Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Studie van In Vivo Glucose metabolisme in High-fat dieet-gevoed muizen met behulp van orale Glucose tolerantie Test (OGTT) en insuline tolerantie Test (ITT)

71.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/56672

⸱

7 januari 2018

 , 
1Department of Laboratory Medicine, Medical University of Vienna

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige artikel beschrijft het genereren en metabole karakterisering van vetrijke dieet-gevoed muizen als een model van dieet-geïnduceerde insulineresistentie en overgewicht. Het beschikt verder over gedetailleerde protocollen voor het uitvoeren van de orale glucose tolerantie test en de insuline tolerantie test, toezicht op de gehele lichaam wijzigingen van het glucose metabolisme in vivo.

Samenvatting

Obesitas vertegenwoordigt de belangrijkste risico factor in de pathogenese van type 2 diabetes, een ziekte die wordt gekenmerkt door een weerstand tegen insuline-gestimuleerd glucose-opname- en een bruto decompensation van systemische glucose metabolisme. Ondanks aanzienlijke vooruitgang in het begrip van het glucose metabolisme blijven de moleculaire mechanismen van de verordening in gezondheid en ziekte onder-onderzocht, terwijl nieuwe benaderingen voor preventie en behandeling van diabetes zijn dringend noodzakelijk. Dieet afgeleide glucose stimuleert de alvleesklier secretie van insuline, die fungeert als de belangrijkste regulator van cellulaire anabole processen tijdens de gevoed statuswaarden en dus sluitend bloedglucose niveaus om systemische energie status te handhaven. Chronische overvoeren triggers meta-ontsteking, die tot veranderingen in het perifere insuline receptor-associated leidt signaling en dus vermindert de gevoeligheid voor insuline-gemedieerde glucose verwijdering. Deze gebeurtenissen uiteindelijk resulteren in verhoogde nuchtere glucose en insulineniveaus, alsmede een vermindering in de glucosetolerantie, die op zijn beurt als belangrijke indicatoren van insulineresistentie fungeren. Hier presenteren we een protocol voor het genereren en metabole karakterisering van vetrijke dieet (HFD)-muizen gevoed als een veelgebruikte model van dieet-geïnduceerde insulineresistentie. We illustreren in detail de orale glucose tolerantie test (OGTT), die toezicht houdt op de perifere verwijdering van een oraal toegediende glucose laden en insuline secretie na verloop van tijd. Daarnaast presenteren we een protocol voor de insuline tolerantie test (ITT) om te controleren van gehele lichaam insuline actie. Samen vertegenwoordigen deze methoden en hun downstream toepassingen krachtige hulpmiddelen te karakteriseren de algemene metabole fenotype van muizen ook specifiek evalueren van wijzigingen in het glucose metabolisme. Zij kunnen vooral nuttig op het gebied van de brede onderzoek van insulineresistentie, diabetes en obesitas tot een beter inzicht in de pathogenese alsmede over het testen van de effecten van therapeutische interventies.

Inleiding

In de ontwikkelde wereld bereikte obesitas en diabetes epidemische afmetingen als gevolg van fysieke inactiviteit en de excessieve consumptie van verwerkte voedingsmiddelen, effecten die worden gedreven door de snelle urbanisatie, industrialisering evenals globalisering. Hoewel onderzoek op insulineresistentie en het co-morbiditeit, zoals hyperlipidemie en atherosclerose, heeft bekendheid gekregen tijdens de laatste decennia, de complexe biologische mechanismen tot regeling van de stofwisseling bij gezondheid en ziekte nog onvolledig begrepen en er is nog steeds dringend behoefte aan nieuwe behandelmodaliteiten ter voorkoming en behandeling van deze ziekten1.

Insuline, en het counter-regulatory hormoon glucagon dienen als de belangrijkste regulatoren van cellulaire levering en macronutriënten energiebalans, dus ook de handhaving van goede systemische bloed glucose concentraties2. Glucose zelf fungeert als een van de belangrijkste stimulatoren van insuline secretie door de alvleesklier β-cellen, terwijl andere macronutriënten, de humorale factoren evenals de neurale inbreng verder deze reactie wijzigen. Insuline activeert de anabole processen van de fed staat bijgevolg door bevordering van de verspreiding van overtollige bloedglucose in spier- en vetcellen en verder glycolyse alsmede eiwit- of vetzuursynthese, respectievelijk te activeren. Bovendien onderdrukt de insuline hepatische glucose uitvoer door remming van de gluconeogenese. Chronische overtollige energieverbruik en meta-ontsteking leiden tot hyperinsulinemia en perifere insulineresistentie als gevolg van de down-regulatie van insuline receptor expressie, alsmede wijzigingen in de stroomafwaartse signaalroutes, aldus resulterend in verminderde gevoeligheid voor insuline-gemedieerde glucose verwijdering, alsmede onvoldoende remming van hepatische glucose productie3,4,5,6.

Een breed scala aan dierlijke modellen met genetische, voeding of experimentele inductie van ziekte hebben bewezen als uitstekende instrumenten te bestuderen van de moleculaire mechanismen van insulineresistentie en verschillende vormen van diabetes, alsmede de begeleidende ziekten7 . Een goed voorbeeld is de meest gebruikte en bekende HFD-geïnduceerde muismodel, dat wordt gekenmerkt door snelle gewichtstoename als gevolg van verhoogde inname in combinatie met verminderde metabole efficiëntie, resulterend in insuline resistentie8, 9. zowel in diermodellen en mensen, een hoogte in nuchtere bloed glucose en insuline niveaus, alsook een verminderde tolerantie-doorbraak tot glucose administratie zijn vaak gebruikte indicatoren van insulineresistentie en andere systemische wijzigingen van glucose metabolisme. Controle bloed glucose en insuline niveaus bij de basale stand of na stimulatie zijn daarom gemakkelijk toegankelijke uitlezingen.

Dit protocol beschrijft de generatie van muizen HFD-gevoed, alsmede twee veelgebruikte methoden, de orale glucose tolerantie test (OGTT) en de insuline resistentie test (ITT), die nuttig zijn te karakteriseren de metabole fenotype en te onderzoeken wijzigingen in het glucose metabolisme. We beschrijven de OGTT in detail dat de verwijdering van een oraal toegediende glucose laden en insuline secretie na verloop van tijd beoordeelt. Verder geven we instructies over de wijze van uitvoering van de ITT om te onderzoeken van gehele lichaam insuline-actie door controle van bloed glucose concentratie in reactie op een bolus insuline. De protocollen die in dit artikel beschreven zijn gevestigde en zijn gebruikt in meerdere studies10,-11,12. Wij bieden naast lichte wijzigingen die helpen kunnen om succes te verhogen, richtsnoeren voor de proefopzet en data-analyse, alsmede nuttige tips om te voorkomen dat potentiële valkuilen. De hierin beschreven protocollen kunnen zeer krachtige hulpmiddelen te onderzoeken van de invloed van genetische, farmacologische, voeding en andere omgevingsfactoren over hele lichaam glucose metabolisme en zijn geassocieerde aandoeningen zoals insulineresistentie. Naast stimulatie met glucose of insuline, kan een scala aan andere verbindingen worden gebruikt voor stimulatie afhankelijk van het doel van individuele onderzoek. Hoewel buiten het bereik van dit manuscript, kunnen vele andere downstream toepassingen worden uitgevoerd op de getekende bloedmonsters, zoals de analyse van bloedwaarden dan glucose en insuline (b.v., lipide en lipoproteïne profielen) evenals gedetailleerde analyse van metabole markers (bijvdoor kwantitatieve real-time Polymerase Chain Reaction (PCR), westelijke vlekkenanalyse en Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA)). Verder stroom cytometry en fluorescentie geactiveerd Cell Sorting (FACS) kan worden toegepast om te onderzoeken van de effecten in verschillende eencellige populaties, terwijl transcriptomic, proteomic en metabolomic benaderingen kunnen ook worden gebruikt voor irrelevante analyse.

Over het geheel genomen, bieden we een eenvoudig protocol voor het genereren van een HFD-geïnduceerde muismodel, terwijl verder beschrijven twee krachtige benaderingen om te bestuderen van gehele lichaam metabolische omzetting, de OGTT en de ITT, die nuttige hulpmiddelen worden kan voor het bestuderen van de pathogenese van de ziekte en het ontwikkelen van nieuwe therapieën, vooral op het gebied van metabolisme-geassocieerde ziekten zoals insulineresistentie en diabetes.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle methoden die hier worden beschreven zijn goedgekeurd door de Animal Care en gebruik van het Comité van de medische universiteit van Wenen en uitgevoerd volgens de Federatie van Europese Laboratory Animal Science verenigingen (FELASA). Houd er rekening mee dat alle procedures die worden beschreven in dit protocol alleen na goedkeuring van de institutionele en gouvernementele alsmede door personeel dat technisch bedreven zijn moeten worden uitgevoerd.

1. HFD-gevoed muizen

Opmerking: Handhaven alle C57BL/6J muizen op een 12-h licht/donker cyclus met gratis toegang tot voedsel en water.

  1. Op de leeftijd van 6 weken, plaats muizen voor 8-12 weken op een HFD (40-60% vetcalorieën) voor het opwekken van obesitas, terwijl voeden de mager controle-groep een vetarm dieet (LFD) (10% vetcalorieën).
  2. Het bepalen van het lichaamsgewicht van de muizen op een wekelijkse basis. De curven van het gewicht moeten vergelijkbare patronen in beide groepen, met een hogere helling in de HFD-gevoed groep weergeven.

2. OGTT

Opmerking: Als monsternemingspunten keer bloed worden gekozen tijdens OGTT elke 15 min, het experiment moet worden uitgevoerd met een maximum van 15 muizen parallel, om ten minste 1 min-verwerkingstijd per muis.

  1. Voorbereidingen op de dag vóór OGTT
    1. Breng de muizen in een kooi met frisse beddengoed en snel ze 's nachts vóór de proef van 14 h, terwijl ervoor te zorgen dat de muizen toegang tot drinkwater hebben (b.v., het voedsel verwijderen om 6:00 uur voor een begintijd op de volgende ochtend om 8:00 am).
      Opmerking: Vasten muizen is's nachts de standaardbenadering, maar een kortere snel (5-6 h) is meer fysiologische voor muizen (Zie bespreking voor details).
  2. Voorbereidingen op de dag van het experiment (maar vóór het experiment)
    1. 10 mL van 20% glucose-oplossing te bereiden (ontbinden D-(+)-Glucose in gedestilleerd water).
      Opmerking: Alle reagentia die worden toegediend aan de dieren moeten farmacologische rang en steriel.
    2. Bereiden van een 96-wells-plaat voor plasma collectie, door het invullen van een goed voor elk tijdstip van monsterneming en elke muis, met 5 µL NaEDTA (0.5 M EDTA, pH 8.0 in 0,9% NaCl, opslag bij RT). Bewaar deze plaat op ijs tijdens het experiment.
      Opmerking: Zie aanvullende Figuur 1 voor een gedetailleerde checklist.
  3. Meten van het lichaamsgewicht van alle muizen en hun staarten te markeren met een permanent marker zodat de muizen gemakkelijk te onderscheiden (bijvoorbeeld, 1 = 1 muis dash, muis 2 = 2 streepjes, enz.).
  4. Glucose meting en bloedmonsters (Figuur 2)
    1. Zorgvuldig afgesneden 1-2 mm van het uiteinde van de staart met scherpe schaar ('Variant A' in Figuur 2). Altijd de eerste druppel bloed te vermijden hemolyse of verontreiniging met weefsel vloeistof alvorens new bloedmonsters voor bloed glucose bepaling in te vegen. Teken een kleine bloedsteekproef (~ 3 µL) voor het meten van de basale bloedglucose niveau (= tijdstip 0) met de glucometer.
      Let op: Controleren en aanpassen van het gratis nummer van test strips op een glucometer.
      Opmerking: Als een alternatieve bloed bemonsteringsmethode, nick de ader van de laterale staart van een muis met een scherpe scalpel mes ("Variant B" in Figuur 2). De laterale staart ader is meestal ongeveer eenderde langs de lengte van de staart van het uiteinde van de staart, op weg naar de onderkant van de staart voor meerdere monsters toegankelijk. Het gebruik van een plaatselijke verdoving crème wordt aangeraden. Stoppen van de bloedstroom door de vinger druk uit te oefenen op het zachte weefsel voor ten minste 30 s voordat het dier aan de kooi wordt geretourneerd.
    2. Het verzamelen van een bloedmonster (ongeveer 30 µL) met behulp van een verse capillair (Houd het capillair horizontale vlak). Leeg de capillaire buis met behulp van een precisiepipet door de invoering van het uiteinde van de pipet op de top van het einde capillair en zorgvuldig het verzamelde bloed te duwen in een putje van de 96-wells-plaat, terwijl het vermijden van luchtbellen. Herhaal deze procedure voor alle muizen - één filter tegelijk.
      Opmerking: Als alternatief voor de bloedinzameling van via een capillaire buis, een pipet aangepast aan het juiste volume (b.v., 30 µL) gebruiken voor het verzamelen van bloed of verzamelen een druppel bloed uit de staart op paraffine film en Pipetteer het in de EDTA-oplossing. Strikt Vermijd het contact van vaseline met bloed of glucometer test strips, zoals het latere glucose en insuline metingen kan beïnvloeden.
      Let op: De OGTT is zeer belastend voor muizen: mager muizen kunnen ongeveer 15% van hun lichaamsgewicht verliezen tijdens een overnachting snel. Bovendien leidt de bloedmonsters op verschillende tijdstippen tot een aanzienlijk verlies van bloed. Voor gemakkelijker bloedmonsters is het mogelijk om zorgvuldig de massage van de mouse-tail met vaseline.
      Opmerking: Institutionele richtsnoeren kunnen maximaal de toegestane hoeveelheid bloed verzameld binnen een bepaalde periode. De bemonstering volumes en timepoints moet worden aangepast om de toegestane maximumwaarden niet te overtreffen. Het lichaamsgewicht van de muizen moet worden gebruikt voor het berekenen van de totale terugtrekking toegestaan bloed.
  5. Berekenen van de benodigde hoeveelheid glucose oplossing op basis van lichaamsgewicht (1 g glucose/kg lichaamsgewicht; dit kan worden verhoogd tot 3 g/kg) te worden toegediend via een mondelinge maagsonde voor elke muis. Bijvoorbeeld, zou een muis met een lichaamsgewicht van 30 g 150 µL van een 20% glucose-oplossing voor het beheren van 30 mg van glucose nodig.
    Opmerking: U kunt de dosis van glucose baseren op het gewicht van de muis is de standaardprocedure. Als het lichaam samenstellingsgegevens voorhanden zijn, de dosis van glucose voor OGTT moet worden berekend op basis van de lean body mass (Zie bespreking voor details).
  6. Glucose administratie
    1. Voorbereiden everythingthat nodig is tijdens het hele experiment op voorhand (timer, experiment registratieblad, glucose monitor en strips, haarvaten, spuiten, glucose oplossing, 96-wells-plaat, scalpel, rekenmachine, evenwicht, permanente marker, Bank documenten, een Pipetteer met een tip en handschoenen).
    2. Voordetoepassing van glucose, beperken de muis door stevig grijpen het door de scruff. Voldoende stevigheid van toepassing op de huid rond de nek om te verhinderen dat de muis draaien uit de weerhouden en te goed haar hoofd achterover te kantelen. Ook voor zorgen dat de muis goed kan ademen.
      Opmerking: Zodra glucose administratie is gestart, goed timemanagement is zeer belangrijk.
    3. Zorgvuldig beheren de glucose-oplossing (gebaseerd op stap 2.5) rechtstreeks in de maag met behulp van een voeding naald. Voorzichtig direct de voeding naald via de mond naar de slokdarm. Laat de muis te slikken van de naald: de naald volledig zinkt in de onderste slokdarm/maag van de muis. Vervolgens spuiten de glucose-oplossing (Figuur 3a).
      1. Als enige weerstand wordt voldaan of als het dier onmiddellijk worstelt, terugtrekken van de naald en verplaatsen. Start de timer onmiddellijk na de eerste maagsonde en beheren glucose aan alle andere muizen in 1 min. intervallen.
        Opmerking: Het nuttig kan zijn voor een daling van de glucose-oplossing rechtstreeks vanuit de voeding naald toepassen naar de monding van de muis, die stimuleren zal likken en slikken, waardoor makkelijker inbrengen van de naald in de voeding. Niet van toepassing druk bij het invoegen van de voeding naald als deze kan het dier ernstig verwonden.
  7. Na 15 min, meten van de niveaus van de glucose van het bloed met de glucometer en daarnaast nemen bloedmonsters (~ 30 µL) (als beschreven in detail in stap 2.4) van elke muis in dezelfde volgorde zoals ze waren geïnjecteerd.
    Opmerking: Het beheer van de tijd is zeer belangrijk; Volg zo nauw mogelijk met behulp van dezelfde tijdsintervallen als bij middel van een maagsonde. Laat de muizen bewegen zo vrij mogelijk en beteugeling van de limiet tot een minimum beperkt tijdens de hele procedure ter vermindering van stress, die de resultaten kan wijzigen. Melk staart met één hand en vang het bloed met de andere.
  8. Herhaal stap 2.7 op geselecteerde tijd punten afhankelijk van de verwachte resultaten (bijv, op 30, 45, 60, 90, 120, 150 en 180 min na toediening van glucose). Als de geselecteerde tijdstippen langer dan 120 min, ervoor zorgen dat de muizen toegang tot drinkwater hebben. Ervoor zorgen dat de muizen altijd toegang tot drinkwater hebben. Wanneer u klaar bent met het experiment, keren de muizen naar hun huis kooien voorzien van voedsel en water.
    Let op: De OGTT is zeer vermoeiend voor de muizen. Wacht daarom minstens 1 week voor het uitvoeren van de volgende metabole test, zoals een ITT.
  9. Na het experiment, centrifugeer bloedmonsters bij 2.500 x g, 30 min, 4 ° C. Overdracht van de bovendrijvende substantie (plasma) toe op lege putjes van de plaat en opslaan bij-20 ° C tot analyse.
    1. Opnemen van hemolyse van monsters, indien aanwezig (zie paragraaf 3).
  10. Bepalen plasma insulineniveaus met behulp van een commercieel beschikbare ELISA kit (Zie de Tabel van materialen) na de instructies van de fabrikant van de kit.
    Opmerking: Afhankelijk van de nuchtere toestand, alsook op het metabolisme van de onderzochte muizen, moeilijkheden tijdens deze test kunnen optreden: overnachting nuchtere insuline niveaus (tijdstip 0) zijn erg laag en daarom dicht bij de detectiegrens. U kunt dit probleem voorkomen, dubbel de hoeveelheid aanbevolen plasmavolume en dienovereenkomstig het halveren van het resultaat van de analyse van de ELISA. Aan de andere kant, als muizen de insuline piek tijdens OGTT, met name in muizen HFD-gevoed bereiken, de niveaus van de insuline mogen de detectiegrens: verdunnen van het monster (bijv, 10-fold met 0,9% NaCl) en herhaal de ELISA-test. Hemolyse in plasma monsters kan leiden tot de afbraak van insuline, resulterend in een daling van de waarden van de uitlezing. De afbraak is afhankelijk van tijd, temperatuur en de concentratie van hemoglobine in het monster. Houd altijd hemolyzed monsters koud of op ijs te verminderen van de aantasting van de insuline.

3. ITT

Opmerking: Dezelfde voorzorgsmaatregelen beschreven voor OGTT (behandeling van muizen, bloed, glucometer en vaseline gebruik) moeten ook worden toegepast bij het uitvoeren van de ITT. Bijvoorbeeld, moeten alle injecties worden uitgevoerd binnen 15 min in 1 min intervallen 15 muizen zijn getest in parallel. Voor de ITT, de daaropvolgende verzameling van bloedmonsters met capillaire buisjes is optioneel.

  1. Preparaten voor het experiment
    1. Snel van muizen gedurende ten minste 2 uur vóór insuline-injectie, terwijl ervoor te zorgen dat de muizen toegang tot drinkwater hebben (bijvoorbeeldvoedsel verwijderen bij 8:00 am, muizen test 2-5 h later).
    2. Verdun insuline 1:1,000 in 0,9% NaCl (voorraad: 100 U/mL insuline; werken concentratie 0.1 U/mL) en bereiden van 20% glucose (D-(+)-Glucose oplossing opgelost in gedestilleerd water) worden toegediend als de muizen hypoglycemic geworden.
      Opmerking: De ITT worden doorgaans uitgevoerd na een korte snel om te voorkomen dat de hypoglykemie die anders op in's nachts treedt dieren gevast. Alle reagentia die worden toegediend aan de dieren moeten farmacologische rang en steriel.
  2. Meten van het lichaamsgewicht van muizen, mark staart, knip het uiteinde van de staart met scherpe schaar en meten van de niveaus van de glucose van de basale bloed, zoals eerder is beschreven voor de OGTT in stap 2.4.
  3. Insuline-injectie
    1. Injecteren insuline intraperitoneally (0,75 U insuline/kg lichaamsgewicht, vooraf berekend), beperken de muis door de scruff methode.
    2. Gebruik een frisse, steriele 27 of 30 meten naald voor elk dier ongemak en het risico op elke injectieplaats infectie te voorkomen.
      Opmerking: Sterilisatie van de huid kan verlengen de duur van toediening van insuline, en dus kan leiden tot extra storingen aan het dier. Het wordt daarom niet aangeraden.
    3. Kantel het hoofd van de muis naar beneden onder een lichte hoek met bloot de ventrale zijde van het dier. Plaats de steriele naald met de schuine kant boven en onder een hoek van 30 ° in de lagere juiste kwadrant van de buik van het dier (Figuur 3b). De timer te starten zodra de eerste muis wordt geïnjecteerd.
      Opmerking: Lage dosis ITTs (0.1 U/kg) kan worden uitgevoerd om een specifiek beoordelen hepatische insulinegevoeligheid. Wat betreft de OGTT, berekening van het geïnjecteerde volume op basis van lichaamsgewicht is de standaard procedure, terwijl de dosis te baseren op de vetvrije massa heeft de voorkeur als lichaam samenstellingsgegevens beschikbaar zijn.
  4. Maatregel de niveaus van de glucose van het bloed op geselecteerde tijdstippen (bvna 15, 30, 45, 60 en 90 min).
    Opmerking: Zoals insuline een korte halftijds van ~ 10 min in muizen13 heeft, laat verschillen na insuline toediening (bijvoorbeeldna 2 h) kunnen niet weerspiegelen een rechtstreekse werking van insuline actie. 20% glucose oplossing beheren in het geval dat een muis wordt hypoglycemic (bloed glucoseniveaus onder de 35 mg/dL) en is in gevaar om te sterven.
  5. Na de laatste keer punten, plaats de muizen terug in hun huis kooien bereid met overvloed van voedsel en water.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Figuur 1 illustreert een schematische tijdschema voor metabole fenotypering van muizen op diëten. Op een leeftijd van ongeveer 6 weken, moeten muizen worden geplaatst op een HFD, terwijl een LFD-groep als de controlegroep dienen kan. Lichaamsgewicht moet bovenal wekelijks worden bepaald om te observeren als er een verwachte toename in lichaamsgewicht is. Elke vorm van stress (bv, lawaai of agressief gedrag van de mannelijke) kan interfereren met gewi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Met de hoge prevalentie van diabetes en geassocieerde ziekten in de wereldbevolking is er een sterke behoefte aan onderzoek aanpakken van het moleculaire mechanisme, preventie en behandeling van de ziekte19. Het gepresenteerde protocol gevestigde worden methoden beschreven voor de generatie van HFD muizen, een robuuste diermodel gebruikt voor metabole onderzoek, evenals de geleiding van de OGTT en de ITT, die krachtige hulpmiddelen voor de beoordeling van het gehele lichaam metabolische omzetting ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd gesteund door de medische wetenschappelijke Fonds van de burgemeester van de stad van Wenen en de Österreichische Gesellschaft für Laboratoriumsmedizin und Klinische Chemie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Muisstam: C57BL/6JThe Jackson Laboratory664LFD/HFD
Accu Chek Performa - GlucometerRoche6870228OGTT/ITT
Accu Chek Performa - StripsRoche6454038OGTT/ITT
D-(+)-Glucose oplossingSigma-AldrichG8769OGTT
Actrapid - InsulinNovo Nordisk417642ITT
Herbruikbare voedingsnaaldenFine Science Tools#18061-22OGTT; 22 gauge (-24 gauge voor jonge muizen)
Omnifix-Fine doseerspuitenBraun9161406VOGTT/ITT
Sterican Insulinnaald (30G x 1/3"; ø 0.30 x 13 mm)Braun304000ITT; magere muizen
Sterican (G 27 x 3/4"; ø 0.40 x 20 mm)  Braun4657705ITT; muizen op HFD
96 Well PCR Platen, zonder rand, flexibelBraintree Scientific, Inc.SP0016OGTT
Ultragevoelige muis Insuline ELISA kitCrystam Chem90080OGTT
Rodent Dieet met 60% kcal% vetResearch Diets IncD12492muizen op HFD
Rodent Dieet met 10% kcal% vet.Research Diets IncD12450Bmuizen op LFD
BRAND micro hematocriet capillairSigma-AldrichBR749321OGTT/ITT
Vaseline - crèmeRivieraP1768677OGTT/ITT

Referenties

  1. Qatanani, M., Lazar, M. A. Mechanisms of obesity-associated insulin resistance: many choices on the menu. Genes Dev. 21 (12), 1443-1455 (2007).
  2. Wilcox, G. Insulin and insulin resistance. Clin Biochem Rev. 26 (2), 19-39 (2005).
  3. Reaven, G. M. Pathophysiology of insulin resistance in human disease. Physiol Rev. 75 (3), 473-486 (1995).
  4. Kahn, B. B. Type 2 diabetes: when insulin secretion fails to compensate for insulin resistance. Cell. 92 (5), 593-596 (1998).
  5. Gregor, M. F., Hotamisligil, G. S. Inflammatory mechanisms in obesity. Annu Rev Immunol. 29, 415-445 (2011).
  6. Odegaard, J. I., Chawla, A. Pleiotropic actions of insulin resistance and inflammation in metabolic homeostasis. Science. 339 (6116), 172-177 (2013).
  7. Srinivasan, K., Ramarao, P. Animal models in type 2 diabetes research: an overview. Indian J Med Res. 125 (3), 451-472 (2007).
  8. Surwit, R. S., Kuhn, C. M., Cochrane, C., McCubbin, J. A., Feinglos, M. N. Diet-induced type II diabetes in C57BL/6J mice. Diabetes. 37 (9), 1163-1167 (1988).
  9. Winzell, M. S., Ahren, B. The high-fat diet-fed mouse: a model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes. Diabetes. 53, Suppl 3. S215-S219 (2004).
  10. Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Dis Model Mech. 3 (9-10), 525-534 (2010).
  11. Jais, A., et al. Heme oxygenase-1 drives metaflammation and insulin resistance in mouse and man. Cell. 158 (1), 25-40 (2014).
  12. Teperino, R., et al. Hedgehog partial agonism drives Warburg-like metabolism in muscle and brown fat. Cell. 151 (2), 414-426 (2012).
  13. Cresto, J. C., et al. Half life of injected 125I-insulin in control and ob/ob mice. Acta Physiol Lat Am. 27 (1), 7-15 (1977).
  14. First report of the BVA/FRAME/RSPCA/UFAW joint working group on refinement. Removal of blood from laboratory mammals and birds. Lab Anim. 27 (1), 1-22 (1993).
  15. McGuill, M., Rowan, A. Biological Effects of Blood Loss: Implications for Sampling Volumes and Techniques. ILAR. 31 (4), 5-18 (1989).
  16. Hoff, J. Methods of Blood Collection in the Mouse. Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).
  17. NIH. National Institute of Health - Guidelines for Survival Bleeding of Mice and Rats. , Available from: http://oacu.od.nih.gov/ARAC/survival.pdf (2017).
  18. Jacobson, L., Ansari, T., McGuinness, O. P. Counterregulatory deficits occur within 24 h of a single hypoglycemic episode in conscious, unrestrained, chronically cannulated mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 290 (4), E678-E684 (2006).
  19. Guariguata, L., et al. Global estimates of diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035. Diabetes Res Clin Pract. 103 (2), 137-149 (2014).
  20. Freeman, H. C., Hugill, A., Dear, N. T., Ashcroft, F. M., Cox, R. D. Deletion of nicotinamide nucleotide transhydrogenase: a new quantitive trait locus accounting for glucose intolerance in C57BL/6J mice. Diabetes. 55 (7), 2153-2156 (2006).
  21. Pelleymounter, M. A., et al. Effects of the obese gene product on body weight regulation in ob/ob mice. Science. 269 (5223), 540-543 (1995).
  22. Chen, H., et al. Evidence that the diabetes gene encodes the leptin receptor: identification of a mutation in the leptin receptor gene in db/db mice. Cell. 84 (3), 491-495 (1996).
  23. Rossini, A. A., Like, A. A., Dulin, W. E., Cahill, G. F. Jr Pancreatic beta cell toxicity by streptozotocin anomers. Diabetes. 26 (12), 1120-1124 (1977).
  24. Bailey, C. J., Flatt, P. R. Hormonal control of glucose homeostasis during development and ageing in mice. Metabolism. 31 (3), 238-246 (1982).
  25. Shi, H., et al. Sexually different actions of leptin in proopiomelanocortin neurons to regulate glucose homeostasis. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294 (3), E630-E639 (2008).
  26. Collins, S., Martin, T. L., Surwit, R. S., Robidoux, J. Genetic vulnerability to diet-induced obesity in the C57BL/6J mouse: physiological and molecular characteristics. Physiol Behav. 81 (2), 243-248 (2004).
  27. Heijboer, A. C., et al. Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. J Lipid Res. 46 (3), 582-588 (2005).
  28. Kohsaka, A., Bass, J. A sense of time: how molecular clocks organize metabolism. Trends Endocrinol Metab. 18 (1), 4-11 (2007).
  29. Drucker, D. J. Incretin action in the pancreas: potential promise, possible perils, and pathological pitfalls. Diabetes. 62 (10), 3316-3323 (2013).
  30. Andrikopoulos, S., Blair, A. R., Deluca, N., Fam, B. C., Proietto, J. Evaluating the glucose tolerance test in mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 295 (6), E1323-E1332 (2008).
  31. Ahren, B., Winzell, M. S., Pacini, G. The augmenting effect on insulin secretion by oral versus intravenous glucose is exaggerated by high-fat diet in mice. J Endocrinol. 197 (1), 181-187 (2008).
  32. Bowe, J. E., et al. Metabolic phenotyping guidelines: assessing glucose homeostasis in rodent models. J Endocrinol. 222 (3), G13-G25 (2014).
  33. Arioli, V., Rossi, E. Errors related to different techniques of intraperitoneal injection in mice. Appl Microbiol. 19 (4), 704-705 (1970).
  34. Miner, N. A., Koehler, J., Greenaway, L. Intraperitoneal injection of mice. Appl Microbiol. 17 (2), 250-251 (1969).
  35. Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. Evaluation of glucose homeostasis. Curr Protoc Mol Biol. Chapter. , Chapter 29 Unit 29B 23(2007).
  36. Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294 (1), E15-E26 (2008).
  37. McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297 (4), E849-E855 (2009).
  38. Pacini, G., Omar, B., Ahren, B. Methods and models for metabolic assessment in mice. J Diabetes Res. 2013, 986906(2013).
  39. Polonsky, K. S., Rubenstein, A. H. C-peptide as a measure of the secretion and hepatic extraction of insulin. Pitfalls and limitations. Diabetes. 33 (5), 486-494 (1984).
  40. Hughey, C. C., Wasserman, D. H., Lee-Young, R. S., Lantier, L. Approach to assessing determinants of glucose homeostasis in the conscious mouse. Mamm Genome. 25 (9-10), 522-538 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Bloedglucosemetinginsulinegevoeligheidoppervlakte onder de krommeinsuline-ELISAstaartbloedafnamemetabolisch fenotype
Studie van In Vivo Glucose metabolisme in High-fat dieet-gevoed muizen met behulp van orale Glucose tolerantie Test (OGTT) en insuline tolerantie Test (ITT)
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.