte van de anesthesie door het uitvoeren van een hinde teen knijpen. Weeg de rat.
    2. Scheren en reinigen van de hals aan de rechterkant ventrale zijde van de rat en voor de echocardiografie protocol, de thorax en bovenbuik.
    3. Plaats de rat op zijn rug op een verwarmingsmat (37 ° C) en plaats de snuit in een beademingsmasker / kap met 2-3% isofluraan / 100% O 2 (stroomsnelheid: 1 L / min). De snuit moet maken aan de onderzoeker.
    4. Controleer de diepte van de anesthesie. Wees voorzichtig met ratten met ernstige PH. Als de hartslag verlaagt, vermindering van de diepte van de anesthesie. Verkiezen, voeren alle metingen binnen 20 minuten. Toepassen oogzalf tot droog voorkomen terwijl onder verdoving.
  2. Echocardiografie protocol.
    1. Voer de echocardiografie volgens de werkwijze beschreven door Brittain et al protocol. in Jupiter 13.
  3. Catheterisatie protocol.
    LET OP: Dit protocol maakt gebruik van een stijve canule met een voorgevormde tip gebogen 20 graden ten opzichte van de 15-cm silicium katheter te begeleiden met een bal 2 mm van de tip. Een 20-G naald met de opening licht gebogen naar binnen wordt gebruikt om de canule in de rechter halsader te voegen (zie de lijst van materialen). Ratten in elke fase van PAH progressie controle kan worden gebruikt in dit protocol.
    1. Ontsmet de hals met chloride-hexidine. Voeg een 1,5 cm incisie met een # 10 scalpel in de rechter ventrale zijdevan de hals, van rechts sleutelbeen aan de onderkaak bot.
    2. Verspreid het weefsel met een schaar. Met behulp van een pincet, trek het weefsel uit elkaar totdat de halsader verschijnt. Ontleden de membranen rond de halsader gebruikt splinter forceps.
    3. Zet spanning op de halsader door het plaatsen van een losse ligatuur (5-0 hechtdraad) rond het vat. Verhoog de spanning en plak de ligatuur op de beademingsmasker (Figuur 2A).
    4. Stroomafwaarts van de insertieplaats, plaats een losse ligatuur rond het schip te draaien na de canule in situ om lekken en drukverlies te voorkomen.
    5. Via de handvatten van een forceps, licht buigen het uiteinde van een 20-G naald met de opening naar binnen de canule te voeren met de katheter.
    6. Voeren de punt van de 20-G naald in de ader wordt snel de canule met de katheter in het vat. Trek de naald, en sluit de ligatuurdat werd bereid in stap 5.3.4.
    7. Het gedrag van de canule met de katheter in de halsader. De punt van de canule bij een 20 graden curve (zie stap 5.3.5). Manoeuvre de canule onder het sleutelbeen en vooraf een beetje naar rechts atrium (figuur 2C) in te voeren.
    8. Rechts ventrikel invoeren, richt de punt van de canule naar links, naar het hart (Figuur 2D). Op het nachtkastje monitor moet een camper druk curve lijken, bijpassende figuur 2D.
    9. Wanneer de RV druk curve constant is, noteer dan de systolische en diastolische rechter ventrikel druk 1 (sRVP1 / dRVP1).
    10. Manipuleren van de punt van de canule naar links en naar boven. Schuif de katheter in de canule (figuur 2E).
    11. Schuif de katheter in de belangrijkste longslagader (PA). Geen weerstand moeten worden gevoeld bij het passeren van de pulmonale klep.
      OPMERKING: Wanneer de katheter komt in de belangrijkste longslagader, de diastolic druk zal stijgen. Op het nachtkastje monitor moet een PA druk curve lijken, bijpassende figuur 2E.
    12. Wanneer de PA druk curve constant is, noteert u de systolische, diastolische en gemiddelde PA druk 1 (sPAP1, dPAP1, mPAP1).
    13. Verdere vooraf de katheter binnen de canule totdat de bal aan het uiteinde van de katheter komt te zitten in een longslagader. Let op de druk curve op het nachtkastje beeldscherm vallen en overeenkomen met de wedge druk curve in figuur 2F.
    14. Wanneer de wiggedruk curve constant is, noteert u de systolische, diastolische en gemiddelde wiggedruk.
    15. Trek de katheter langzaam en vervolgens te meten en noteer de waarden voor sPAP2, dPAP2, mPAP2, sRVP2 en dRVP2, zoals weergegeven op het nachtkastje monitor.
    16. Toen in de camper, iets terug te trekken de canule en de katheter voor het meten van de gemiddelde rechter atrium druk (RAP). De curve moet overeenkomen met de RAP kromme in figuur 2A.
      NEETE: In dit protocol, de ratten worden gedood na de catheterisatie protocol door de extractie van het circulerend bloedvolume, terwijl onder verdoving.

6. morfologie Assessment en Morphometry

LET OP: In dit protocol, het dier wordt gedood door de extractie van het circulerend bloedvolume, terwijl onder verdoving. Ratten in elke fase van PAH progressie controle kan worden gebruikt in dit protocol.

  1. Na het offer, nemen de longen door het snijden van de luchtpijp ongeveer 5 mm boven de bronchiale vertakking en de vaten, die de longen verbinden met het hart. Doe de longen in koude zoutoplossing. Ontleden de linkerlong. Snijd de linker hoofdbronchus bij de splitsing.
  2. Vul een 50 ml spuit met 4% paraformaldehyde, bevestig een buis met een canule op de injectiespuit, en hangen de spuit ongeveer een meter boven de werktafel. Plaats de canule in de linker hoofdbronchus aan de longen met paraformaldehyde passief te vullen.Behandel paraformaldehyde met de nodige voorzichtigheid.
  3. Incubeer de linkerlong in paraformaldehyde gedurende 48 uur.
  4. Uitdrogen de linkerlong van achtereenvolgens incuberen in 70% ethanol (1 uur), 80% ethanol (1 uur), 90% ethanol (1 h), 100% ethanol (3 h), xyleen (2 h), en paraffine ( 2 h).
  5. Insluiten linkerlong in paraffine, de hilus van de long tegenover de cassette.
  6. Vlekken de paraffine ingebedde, 4-um longcoupes met een Verhoeff of Elastica-van Gieson kleuring, volgens instructies van de fabrikant 29. Controleer de elastische laminae goed gedifferentieerd (zoals in figuur 3). Scan de gekleurde coupes bij een vergroting van 40x.
  7. Verdeel de long in 4 kwadranten. In elk kwadrant, vindt 10 schepen met een buitendiameter van <50 micrometer (intra-acinaire) en 10 schepen met een buitendiameter> 50 pm (pre-acinaire). Maak een foto (2 x 40 beelden per long). Zoom in willekeurig tot 20x vergroting en foto elk schipin dit gezichtsveld selectievertekening minimaliseren.
  8. Uitsluiten schepen die een verhouding langste / kortste diameter van> 2, een onvolledige ronde vorm, of een val van meer dan een kwart van de vaatwand hebben.
    Opmerking: Een voorbeeld van een uitgesloten vaartuig is weergegeven in figuur 3b elk beeld op dezelfde vergroting (40X) Voeg en omvatten een schaalbalk.
  9. Open ImageJ en de eerste foto. Trek een rechte lijn op de schaal bar in de afbeelding om de schaal te stellen via "Analyse" en "Set schaal." Voor de "bekende afstand", gebruik dan de waarde op de foto's schaal bar. Gebruik micrometer (pm) als de lengte-eenheid. Zet de schaal aan de mondiale.
  10. Met behulp van "de vrije hand selecties," trek een lijn op de binnenkant van het luminale gebied (figuur 3), en gebruik "maat" (Crtl m) naar dit gebied te meten. Dan trek een lijn rond de buitenste elastic plaat (figuur 3) van het totale schip oppervlaktemaat.
  11. Bereken de luminale en buitendiameter ( figure-protocol-1 ) gebruik makend van figure-protocol-2 .
  12. Bepalen wanddikte met figure-protocol-3 .
  13. Bereken de muur / lumen verhouding met behulp figure-protocol-4 .
  14. Bereken de occlusie Score met figure-protocol-5 .
  15. Score het vaartuig muscularisatie (nee, gedeeltelijke of totale muscularisatie) (Figuur 3B).
    LET OP: Schepen met een dubbele elastische lamina voor meer dan de helft van de omtrek worden gedefinieerd als geheel gemusculariseerde. Schepen met een dubbele elastische lamina minder dan de helft van de omtrek worden gedefinieerd als gedeeltelijk gemusculariseerde.
  16. Score het vaartuig op de aanwezigheid van een Neointima (ja of nee) (Figuur 3C).
    LET OP: Schepen zonder duidelijk omschreven interne elastische lamina in combinatie met (vaak excentrieke) luminale occlusie worden gedefinieerd als neointima laesies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Representatieve resultaten zijn weergegeven in figuur 4. De gepresenteerde resultaten tonen kenmerken van MCT + FLOW in Lewis ratten in de volgende groepen: Controle (n = 3), MF8 (n = 5), MF14 (n = 5), MF28 (n = 5) en MF-RVF ( n = 10). Statistische analyses werden uitgevoerd met de eenzijdige ANOVA met Bonferroni-correctie.

60 mg / kg MCT en verhoogde pulmonaire bloedstroom leiden tot een gemiddelde stijging v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze methode beschrijft de chirurgische procedure van een aorto-caval shunt bij ratten voorbehandeld met MCT tot stromingsgeïnduceerde PAK en de technieken om het beginsel van hemodynamische en histopathologische eindpunten dat PAK en dit model te karakteriseren beoordelen creëren.

Kritische stappen in het protocol en problemen oplossen

Chirurgie en na de operatie. Tijdens de aorto- cavale shunt operatie, de meest kritische stap is de dissectie van de aorta en vena ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd ondersteund door het Netherlands Cardiovascular Research Initiative, de Nederlandse Hartstichting, de Nederlandse Federatie van Universitaire Medische Centra, de Nederlandse Organisatie voor Gezondheidsonderzoek en Zorgontwikkeling en de Koninklijke Nederlandse Akademie van Wetenschappen (CVON nr. 2012-08, PHAEDRA, Het Sebald fonds, Stichting Hartekind).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Shunt Chirurgie
Steriele chirurgische handschoenen
Duratears OogzalfAlcon10380
Chloride-Hexidine
Wattenstaafjes
Histoacryll weefsel lijmB. Braun Medical1050052
Silkam 5-0 naalden zwart niet-resorbeerbaarB. Braun MedicalF1134027
Safil 4-0 naalden violet resorbeerbaarB. Braun Medical
18 G naaldLuerNN1838R BDtip gebogen in 45 graden opening naar buiten
Gazen 10 x 10 cmPaul Hartmann407825
Temgesic BuprenorfineRB Pharmaceuticals5429subcutane injectie
Natriumchloride 0,9%
Ventilatiemask Rat
Mesje
Biemer klem 18 mm, 5 mm opening AgnTho64-562
Verwarmingsmat
Kocher klem
Schaarkrabber
MicroscoopLeica
Rechterhartkatheterisatie
Steriele chirurgische handschoenen
OogzalfDuratears
Chloride-Hexidine
Wattenstaafjes
Gazen 10 x 10 cmPaul Hartmann407825
Silkam 5-0 naalden zwart niet-resorbeerbaarB. Braun MedicalF1134027
Naald 20 GLuerTip licht gebogen naar binnen
Canule 20 GLuerom katheter te introduceren, tip voorgevormd in 20 graden
Silastic katheter 15 cm lang0,5 mm bal 2 mm van de punt
DruktransducerAiltech
Bedzijde monitor Cardiocap/5Datex-Ohmeda
Schaarkrabber
10 mL Spuit
Natriumchloride 0,9%voor spoelen
Vasculair Morfologie
50 mL Spuit
4% Formaldehyde
18 G canule met buis
Verhoef kleuring kitSigma-AldrichHT254http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/ht254?lang=en®ion=US
Digitale diascannerHamamatsuC9600
ImageJ
Elastic (Bindweefsel Kleuring) Abcamab150667http://www.abcam.com/elastic-connective-tissue-stain-ab150667.html
http://www.abcam.com/ps/products/150/ab150667/documents/ab150667-Elastic%20Stain%20Kit%20(website).pdf

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hoeper, M. M., Bogaard, H. J., Condliffe, R., et al. Definitions and diagnosis of pulmonary hypertension. J Am Coll Cardiol. 62, D42-D50 (2013).
  2. Stacher, E., Graham, B. B., Hunt, J. M., et al. Modern age pathology of pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 186 (3), 261-272 (2012).
  3. Levy, M., Maurey, C., Celermajer, D. S., et al. Impaired apoptosis of pulmonary endothelial cells is associated with intimal proliferation and irreversibility of pulmonary hypertension in congenital heart disease. J Am Coll Cardiol. 49 (7), 803-810 (2007).
  4. Sakao, S., Tatsumi, K., Voelkel, N. F. Reversible or irreversible remodeling in pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Cell Mol Biol. 43 (6), 629-634 (2010).
  5. Gomez-Arroyo, J. G., Farkas, L., Alhussaini, A. A., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (4), L363-L369 (2012).
  6. Jones, J. E. Serial noninvasive assessment of progressive pulmonary hypertension in a rat model. Am J Physiol - Heart Circ Physiol. 283 (1), 364-371 (2002).
  7. Hoffman, J. I., Rudolph, A. M., Heymann, M. A. Pulmonary vascular disease with congenital heart lesions: Pathologic features and causes. Circulation. 64 (5), 873-877 (1981).
  8. van Albada, M. E., Berger, R. M. Pulmonary arterial hypertension in congenital cardiac disease--the need for refinement of the evian-venice classification. Cardiol Young. 18 (1), 10-17 (2008).
  9. Dickinson, M. G., Bartelds, B., Borgdorff, M. A., Berger, R. M. The role of disturbed blood flow in the development of pulmonary arterial hypertension: Lessons from preclinical animal models. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305 (1), L1-L14 (2013).
  10. Garcia, R., Diebold, S. Simple, rapid, and effective method of producing aortocaval shunts in the rat. Cardiovasc Res. 24 (5), 430-432 (1990).
  11. Okada, K., Tanaka, Y., Bernstein, M., Zhang, W., Patterson, G. A., Botney, M. D. Pulmonary hemodynamics modify the rat pulmonary artery response to injury. A neointimal model of pulmonary hypertension. Am J Pathol. 151 (4), 1019-1025 (1997).
  12. van Albada, M. E., Schoemaker, R. G., Kemna, M. S., Cromme-Dijkhuis, A. H., van Veghel, R., Berger, R. M. The role of increased pulmonary blood flow in pulmonary arterial hypertension. Eur Respir J. 26 (3), 487-493 (2005).
  13. Brittain, E. Echocardiographic assessment of the right heart in mice. JVis Exp. (e81), (2013).
  14. Dickinson, M. G., Bartelds, B., Molema, G., et al. Egr-1 expression during neointimal development in flow-associated pulmonary hypertension. Am J Pathol. 179 (5), 2199-2209 (2011).
  15. Borgdorff, M. A., Bartelds, B., Dickinson, M. G., Steendijk, P., de Vroomen, M., Berger, R. M. Distinct loading conditions reveal various patterns of right ventricular adaptation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (3), H354-H364 (2013).
  16. Ruiter, G., de Man, F. S., Schalij, I., et al. Reversibility of the monocrotaline pulmonary hypertension rat model. Eur Respir J. 42 (2), 553-556 (2013).
  17. van Albada, M. E., Bartelds, B., Wijnberg, H., et al. Gene expression profile in flow-associated pulmonary arterial hypertension with neointimal lesions. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 298 (4), L483-L491 (2010).
  18. Dickinson, M. G., Kowalski, P. S., Bartelds, B., et al. A critical role for egr-1 during vascular remodelling in pulmonary arterial hypertension. Cardiovasc Res. 103 (4), 573-584 (2014).
  19. van der Feen, D. E., Dickinson, M. G., Bartelds, M. G., et al. Egr-1 identifies neointimal remodeling and relates to progression in human pulmonary arterial hypertension. Jheart lung transplant. 35 (4), 481-490 (2016).
  20. Rungatscher, A. Chronic overcirculation-induced pulmonary arterial hypertension in aorto-caval shunt. Microvasc Res. 94, 73-79 (2014).
  21. O'Blenes, S. B., Fischer, S., McIntyre, B., Keshavjee, S., Rabinovitch, M. Hemodynamic unloading leads to regression of pulmonary vascular disease in rats. J Thorac Cardiovasc Surg. 121 (2), 279-289 (2001).
  22. Sakao, S., Taraseviciene-Stewart, L., Lee, J. D., Wood, K., Cool, C. D., Voelkel, N. F. Initial apoptosis is followed by increased proliferation of apoptosis-resistant endothelial cells. FASEB J. 19 (9), 1178-1180 (2005).
  23. Spiekerkoetter, E. FK506 activates BMPR2, rescues endothelial dysfunction, and reverses pulmonary hypertension. J Clin Invest. 123 (8), 3600-3613 (2013).
  24. Nickel, N. P., Spiekerkoetter, E., Gu, M., et al. Elafin reverses pulmonary hypertension via caveolin-1-dependent bone morphogenetic protein signaling. Am J Respir Crit Care Med. 191 (11), 1273-1286 (2015).
  25. Meloche, J., Potus, F., Vaillancourt, M., et al. Bromodomain-containing protein 4: The epigenetic origin of pulmonary arterial hypertension. Circ Res. 117 (6), 525-535 (2015).
  26. Happé, C. M. Pneumonectomy combined with SU5416 induces severe pulmonary hypertension in rats. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 310 (11), L1088-L1097 (2016).
  27. Ranchoux, B., Antigny, F., Rucker-Martin, C., et al. Endothelial-to-mesenchymal transition in pulmonary hypertension. Circulation. 131 (11), 1006-1018 (2015).
  28. de Raaf, M. A. SuHx rat model: Partly reversible pulmonary hypertension and progressive intima obstruction. Eur Respy J. 44 (1), 160-168 (2014).
  29. Elastic (Connective Tissue Stain) Instructions for Use. , Available from: http://www.abcam.com/ps/products/150/ab150667/documents/ab150667-Elastic%20Stain%20Kit%20(website).pdf (1506).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Aorto cave shuntmonocrotaline injectiehemodynamische analysehistopathologische scoringmeting van de wanddikteocclusiescore

Gerelateerde artikelen