Methodenartikel

A Comprehensive Procedure voor het evalueren

8.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/55271

⸱

4 maart 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Radiology, Memorial Sloan Kettering Cancer Center, 2Translational and Molecular Imaging Institute, Icahn School of Medicine at Mount Sinai

In dit artikel

Samenvatting

Het slechte begrip van de in vivo prestaties van nanomedicijnen belemmert hun klinische translatie. Procedures om het in vivo gedrag van kanker nanomedicijnen op systemisch, weefsel-, enkelcellig en subcellulair niveau te evalueren bij tumordragende immuuncompetente muizen worden hier beschreven. Deze aanpak kan onderzoekers helpen om veelbelovende kanker nanomedicijnen te identificeren voor klinische translatie.

Samenvatting

Geïnspireerd op het succes van eerdere kanker nanomedicijnen in de kliniek hebben onderzoekers een groot aantal nieuwe formuleringen in het afgelopen decennium gegenereerd. Echter, slechts een klein aantal van nanomedicijnen goedgekeurd voor klinisch gebruik, terwijl de meerderheid van nanomedicijnen onder klinische ontwikkeling teleurstellende resultaten hebben opgeleverd. Een belangrijk obstakel voor de succesvolle klinische toepassing van nieuwe kanker nanomedicijnen is het ontbreken van een duidelijk inzicht de in vivo prestatie. Dit artikel heeft een strenge procedure voor het in vivo gedrag van nanomedicijnen in tumordragende muizen systemische, weefsel, eencellige en subcellulaire niveaus karakteriseren via de integratie van positron emissie tomografie computed tomography (PET-CT), radioactiviteit kwantificatiemethoden flowcytometrie en fluorescentie microscopie. Met deze aanpak kunnen onderzoekers nauwkeurig evalueren roman nanoschaal formuleringen in de relevante muismodellen van Cancer. Deze protocollen kunnen de mogelijkheid om de meest veelbelovende kanker nanomedicijnen identificeren met een hoog translationeel potentiële of om te helpen bij de optimalisatie van kanker nanomedicijnen voor toekomstige vertaling hebben.

Inleiding

Nanogeneeskunde verschuift het paradigma van de behandeling van kanker ontwikkeling 1. Geïnspireerd door de enorme klinische impact van eerdere kanker nanomedicijnen, zoals liposome- en albumine-based nanotherapies 2, 3, hebben veel nieuwe formuleringen geproduceerd in het afgelopen decennium. Uit recente analyses van de eerste klinische succes van deze kanker nanomedicijnen geven aan dat slechts enkele daarvan zijn goedgekeurd voor klinisch gebruik 4, 5. Een belangrijk obstakel voor de klinische toepassing van nieuwe kanker nanomedicijnen is hun beperkte verbetering van de therapeutische index vergeleken met de directe toediening van het vrije therapeutische verbindingen 6. Als zodanig nauwkeurige evaluatie van de in vivo prestatie van nanomedicijnen op systemische, weefsel en cellulaire niveaus in preklinische diermodellen essentieel identify mensen met een optimale therapeutische indices voor toekomstige klinische vertaling.

Nanomaterialen kunnen radioactief gemerkte voor de kwantitatieve karakterisering in levende dieren met een positron emissie tomografie (PET) beeldvorming, die uitstekende gevoeligheid en reproduceerbaarheid van alle klinische beeldvormende modaliteiten 7 heeft zijn. Bijvoorbeeld 89 Zr-gelabelde langdurig circulerende nanomedicijnen zijn gekarakteriseerd in muismodellen van kanker 8, 9, 10, en in andere ziektemodellen 11. Bovendien kan de bloed halfwaardetijd en biodistributie van het nanogeneesmiddelen uitgebreid geëvalueerd door ex vivo radioactiviteit gemeten in afzonderlijke weefsels 8. Daarom radioactief zorgt voor de kwantitatieve evaluatie van nanomedicijnen bij systemische en weefsel niveaus.

Belangrijker radiolabeled nanomedicijnen algemeen niet bij de enkele-cel of subcellulaire niveaus kan worden geanalyseerd door de beperkte ruimtelijke resolutie van het radioactieve signaal. Daarom fluorescentielabelling blijkt een complementaire modaliteit voor de evaluatie van nanodeeltjes met optische beeldvormingstechnieken zoals flowcytometrie en fluorescentie microscopie 12 zijn. Hiertoe kunnen nanodeeltjes gemerkt met radio-isotopen en fluorescerende labels kwantitatief in vivo worden beoordeeld door nucleaire beeldvorming en ex vivo door telling van radioactiviteit, en ze kunnen ook uitgebreid worden gekarakteriseerd op cellulair niveau optische beeldvorming.

Eerder hebben we modulaire procedures ontwikkeld om radioactieve en fluorescerende labels nemen in verschillende nanodeeltjes, waaronder high-density lipoproteïne (HDL) 11 liposomen 9, 10, polymere nanodeeltjes, antilichaamfragmenten en nanoemulsions 10, 13. Deze gelabelde nanodeeltjes hebben geleid tot kwantitatieve karakterisering in relevante diermodellen op verschillende niveaus, waarbij de optimalisatie van deze nanomaterialen geleid voor hun specifieke toepassingen. In de huidige studie, het doel is liposomaal nanodeeltjes the gebruiken meest gevestigde nanomedicine platform 14 -als voorbeeld uitgebreide procedures tonen een duaal-gelabelde nanodeeltjes genereren en karakteriseren grondig in een klassieke syngene melanoom B16-F10 muismodel 15 . Uit de resultaten, we zijn ervan overtuigd dat deze karakterisering van nanodeeltjes aanpak kan worden aangepast aan andere kanker nanomedicijnen in relevante muismodellen te evalueren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De procedure bestaat uit de dubbele radioactieve en fluorescente labeling van nanodeeltjes, in vivo PET-CT-beeldvorming, ex vivo biodistributie metingen en ex vivo immunokleuring en flowcytometrie analyse. Alle dierproeven werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite van Memorial Sloan-Kettering Cancer Center.

1. Voorbereiding van de Dual-gelabelde liposomen

OPMERKING: Syngene B16 melanoma tumoren worden geïnduceerd door injectie van 300.000 B16-F10 cellen in de achterkant flanken van C57BL / 6 muizen onder narcose het inhaleren 2% -isoflurane bevattende zuurstof. Gebruik steriele reagentia en instrumenten steriel werkruimte tijdens de operatie. Na de operatie zorgvuldig te observeren de dieren tot hun herstel van anesthesie. Zet de dieren terug in hun kooien alleen wanneer ze volledig bewustzijn en mobiliteit te herwinnen. Huisvesten ze in steriele kamers voor dieren met xenogetransplanteerde tumoren. Tumoren met een groottevan 300 mm 3 zijn ideaal voor karakterisering van nanodeeltjes vanwege hun uitgesproken verhoogde permeabiliteit en retentie effecten (EPR), die nanodeeltjes accumulatie kan verhogen. De gedetailleerde protocollen worden hieronder gegeven.

  1. In een rondbodemkolf, los een mengsel van 20 mg lipiden in 2 ml chloroform dat 1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phophocholine (DPPC), cholesterol, 1,2-sn disearoyl- -glycero- 3-fosfoethanolamine-poly (ethyleenglycol) 2000 (DSPE-PEG2000), DSPE-deferoxamine (DSPE-DFO) 8, en 1,1-diododecyl-3,3,3,3-tetramethylindodicarbocyanine-5,5-disulfonzuur ( DiIC12 [5] -DS) en molaire verhoudingen van 61,3%, 33,4%, 5, 0,2% en 0,1% respectievelijk.
    Opmerking: Dit lipidepreparaat is zeer vergelijkbaar met de liposomale formulering van doxorubicine momenteel in de kliniek 2. De resulterende liposomen van onze procedure zal nauw bootsen de in vivo prestatie van de klinische nanomedicine.
  2. Gebruik een rotatieverdamper het organische oplosmiddel te verwijderen en een dunne lipide film bij kamertemperatuur. Voeg 20 ml PBS en ultrasone trillingen gedurende 30 min tot liposomaal nanodeeltjes genereren door een 3,8-mm ultrasoonapparaat tip en een amplitude van 30 W, met voldoende koeling op ijs.
  3. Centrifugeer het liposoom oplossing bij 4000 xg gedurende 10 min op de aggregaten van de nanodeeltjes met PBS middels centrifugale filtratie (molecuulgewicht cut-off (MWCO verwijderen en wassen: 100 kDa) om vrije lipiden en resterende organische oplosmiddel te verwijderen de liposomen concentraat stellen die. blijven in de bovenste kamer, en overbrengen naar een nieuwe buis. de liposomen kunnen in een koelkast in PBS worden bewaard tot 1 week voor de volgende stappen.
  4. Voor kwaliteitscontrole, kenmerken de liposomen door dynamische lichtverstrooiing (DLS). Specifiek, meng 50 pl liposomen met 950 gl PBS, en daarna het mengsel over in de dimensionering cuvette. Plaats de cuvette in de analyzer en meet het deeltjematen en hun grootteverdeling. De deeltjesgrootte en de grootteverdeling (polydispersiteitsindex (PDI)) naar verwachting 90 zijn - 120 nm en 0,1 - 0,2 respectievelijk.
  5. Voor radiolabeling, meng de gezuiverde liposomen, overeenkomend met 2 mg lipiden in PBS bij een pH tussen 6,9 en 7,1 met 1 mCi 89 Zr-oxalaat bij 37 ° C gedurende 2 h in een 1,5 ml buis (totaal volume: ~ 100 ui). Verwijder de vrije, ongereageerde 89 Zr door centrifugale filtratie (MWCO = 100 kDa), zoals in stap 1,3. Was het retentaat met steriele PBS en vul het aan het gewenste volume. 95% - de radiochemische opbrengst moet 80 zijn.
    VOORZICHTIGHEID! Het werken met radioactieve stoffen is sterk gereguleerd. Instellingen moeten worden gecertificeerd en voorzien van de nodige faciliteiten, opleiding van personeel, en een strikte controle van de radioactiviteit gebruik. Onderzoekers moeten passende opleiding krijgen en draag persoonlijke beschermingsmiddelen en dosimetrie ringen / badges bij het hanteren van radioactiviteit.
  6. Bepaal de radiochemische zuiverheid van de radioactief gemerkte liposomen door grootte uitsluiting HPLC-radio, die typisch moet meer dan 98% 10. Radiochemische zuiverheid lager dan 95% zijn indicatief onvoldoende wassen in stap 1,5.
  7. Na radiolabeling, bepalen de grootte van de nanodeeltjes door middel van dynamische lichtverstrooiing. De grootte en de PDI zullen naar verwachting binnen hetzelfde bereik als de metingen in stap 1.4 10.
    LET OP: Als radioactieve monsters niet zijn toegestaan in de flowcytometer of fluorescentie microscoop, kunnen niet-radioactieve nat Zr-oxalaat worden gebruikt om liposomen te labelen in stap 1.5. Deze niet-radioactieve liposomen dezelfde kenmerken als hun radioactieve analoga. Een voorstelling van deze procedure is gegeven in Figuur 2.

2. In vivo PET-CT-beeldvorming en Biodistribution van Dual-gelabelde liposomen

  1. Injecteer 100 ui van duaal-gelabelde liposomen wet ongeveer 300 uCi radioactiviteit in tegengehouden melanoma muizen (C57BL / 6, vrouwelijk, 10 - 16 weken oud) door hun staart aderen, ongeveer 10 mCi 89 Zr / kg lichaamsgewicht.
  2. Om de halfwaardetijd te bepalen, trekt bloed uit de staartader van verdoofde dieren onder de 2% isofluraan-met zuurstof met behulp van 28-G insuline spuiten. Verzamel de bloed (10-20 ui) in vooraf gewogen buizen bij 2 min, 15 min, 1 uur, 4 uur, 8 uur, 24 uur en 48 uur na injectie. Weeg het bloed door verschil radioactiviteit te bepalen volgens een gammateller en bereken radioactiviteitsconcentratie als percentage geïnjecteerde dosis per gram (% ID / g).
    OPMERKING: Voer de procedure uit in een kamer uitgerust met een anesthesie-systeem, het herstel kooien, verwarming en een biohazard kap. Zorg ervoor dat de dieren volledig te herstellen en krijgen normaal mobiliteit na de procedure voor het overzetten van herstel kooien met kooien. Huis-tumordragende dieren aangewezen ruimten dieren toegediendradioactieve materialen.
  3. 24 of 48 uur na de injectie van de liposomen, imago van de muizen in een klein dier microPET-CT-scanner 10. Leg de verdoofde dier horizontaal op zijn buik en houd het verdoofde. Dien 2% isofluraan-zuurstof via een neuskegel. Toepassing oogzalf om zijn ogen voor de scan om te voorkomen dat ze uitdrogen.
  4. Voer een whole-body PET statische scan opname ten minste 50 miljoen samenvalt evenementen, met een duur van 15 minuten. Stel de energie en toeval timing raam op 350-700 keV en 6 ns, respectievelijk. Daarna, het uitvoeren van een 5-min computertomografie (CT) scan. Stel de röntgenbuis een spanning van 80 kV en een stroom van 500 uA; de CT-scan maakt gebruik van 120 rotatie stappen voor een totaal van 220 graden, met ongeveer 145 ms per frame 10.
  5. Na de PET-CT-scan, onmiddellijk te offeren de muizen door kooldioxide stikken en bevestig de dood door pinching de poten van de dieren. Eenmaal bevestigd, uit te voeren cervicale dislocaties.
  6. Verwijder het bloed in muisweefsels door eerst opensnijden van het rechteratrium en het injecteren van 20 ml PBS in de linker ventrikel, en vervolgens de relevante weefsels zoals tumoren, lever, milt, longen, nieren, spieren en andere 16 verzamelen.
  7. Weeg de weefsels, de radioactiviteitsinhoud door gamma telling 8, 9 meet en berekent het weefsel radioactiviteit accumulatie als percentage van de geïnjecteerde dosis per gram (% ID / g).

3. Ex Vivo flowcytometrie en Immunokleuring

OPMERKING: Injecteer 100 ui fluorescerende liposomen in muizen melanoma via de staartader in een dosis van 0,5 mg kleurstof per kg lichaamsgewicht. Als radioactieve monsters niet zijn toegestaan ​​in de flowcytometer en fluorescentie microscoop, moeten niet-radioactieve liposomen worden gebruikt.

  1. Offer de muizen 24 uur na injectie, zoals in stap 2,5, en het verzamelen van de tumoren, die moet worden opgeslagen in koude PBS.
  2. Voor flowcytometrie als volgt te werk 17:
    1. Bereid een enzym cocktail bestaande uit een mengsel van gezuiverd collagenase I en II (4 U / ml), hyaluronidase (60 U / ml) en DNase I (60 U / ml) in flowcytometrie buffer (PBS met 0,5% BSA en 1 mM EDTA).
    2. Meng 100 mg tumorweefsel met 200 pi enzym cocktail buffer in een 1,5 ml tube en snijd het weefsel in kleine stukjes met fijne schaar. Voeg nog 1,3 mL enzymcocktail in de buis en de inhoud ervan over een 6-wells plaat.
    3. Schud de 6-well plaat op een horizontale schudinrichting geplaatst in een 37 ° C oven gedurende 60 minuten bij 60 rpm.
    4. Was het weefsel homogenaat met flowcytometrie buffer 3 keer om een ​​enkele celsuspensie te verkrijgen.
    5. Vlekken op de cellen met een cocktail van antilichamen die specifiek zijn biomarkers waaronder CD45, CD11b, Ly6C, CD 11 c,CD64, CD3, MHCII en CD31 (1: 200 verdunning voor antilichamen kloon zijn verschaft in de materialen spreadsheet). Identificeer relevante celtypen en het bepalen van hun gemiddelde fluorescentie-intensiteit (MFI) van DiIC12 (5) -DS in elke cel populatie met een passende flowcytometrie analyse software.
  3. Voor immunokleuring als volgt te werk:
    1. Plaats een tumor in een cassette gevuld met een optimale snij-medium (OCT) en bevriezen op droog ijs.
    2. Maak 6-um ingevroren secties van tumorweefsel en leg ze op histologie glasplaatjes; de onderdelen moeten op de grootste doorsneden van de tumor, waarbij de meest representatieve gegevens over het weefsel verschaffen.
    3. Vlekken op de biomarkers (bv CD31 voor endotheliale cellen) van belang met de overeenkomstige antilichamen (bijvoorbeeld anti-CD31, kloon MEC13.3). Bevestig de secties met paraformaldehyde; blokkeren met serum overeenkomen met de soorten oorsprong van de secundaire antilichamen; incubat met primaire antilichamen gedurende 12 uur bij 4 ° C en daarna met secundaire antilichamen gedurende 2 uur; en tot slot, wassen met PBS en bedek met dekglaasjes. Afbeelding de gekleurde dia's met een Leica rechtopstaande confocale microscoop SP5 13, 16.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Figuur 1 toont een overzicht van de procedure. Figuur 2 toont schematisch de syntheseprocedure van de duaal-gelabelde liposomen in stap 1 10 beschreven. Figuur 3 toont een representatief PET-CT beeld (figuur 3a), radioactieve kwantificering van PET imaging (figuur 3b), bloed halfwaardetijd (figuur 3c) en biodistributie (figuur 3d) van radioactieve...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Kritische stappen in het protocol:

De hoge kwaliteit van duaal-gelabelde liposomen is de sleutel voor het produceren van consistente resultaten gedurende een lange periode. Gratis fluorescerende kleurstoffen of 89 Zr ionen kunnen totaal verschillende targeting patronen te genereren en moet volledig worden verwijderd tijdens de zuiveringsstap. Bovendien, als het immuunsysteem experimentele kanker nanomedicine prestaties aanzienlijk beïnvloedt het gebruik van immuuncompetente muismodel...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen onthulling te doen.

Dankbetuigingen

De auteurs willen Drs. Helene Salmon en Miriam Merad van Icahn School of Medicine at Mount Sinai bedanken voor het verstrekken van de B16-F10-YFP cellen en voor hun deskundige advies over melanoom muismodellen. De auteurs danken verder de Animal Imaging Core Facility, de Radiochemistry and Molecular Imaging Probes Core Facility en de Molecular Cytology Core Facility van Memorial Sloan Kettering Cancer Center (MSK) voor hun steun. Dit werk werd ondersteund door National Institutes of Health grants NIH 1 R01 HL125703 (W.J.M.M.), R01CA155432 (W.J.M.M.), K25 EB016673 (T.R.) en P30 CA008748 (MSK Center Grant). De auteurs danken ook het Center for Molecular Imaging and Nanotechnology (CMINT) bij MSK voor hun financiële steun (T.R.).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
DPPCAvantilipids850355
CholesterolSigma-AldrichC8667
DSPE-PEG2000Avantilipids880120P
DSPE-DFOHome made110634Perez-Medina et al., JNM, 2014
DiIC12[5]-DSAAT Bioquest22051
Centrifugal filterVivaproductsVS2061
Rotary evaporatorBuchiR-100
Radio-HPLCShimadzu HPLC met 2 LC-10AT pompenN/A
89Zr-oxalaatMSKCCGesynthetiseerd in eigen beheerTR19/9 variabele bundel cyclotron (Ebco Industries Inc.)
Micro PET-CTSiemensInveon Micro-PET/CT
GammatellerPerkinElmer2470-0150
FlowcytometrieBD BiosciencesFortessaElke multi-parametrische flowcytometrie analyzer zou volstaan
C57BL/6 muizenJackson Laboratories
B16-YFP melanoomcellenHome madeN/ASalmon et al., Immunity, 2016
Ly6C (clone HK1.4)--APC-Cy7128025Biolegend
MHCII (M5/114/152)--APC107613Biolegend
CD45 (30-F11)--BV510103137Biolegend
CD64 (X54-5/7.1)--PE-Cy7139313Biolegend
CD11b (M1/70)--BV605101237Biolegend
CD3 (17A2)--BV711100241Biolegend
CD31 (13.3)--PE561073Biolegend
CD11c (M418)--PerCP-Cy5.5117327BD Biosciences
CD31 (13.3) zonder fluorfoor550274BD Biosciences

Referenties

  1. Peer, D., et al. Nanocarriers as an emerging platform for cancer therapy. Nat Nanotechnol. 2, 751-760 (2007).
  2. Barenholz, Y. Doxil(R)--the first FDA-approved nano-drug: lessons learned. J Control Release. 160, 117-134 (2012).
  3. Green, M. R., et al. Abraxane, a novel Cremophor-free, albumin-bound particle form of paclitaxel for the treatment of advanced non-small-cell lung cancer. Ann Oncol. 17, 1263-1268 (2006).
  4. Juliano, R. Nanomedicine: is the wave cresting? Nat Rev Drug Discov. 12, 171-172 (2013).
  5. Ledford, H. Bankruptcy filing worries developers of nanoparticle cancer drugs. Nature. 533, 304-305 (2016).
  6. Venditto, V. J., Szoka, F. C. Jr Cancer nanomedicines: so many papers and so few drugs! Adv Drug Deliv Rev. 65, 80-88 (2013).
  7. Dunphy, M. P., Lewis, J. S. Radiopharmaceuticals in preclinical and clinical development for monitoring of therapy with PET. J Nucl Med. (50 Suppl 1), (2009).
  8. Perez-Medina, C., et al. PET Imaging of Tumor-Associated Macrophages with 89Zr-Labeled High-Density Lipoprotein Nanoparticles. J Nucl Med. 56, 1272-1277 (2015).
  9. Perez-Medina, C., et al. A modular labeling strategy for in vivo PET and near-infrared fluorescence imaging of nanoparticle tumor targeting. J Nucl Med. 55, 1706-1711 (2014).
  10. Perez-Medina, C., et al. Nanoreporter PET predicts the efficacy of anti-cancer therapy. Nature communications. , (2016).
  11. Tang, J., et al. Inhibiting macrophage proliferation suppresses atherosclerotic plaque inflammation. Science advances. , (2015).
  12. Priem, B., Tian, C., Tang, J., Zhao, Y., Mulder, W. J. Fluorescent nanoparticles for the accurate detection of drug delivery. Expert Opin Drug Deliv. 12, 1881-1894 (2015).
  13. Gianella, A., et al. Multifunctional nanoemulsion platform for imaging guided therapy evaluated in experimental cancer. ACS Nano. 5, 4422-4433 (2011).
  14. Torchilin, V. P. Recent advances with liposomes as pharmaceutical carriers. Nat Rev Drug Discov. 4, 145-160 (2005).
  15. Salmon, H., et al. Expansion and Activation of CD103(+) Dendritic Cell Progenitors at the Tumor Site Enhances Tumor Responses to Therapeutic PD-L1 and BRAF Inhibition. Immunity. 44, 924-938 (2016).
  16. Perez-Medina, C., et al. In Vivo PET Imaging of HDL in Multiple Atherosclerosis Models. JACC Cardiovasc Imaging. 9, 950-961 (2016).
  17. Duivenvoorden, R., et al. A statin-loaded reconstituted high-density lipoprotein nanoparticle inhibits atherosclerotic plaque inflammation. Nature communications. 5, 3065(2014).
  18. Carney, B., et al. Non-invasive PET Imaging of PARP1 Expression in Glioblastoma Models. Mol Imaging Biol. , (2015).
  19. Salinas, B., et al. Radioiodinated PARP1 tracers for glioblastoma imaging. EJNMMI Res. 5, 123(2015).
  20. Carlucci, G., et al. Dual-Modality Optical/PET Imaging of PARP1 in Glioblastoma. Mol Imaging Biol. 17, 848-855 (2015).
  21. Tang, J., et al. Immune cell screening of a nanoparticle library improves atherosclerosis therapy. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , (2016).
  22. Scott, A. M., Wolchok, J. D., Old, L. J. Antibody therapy of cancer. Nat Rev Cancer. 12, 278-287 (2012).
  23. Goodwill, P., et al. X-space MPI: magnetic nanoparticles for safe medical imaging. Adv Mater. 24, 3870-3877 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

PET CT beeldvormingflowcytometriefluorescentiemicroscopiekwantificering van radioactiviteittumor dragende muizenliposoomformuleringzirconium 89 markeringex vivo biodistributie

Gerelateerde artikelen