Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Isolatie van type I en type II pericytes uit muizenskeletspieren

8.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/55904

⸱

26 mei 2017

 ,  , 
1College of Pharmacy, University of Minnesota

In dit artikel

Samenvatting

Dit werk beschrijft een FACS-based protocol dat het mogelijk maakt om de gelijktijdige isolatie van type I en type II pericytes uit skeletspieren mogelijk te maken.

Samenvatting

Pericytes zijn perivasculaire multipotente cellen die heterogeniteit in verschillende organen of zelfs in hetzelfde weefsel laten zien. In skeletspieren zijn er minstens twee pericyte subpopulaties (genaamd type I en type II), die verschillende moleculaire markers uitdrukken en onderscheidende mogelijkheden hebben. Met behulp van NG2-DsRed en Nestin-GFP dubbel transgene muizen zijn type I (NG2-DsRed + Nestin-GFP - ) en type II (NG2-DsRed + Nestin-GFP + ) pericytes succesvol geïsoleerd. De beschikbaarheid van deze dubbel-transgene muizen voorkomt echter het wijdverspreide gebruik van deze zuiveringsmethode. Dit werk beschrijft een alternatief protocol dat de eenvoudige en gelijktijdige isolatie van type I en type II pericytes van skeletspieren mogelijk maakt. Dit protocol maakt gebruik van de fluorescentie geactiveerde celsortering (FACS) techniek en richt zich op PDGFRβ, in plaats van NG2, samen met het Nestin-GFP signaal. Na isolatie, typ I en tyPe II pericytes tonen verschillende morfologieën. Daarnaast zijn type I en type II pericytes geïsoleerd met deze nieuwe werkwijze, zoals die welke zijn geïsoleerd van de dubbel-transgene muizen, respectievelijk adipogene en myogene. Deze resultaten suggereren dat dit protocol kan worden gebruikt om pericyte subpopulaties van skeletspieren en mogelijk uit andere weefsels te isoleren.

Inleiding

Spierdystrofie is een spier-degeneratieve aandoening die tot nu toe geen effectieve behandelingen heeft. De ontwikkeling van therapieën die weefselregeneratie bevorderen is altijd van groot belang geweest. Weefselregeneratie en reparatie na schade is afhankelijk van ingezeten stamcellen / stamcellen 1 . Satellietcellen zijn toegewijd aan myogene precursorcellen die bijdragen aan spierregeneratie 2 , 3 , 4 , 5 , 6 , 7 . Hun klinische gebruik wordt echter belemmerd door hun beperkte migratie en een laag overlevingspercentage na injectie, evenals door hun verminderde differentiatiecapaciteit na in vitro amplificatie 8 , 9 , 10 , 11 . Naast satelliTe cellen, skeletspieren bevatten ook veel andere celpopulaties met myogenisch potentieel 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , zoals bloedplaatjes afgeleide groeifactor receptor-beta (PDGFRβ) -positieve interstitiële cellen. Er zijn aanwijzingen dat spierafgevaardigde PDGFRβ + cellen in myogene cellen kunnen differentiëren en de spierpatologie en functie 14 , 17 , 18 , 19 , 20 verbeteren. PDGFRβ overwegend labels pericytes 21 , die perivasculaire cellen zijn met pluripotentie 22 , 23 . Naast PDGFRβ worden veel andere markers, waaronder Neuron-Glial 2 (NG2) en CD146, ook gebruikt omDentify pericytes 21 . Er dient echter op te worden gewezen dat geen van deze markers percytespecifieke 21 is . Uit recente studies bleken twee subtypen van spierpericieten, genaamd type I en type II, die verschillende moleculaire markers uitdrukken en verschillende functies 19 , 24 , 25 uitvoeren. Biochemisch zijn type I pericytes NG2 + Nestin - terwijl type II pericytes NG2 + Nestin + 19 , 24 zijn . Functioneel kunnen type I pericytes adipogene differentiatie ondergaan, die bijdragen aan vetaccumulatie en / of fibrose, terwijl type II pericytes langs de myogene route kunnen differentiëren, die bijdragen tot spierregeneratie 19 , 24 , 25 . Deze resultaten tonen aan dat: (1) type I pericytes mag bE gericht op de behandeling van vetdegeneratieve stoornissen / fibrose, en (2) type II pericyten hebben een groot therapeutisch potentieel voor spierdystrofie. Verdere onderzoek en karakterisering van deze populaties vereisen een isolatieprotocol dat de afscheiding van type I en type II pericytes op een hoog niveau van zuiverheid mogelijk maakt.

Momenteel is de isolatie van pericyte subpopulaties afhankelijk van NG2-DsRed en Nestin-GFP dubbel-transgene muizen 19 , 24 . De beschikbaarheid van NG2-DsRed-muizen en de kwaliteit van de meeste NG2-antilichamen beperken het wijdverspreide gebruik van deze methode. Aangezien alle NG2 + pericytes ook PDGFRβ uitdrukken in de skeletspieren 19 , 20 , 24 , veronderstellen wij dat NG2 kan vervangen worden door PDGFRβ voor de isolatie van pericyten en hun subpopulaties. Dit werk beschrijft een FACS-based protocol datGebruikt PDGFRβ-kleuring en het Nestin-GFP-signaal. Deze methode is minder veeleisend voor onderzoekers omdat: (1) het NG2-DsRed-achtergrond niet vereist en (2) het commercieel beschikbare PDGFRβ-antilichamen gebruikt, die goed gekarakteriseerd zijn. Bovendien zorgt het voor gelijktijdige isolatie van type I en type II pericytes met een hoge zuiverheid, waardoor het biologisch en therapeutisch potentieel van deze pericyte subpopulaties verder kan worden onderzocht. Na zuivering kunnen deze cellen in cultuur worden gekweekt, en hun morfologieën kunnen worden gevisualiseerd. Dit werk laat ook zien dat type I en type II pericytes die geïsoleerd zijn met behulp van deze methode, zoals die welke zijn gesuiverd uit dubbel-transgene muizen, respectievelijk adipogene en myogene zijn.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Wildtype en Nestin-GFP transgene muizen werden gehuisvest in de dierenfaciliteit aan de Universiteit van Minnesota. Alle experimentele procedures werden goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee aan de Universiteit van Minnesota en waren in overeenstemming met de NIH Guide for Care and Use of Laboratory Animals.

1. Spierdissectie en enkelcellige isolatie

  1. Euthanize volwassen muizen (6-10 weken, zowel mannelijk als vrouwelijk) met tribromoethanol (250 mg / kg, ip) en steriliseer hun buikhuid met 70% ethanol.
    OPMERKING: Tribromoethanol werd hier gebruikt in plaats van ketamine voor verdoving / euthanasie, aangezien ketamine bekend is om te interageren met de NMDA-receptoren, die mogelijk een invloed op de studie zouden kunnen hebben.
  2. Plaats de muizen in de rugstand en gebruik een scalpel om een ​​horizontale incisie op de buikhuid te maken. Schil de huid met de hand af, trek tegenover elkaar om de achterste spieren te ontwijken.
  3. CollecT de spieren van beide achterlimmen met behulp van tang en een schaar. Bewaar ze in steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) aangevuld met 1% penicilline-streptomycine (P / S) op ijs.
  4. Was de gedissendeerde achterpijpspieren in ijskoude PBS twee keer met 1% P / S en breng ze over op een steriele 10 cm-plaat.
  5. Ontleed zenuwen, bloedvaten en bindweefsel zorgvuldig uit de spieren door middel van tang en schaar onder een dissectiemicroscoop bij 2x vergroting.
  6. Snijd de spieren goed in kleine stukken (1-2 mm 3 ) met behulp van steriele scharen en bladen. Voeg indien nodig een kleine hoeveelheid Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) toe om ervoor te zorgen dat de spieren niet uitdrogen.
  7. Mechanisch breken het weefsel door pipettering omhoog en omlaag door een 10 ml serologische pipet 10 keer.
  8. Voeg vers gemaakte spijsvertering oplossing (DMEM aangevuld met 0,2% type 2 collagenase) aan het mengsel. Incubeer bij 37 ° C gedurende 2 uur met gentlE roering bij 35 omwentelingen / min.
  9. Tritureren met een 18 G-naald om het mengsel te homogeniseren. Centrifugeer vervolgens bij 500 xg gedurende 5 minuten. Gooi de supernatant weg en laat de pellet opnieuw suspenderen in 0,25% trypsine / EDTA. Incubeer bij 37 ° C gedurende 10 minuten. Herhaal de centrifugatie stap twee keer meer.
  10. Voeg 10 ml DMEM aangevuld met 20% foetaal runder serum (FBS) toe aan de oplossing en centrifugeer bij 500 xg gedurende 5 minuten. Verwijder de supernatant en resuspendeer de pellet in rode bloedcellysisbuffer (155 mM NH4C1, 10 mM KHCO3 en 0,1 mM EDTA).
  11. Centrifugeer bij 500 xg gedurende 5 minuten. Gooi de supernatant weg en verwijder de pellet in sorteringsbuffer (20 mM HEPES, pH 7,0; 1 mM EDTA en 1% BSA in Ca / Mg 2+ -vrije PBS, pH 7,0). Filter het mengsel door een 40 μm celsuur om een ​​enkelcelsuspensie te verkrijgen.
  12. Centrifugeer bij 500 xg gedurende 5 minuten. Gooi de supernatant weg en verwijder de pellet in 1 ml sorteringsbuffer.
  13. Tel deCelnummer met een hemocytometer en verdun de enkelcelsuspensie tot 5 x 106 / ml in sorteringsbuffer.

2. Celverf en sorteren

  1. Controleer de controles en het monster zoals beschreven in Tabel 1 . Vlek de enkelcelsuspensie met de respectieve antilichamen op ijs gedurende 30 minuten, zoals beschreven in Tabel 1 .
  2. Centrifugeer bij 500 xg gedurende 5 minuten en was de pellets twee keer met sorteringsbuffer.
  3. Voeg DAPI toe aan de single-cell oplossingen, zoals aangegeven in tabel 1. Gebruik 5 μg / mL DAPI (eindconcentratie) voor de DAPI single-color control en 1 μg / mL DAPI voor de PDGFRβ-PE-FMO controle en het monster. Houd alle buizen op het ijs door het experiment.
  4. Zet de sorter en de software aan. Scan en plaats een 100 μm sorteerchip wanneer u wordt gevraagd.
  5. Voer de automatische instelling uit ( dwz de uitlijning van de chip, de druppelkalibratie, de kalibratie van de zijstroom en de vertragingskalibratieAan) door de automatische setup kralen te laden wanneer u wordt gevraagd.
  6. Wanneer de automatische installatie is voltooid, ga naar het tabblad Experiment, klik op 'Nieuw' en selecteer de 'Blank template' van 'Public Templates'.
  7. Onder "Meetinstellingen", typ "DAPI" voor "FL1," "Nestin-GFP" voor "FL2" en "PDGFRβ" voor "FL3." Verwijder de vinkjes voor "FL4" - "FL6".
  8. Controleer de dozen om de 405, 488 en 561 lasers te activeren en klik op "Create New Experiment."
  9. Selecteer de optie "Compensatiewizard starten" en volg de software "Compensation Wizard" om de compensatie in te stellen.
    1. Laad de onbedekte controle en klik op "Start". Klik op "Detector & Threshold Settings" en pas de sensorverhoging van de FSC en BSC detectors aan om de populatie op de schaal te plaatsen.
    2. AdvertentieAlleen de winstniveaus van de FL1-FL3 fluorescentiekanalen om de negatieve populaties aan de linkerkant van de histogrammen te plaatsen. Klik op de knop "Opnemen" om de gegevens op te nemen.
    3. Controleer een kleurregeling één voor één wanneer u wordt gevraagd. Klik op "Start en opnemen" om de gegevens op te nemen. Pas de poorten aan voor de positieve populaties op de histogrammen. Klik op 'Volgende'.
    4. Ga naar 'Bereken Matrix' op het tabblad 'Compensatie' en klik op 'Bereken' in het paneel 'Bereken compensatie instellingen' om de compensatie uit te voeren. Klik op "Finish" om de "Compensation Wizard" te verlaten.
  10. Laad de PDGFRβ-PE-FMO controle en klik op "Start". Teken een polygoonpoort (Poort A) rond de cellen van belang onder het "All Events" -plot.
  11. Dubbelklik in Poort A om een ​​kinderplot te maken. Verander de Y-as naar DAPI en teken een polygoonpoort (Gate B) rond live (DAPI low ) cellen. Dubbelklik op iNside Gate B om een ​​kinderplot te maken. Wijzig de X-as naar FSC-H en de Y-as naar FSC-W en trek een polygoonpoort (Gate C) om de singlets om dubletjes te elimineren.
  12. Dubbelklik in Gate C om een ​​kinderplot te maken. Verander de X-as naar Nestin-GFP en de Y-as naar PDGFRβ-PE. Klik op de knop "Opnemen" om de gegevens op te nemen.
  13. Laad het monster en herhaal stappen 2.11-2.12. Na het opnemen, klik op "Pauze" om het monster te behouden.
  14. Definieer de grenswaarden voor PDGFRβ + en Nestin-GFP + cellen op basis van de PDGFRβ-PE-FMO controle. Teken poorten voor de PDGFRβ + Nestin-GFP- en PDGFRβ + Nestin-GFP + populaties.
  15. Selecteer onder "Sorteermethode" de tweehoekige buizen en wijs "PDGFRβ + Nestin-GFP" en "PDGFRβ + Nestin-GFP + " cellen aan de linker en rechter verzamelpijpen, respectively. Monteer de sorteringsbuffer-gevulde 15 ml-collectorbuizen op het verzamelpad en klik op de knop 'Verzamel collectie'.
  16. Klik op de knop "Resume" om het monster te laten draaien. Klik op 'Start sorteren' om PDGFRβ + Nestin-GFP - (type I pericytes) en PDGFRβ + Nestin-GFP + (type II pericytes) cellen te verzamelen.

3. Post-sorteeranalyses

  1. Centrifugeer de gesorteerde cellen bij 500 xg gedurende 5 minuten, resusteer de pellet in 1 ml pericyte medium (zie Materialetabel ) en tel de celdichtheid aan met behulp van een hemocytometer.
  2. Zaad type I en type II pericytes op poly-D-lysine (PDL) -coated coverlips bij ~ 1 x 10 4 cellen / cm 2 . Vergroot in pericyte medium gedurende 3 dagen bij 37 ° C met 5% CO2.
  3. Op dag 3, onderzoek de pericyte morfologie (onder fase contrast) en endogene Nestin-GFP expressie met behulp van een fluorescerende microOmvang (excitatie laser: 488 nm, excitatie filter: 470/40 nm en emissie filter: 515/30 nm). Neem afbeeldingen onder een 20X-doelstelling (0,45 NA).
  4. Vervang het pericyte medium met adipogene medium (muis MSC basaal medium + adipogene stimulerende supplement) en myogeen (DMEM + 2% paarsserum) medium om respectievelijk adipogene en myogene differentiatie te initiëren, zoals eerder beschreven 20 . Verander het medium elke 2-3 dagen.
  5. Zet de cellen op dag 17 (14 dagen na adipogene / myogene differentiatie) in 4% paraformaldehyde (PFA) gedurende 20 minuten bij kamertemperatuur.
    OPMERKING: Let op, PFA is kankerverwekkend.
  6. Voer immunocytochemie tegen perilipine (adipocyte marker) en S-myosine (volwassen myotube / myofiber marker) zoals beschreven in eerdere publicaties 19 , 20 .
    1. Was de vaste cellen 3 keer in PBS gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur.
    2. Voeg blokkeringsbuffer toe (PBSAangevuld met 5% ezel serum, 3% BSA en 0,3% Triton X-100) en incuberen bij kamertemperatuur gedurende 1 uur.
    3. Incubeer de cellen gedurende de nacht met anti-perilipine (2 μg / ml) en / of anti-S-myosine (2 μg / ml) antilichamen bij 4 ° C.
    4. Was de cellen 3 keer in PBS gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur.
    5. Incubeer de cellen met Alexa 555 ezel anti-konijn (4 μg / ml) en / of Alexa555 ezel anti-muis (4 μg / ml) antilichamen bij kamertemperatuur gedurende 1 uur.
    6. Was de cellen 3 keer in PBS gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur.
    7. Monteer de immunostained cellen met montagemedium dat DAPI bevat (zie de tabel van materialen). Examineer perilipine- en S-myosinexpressie met behulp van een fluorescerende microscoop (excitatie laser: 543 nm, 540/45 nm excitatie en 600/50 nm emissie) en neem beelden onder een 40X objectief (0,60 NA).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

FACS-parameters, inclusief laserintensiteit en kanaalcompensatie, worden gecorrigeerd op basis van de resultaten van onbeschadigde besturing en enkele kleurenbesturing. De PDGFRβ-PE-FMO controle wordt gebruikt om de poort voor de PDGFRβ-PE + populatie te bepalen ( Figuur 1A ). Onder de PDGFRβ-PE - cellen zijn twee populaties die Nestin-GFP + en Nestin-GFP - cellen vertegenwoordigen duidelijk gescheiden (

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Pericytes zijn multipotente perivasculaire cellen 22 , 23 gelegen op het abluminale oppervlak van capillairen 21 , 26 . In skeletspieren kunnen pericytes langs de adipogene en / of myogene pathussen 19 , 20 , 24 differentiëren. Recente studies onthulde twee subpopulaties van pericytes, met verschillende markerin...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Alle auteurs hebben geen belangenconflict om te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door een Fonds-A-Fellow subsidie ​​van de Myotonic Dystrophy Foundation (MDF-FF-2014-0013) en de Scientific Development Grant van de American Heart Association (16SDG29320001).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Cell SorterSonySH800
Automatic Setup BeadsSonyLE-B3001
DMEMGibco11995
Avertin SigmaT48402
Pericyte Growth MediumScienCell1201
MSC Basal Medium (Mouse)Stemcell Technologies5501
Adipogenic Stimulatory Supplement (Mouse)Stemcell Technologies5503
Fetal Bovine SerumGibco16000
Horse SerumSigmaH1270
Collagenase Type 2WorthingtonLS004176
0.25% Trypsin/EDTA Gibco25200
Penicillin/StreptomycinGibco15140
PDLSigmaP6407
PDGFRβ-PE AntibodyeBioscience12-1402
Perilipin AntibodySigmaP1998
S-Myosin AntibodyDSHBMF-20
Alexa 555-anti-rabbit antibody ThermoFisher ScientificA-31572
Alexa 555-anti-mouse antibodyThermoFisher ScientificA-31570
Mounting Medium with DAPIVector LaboratoriesH-1200
DAPIThermoFisher ScientificD1306
HEPESGibco15630
EDTAFisherBP120
BSASigmaA2058
NH4ClFisher ScientificA661
KHCO3Fisher ScientificP184
PBSGibco14190
18 G NeedlesBD305196
10 mL Serological PipetteBD357551
OneComp eBeadseBioscience01-1111

Referenties

  1. Rennert, R. C., Sorkin, M., Garg, R. K., Gurtner, G. C. Stem cell recruitment after injury: lessons for regenerative medicine. Regenerative medicine. 7 (6), 833-850 (2012).
  2. Sambasivan, R., et al. Pax7-expressing satellite cells are indispensable for adult skeletal muscle regeneration. Development. 138 (17), 3647-3656 (2011).
  3. Relaix, F., Zammit, P. S. Satellite cells are essential for skeletal muscle regeneration: the cell on the edge returns centre stage. Development. 139 (16), 2845-2856 (2012).
  4. von Maltzahn, J., Jones, A. E., Parks, R. J., Rudnicki, M. A. Pax7 is critical for the normal function of satellite cells in adult skeletal muscle. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (41), 16474-16479 (2013).
  5. Lepper, C., Partridge, T. A., Fan, C. M. An absolute requirement for Pax7-positive satellite cells in acute injury-induced skeletal muscle regeneration. Development. 138 (17), 3639-3646 (2011).
  6. Kuang, S., Charge, S. B., Seale, P., Huh, M., Rudnicki, M. A. Distinct roles for Pax7 and Pax3 in adult regenerative myogenesis. J Cell Biol. 172 (1), 103-113 (2006).
  7. Murphy, M. M., Lawson, J. A., Mathew, S. J., Hutcheson, D. A., Kardon, G. Satellite cells, connective tissue fibroblasts and their interactions are crucial for muscle regeneration. Development. 138 (17), 3625-3637 (2011).
  8. Morgan, J. E., Pagel, C. N., Sherratt, T., Partridge, T. A. Long-term persistence and migration of myogenic cells injected into pre-irradiated muscles of mdx mice. J Neurol Sci. 115 (2), 191-200 (1993).
  9. Beauchamp, J. R., Morgan, J. E., Pagel, C. N., Partridge, T. A. Dynamics of myoblast transplantation reveal a discrete minority of precursors with stem cell-like properties as the myogenic source. J Cell Biol. 144 (6), 1113-1122 (1999).
  10. Partridge, T. A. Invited review: myoblast transfer: a possible therapy for inherited myopathies. Muscle Nerve. 14 (3), 197-212 (1991).
  11. Montarras, D., et al. Direct isolation of satellite cells for skeletal muscle regeneration. Science. 309 (5743), 2064-2067 (2005).
  12. Asakura, A., Seale, P., Girgis-Gabardo, A., Rudnicki, M. A. Myogenic specification of side population cells in skeletal muscle. J Cell Biol. 159 (1), 123-134 (2002).
  13. Tamaki, T., et al. Skeletal muscle-derived CD34+/45- and CD34-/45- stem cells are situated hierarchically upstream of Pax7+ cells. Stem Cells Dev. 17 (4), 653-667 (2008).
  14. Dellavalle, A., et al. Pericytes resident in postnatal skeletal muscle differentiate into muscle fibres and generate satellite cells. Nat Commun. 2, 499(2011).
  15. Mitchell, K. J., et al. Identification and characterization of a non-satellite cell muscle resident progenitor during postnatal development. Nat Cell Biol. 12 (3), 257-266 (2010).
  16. Pannerec, A., Formicola, L., Besson, V., Marazzi, G., Sassoon, D. A. Defining skeletal muscle resident progenitors and their cell fate potentials. Development. 140 (14), 2879-2891 (2013).
  17. Dellavalle, A., et al. Pericytes of human skeletal muscle are myogenic precursors distinct from satellite cells. Nat Cell Biol. 9 (3), 255-267 (2007).
  18. Kostallari, E., et al. Pericytes in the myovascular niche promote post-natal myofiber growth and satellite cell quiescence. Development. 142 (7), 1242-1253 (2015).
  19. Birbrair, A., et al. Role of pericytes in skeletal muscle regeneration and fat accumulation. Stem Cells Dev. 22 (16), 2298-2314 (2013).
  20. Yao, Y., Norris, E. H., Mason, C. E., Strickland, S. Laminin regulates PDGFRbeta(+) cell stemness and muscle development. Nat Commun. 7, 11415(2016).
  21. Armulik, A., Genove, G., Betsholtz, C. Pericytes: developmental, physiological, and pathological perspectives, problems, and promises. Dev Cell. 21 (2), 193-215 (2011).
  22. Dore-Duffy, P. Pericytes: pluripotent cells of the blood brain barrier. Curr Pharm Des. 14 (16), 1581-1593 (2008).
  23. Dore-Duffy, P., Katychev, A., Wang, X., Van Buren, E. CNS microvascular pericytes exhibit multipotential stem cell activity. J Cereb Blood Flow Metab. 26 (5), 613-624 (2006).
  24. Birbrair, A., et al. Skeletal muscle pericyte subtypes differ in their differentiation potential. Stem Cell Res. 10 (1), 67-84 (2013).
  25. Gautam, J., Nirwane, A., Yao, Y. Laminin differentially regulates the stemness of type I and type II pericytes. Stem Cell Research & Therapy. 8 (1), 28(2017).
  26. Birbrair, A., et al. Pericytes: multitasking cells in the regeneration of injured, diseased, and aged skeletal muscle. Front Aging Neurosci. 6, 245(2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Isolatie van pericytenFACS-techniekPDGFR-betaNestin-GFPskeletspiertype I pericytencel sorterenfluorescentiemicroscopieceldifferentiatie
Isolatie van type I en type II pericytes uit muizenskeletspieren
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.