De evaluatie van de ontwikkeling van het weefsel in de breuk eelt tijdens het endochondral bot genezing is essentieel voor het controleren van het genezingsproces. Hier, rapporteren we het gebruik van een magnetische resonantie imaging (MRI)-compatibele externe fixator voor de muis dijbeen toe MRI scans tijdens bot regeneratie in muizen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
In Vivo Evaluatie van de fractuur Callus ontwikkeling tijdens het bot genezing in muizen met behulp van een MRI-compatibele osteosynthese apparaat voor de muis dijbeen
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Endochondral fractuur genezing is een complex proces met betrekking tot de ontwikkeling van vezelig, kraakbeenachtige en ossaal weefsel in de breuk eelt. Het bedrag van de verschillende weefsels in de eelt bevat belangrijke informatie over de breuk genezing vooruitgang. Beschikbaar in vivo technieken lengterichting de ontwikkeling te volgen eelt weefsel in preklinische fractuur-genezende studies met kleine dieren omvatten digitale radiografie en µCT imaging. Beide technieken zijn echter alleen onderscheid kunnen maken tussen gemineraliseerde en niet-gemineraliseerde weefsel. Daarom is het onmogelijk om te discrimineren kraakbeen uit vezelig weefsel. In tegenstelling, magnetische resonantie beeldvorming (MRI) visualiseert anatomische structuren op basis van de waterinhoud van hun en zou daarom kunnen identificeren noninvasively weke delen en het kraakbeen in de breuk eelt. Wij rapporteren hier, het gebruik van een MRI-compatibele externe fixator voor de muis dijbeen toe MRI-scans tijdens bot regeneratie in muizen. De experimenten aangetoond dat het fixatiemiddel en een op maat gemaakte montage apparaat toestaan repetitieve MRI-scans, waardoor longitudinale analyse van breuk-eelt weefsel ontwikkeling.
Inleiding
Secundaire fractuur genezing is de meest voorkomende vorm van bot genezing. Het is een complex proces nabootsen van specifieke aspecten van de ontogenic endochondral ossificatie1,2,3. De vroege fractuur hematoom bestaat voornamelijk uit immune cellen, granulatie en fibreus weefsel. Lage zuurstof-spanning en hoge biomechanische stammen belemmeren osteoblast differentiatie op de breuk kloof, maar bevorderen de differentiatie van voorlopercellen in chondrocyten4,5,6. Deze cellen beginnen te verspreiden op de site van schade aan het vormen van een kraakbeenachtige matrix eerste stabiliteit van het gebroken bot. Tijdens de rijping van de eelt, chondrocyten worden hypertrofische, ondergaan apoptosis of trans-differentiëren in botcellen. Neovascularization op het overgangsgebied van kraakbeen naar bot zorgt voor verhoogde zuurstofniveaus, waardoor de vorming van benige weefsel7. Na het benige overbrugging van de kloof van de fractuur, biomechanische stabiliteit wordt verhoogd en treedt op osteoclastic verbouwing van de externe fractuur eelt te winnen van fysiologische bot contour en structuur3. Dus leveren de hoeveelheid vezelig, kraakbeenachtige en bony weefsel in de breuk eelt belangrijke informatie over het bot genezingsproces. Verstoorde of vertraagde genezing wordt zichtbaar door wijzigingen van eelt weefsel ontwikkeling zowel in mens en muizen8,9,10,11. Beschikbaar in vivo technieken lengterichting volgen eelt weefsel ontwikkeling in preklinische fractuur genezing studies met kleine dieren omvatten digitale radiografie en imaging12,13µCT. Beide technieken kunnen echter alleen te discrimineren tussen gemineraliseerde en niet-gemineraliseerde weefsel. In tegenstelling, MRI biedt uitstekende weke contrast en zou daarom kunnen identificeren van de weke delen en het kraakbeen in de breuk eelt.
Vorige werk toonde veelbelovende resultaten voor postmortem MRI in muizen met14 en in vivo MRI van de articulaire fracturen in muizen tijdens intramembranous bot-defect helende15. Beide studies wordt echter ook een beperkte ruimtelijke resolutie en weefsel contrast opgemerkt. Wij eerder blijk gegeven van de haalbaarheid van hoge resolutie in vivo MRI voor longitudinale beoordeling van zachte callus formatie tijdens lymfkliertest endochondral fractuur genezing van16. Wij rapporteren hier, het protocol voor het gebruik van een MRI-compatibele externe fixator voor dijbeen osteotomie bij muizen om te controleren van eelt weefsel ontwikkeling lengterichting tijdens de endochondral breuk genezingsproces. Het ontwerp van een op maat gemaakte montage apparaat voor het inbrengen van de externe fixator gezorgd voor een gestandaardiseerde positie tijdens herhaalde scans.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
alle dier experimenten met internationale regelgeving voor de zorg en het gebruik van proefdieren in acht genomen en goedgekeurd door de regionale regelgevende instanties (nr. 1250, Regierungspräsidium Tübingen, Duitsland). Alle muizen waren dat wordt gebruikt in groepen van twee tot vijf dieren per kooi op een licht 14-h 10 uur donker circadiane ritme met water en voedsel ad libitum.
1. voorbereiding van de chirurgische materiaal en voorbehandeling van de muizen
- Sterilize allemaal chirurgisch materiaal. Gebruik een autoclaaf temperatuur van 120-135 ° C voor 20-30 min van sterilisatie tijd.
- Aankoop C57BL/6 muizen of muizen uit een andere stam die tussen 19-35 g lichaamsgewicht. Volg de juiste verzorging van de dieren en de experimentele protocollen overeenkomstig nationale richtsnoeren die is goedgekeurd door de onderzoeker ' s dier zorginstellingen en gebruik Comité. Toestaan van een minimum van 7 dagen acclimatisatie periode voordat u de procedure start.
- Analgesie geven alle muizen via het drinkwater een dag voor de operatie tot de derde postoperatieve dag.
2. Chirurgische Procedure en toepassing van de externe Fixator
- plaats de muis in een buis met 5-7% zuurstof voor Isofluraan en 60 mL/min voorgeladen. Na verlies van posturale reflexen, verwijder de muis uit de narcose inductie buis en onderhouden van de verdoving via een masker van de inademing verstrekken van 1-3% zuurstof voor Isofluraan en 60 mL/min.
- Monitor de ademhaling patroon en hind paw reflex tijdens anesthesie. Ervoor zorgen dat het ademhalingstarief ongeveer 100 cycli/min is en de achterste poot reflex afwezig.
Opmerking: de hoeveelheid gas nodig is afhankelijk van leeftijd, geslacht, lichaamsgewicht en stam van de muis.
- Monitor de ademhaling patroon en hind paw reflex tijdens anesthesie. Ervoor zorgen dat het ademhalingstarief ongeveer 100 cycli/min is en de achterste poot reflex afwezig.
- Voorafgaand aan de operatie, injecteren de muis met een enkelvoudige dosis van antibiotica subcutaan (clindamycine, 45 mg/kg). Bovendien, voor onderhoud van de fysiologische vochtbalans, injecteren de muis met een onderhuids vocht depot 500 µL zoutoplossing (0,9% NaCl).
- Om te voorkomen dat hoornvlies drogen, oog zalf toepassen in de ogen van de muis. Plaats de muis op een verwarmingsplaat bij 37 ° C tijdens de anesthesie en de chirurgische ingreep om fysiologische lichaamstemperatuur.
- De bont uit de juiste hind-limb verwijderen en scrub het chirurgische gebied met een ontsmettingsmiddel op basis van alcohol. Betrekking hebben op het recht hind poot met een klein deel van een steriele handschoen om niet-steriel gebieden te voorkomen. Desinfecteer de juiste hind-limb driemaal. Plaats een steriele draperen over de hele muis met uitzondering van het chirurgische gebied.
- Incise de huid ongeveer 1 cm lengterichting langs de voorste kant van het rechter dijbeen met een scalpel. Aparte botweg de m. biceps femoris en de m. vastus lateralis met micro schaar en pincet. Snijd de pees oorsprong kant op de trochanter van de femur met een micro schaar voor gratis toegang tot het anterolateral deel van het bot. Ervoor te zorgen dat de nervus ischiadicus wordt bewaard.
- Plaatst de externe fixator (axiale stijfheid van 3 N/mm, Figuur 1 A) parallel aan het dijbeen. Handmatig de boringen via cortex met een 0,45 mm boor boor en plaats het keramische montage pinnen in de boorgaten. Beginnen met de meest proximale pin, gevolgd door de meest distale pin, en de twee pinnen tussendoor.
- Ervoor te zorgen dat er is geen spanning, compressie, of shear stress op de fixator tijdens de montage procedure, anders de bereikte osteotomie kloof zullen niet volstaan als gevolg van de versoepeling van de fixator.
- Humidify van het bot met een kleine hoeveelheid steriele NaCl te vermijden uitdroging tijdens de zaagmachines procedure.
- Maken een osteotomie 0.4 mm door het hele been tussen de twee binnenste pinnen met behulp van een 0,4 mm gigli draad zaag.
Opmerking: Eventueel een oscillerende micro zaag kan worden gebruikt om te maken de osteotomie. Zorg ervoor om te voorkomen dat eventuele metalen chips uit de zaag op het gebied van osteotomie. - Spoelen de osteotomie kloof zorgvuldig met 2 mL steriele NaCl verwijderen bot spaanders tussen de twee gebroken cortices.
- Aan te passen aan de spieren door middel van een continu hechtdraad met een resorbeerbare hechtdraad (Zie Tabel van materialen). Vervolgens passen de huid met behulp van onderbroken niet-resorbeerbare hechtingen (Zie Tabel van materialen). Om te voorkomen dat de wond bijten, zet niet de hechtdraad op de craniale deel van de wond.
Opmerking: Gebruik geen huid lijm of clips omdat muizen meestal uit de wond veroorzaken verwijderen verdere schade aan de huid. - Schoonmaken van het chirurgische gebied met een ontsmettingsmiddel en plaatst u de muisaanwijzer in haar kooi. Monitor de muis en aanbod voldoende warmte (bijvoorbeeld door infrarood licht) totdat hij volledig wakker is. water, inname van voedsel en lichaamsgewicht na de operatie te controleren Zorg ervoor dat het dier niet ongerief en pijn. Analgesia geven alle muizen via het drinkwater tot de derde postoperatieve dag.
Opmerking: Muizen kunnen worden ondergebracht in groepen van maximaal vier dieren. - Controleren de muis ' s activiteit op 1 tot 5 dagen na de operatie. In de tijdsverloop van die, moet de muis dragen gewicht op de bediende ledemaat. Anders, de muis moet worden uitgesloten van verdere analyse.
3. MRI Procedure en beeldanalyse
- voorafgaand aan de MRI scan van de procedure, de muis volgens het protocol in stap 2.1 en 2.3 anaesthetize, en houden het respiratoire tarief ongeveer 100 cycli/min. de externe fixator invoegen op de juiste hind-limb van de muis zorgvuldig in een op maat gemaakte montage apparaat ( Figuur 1 B, C).
- Zorg ervoor om te buigen of compressie van het fixatiemiddel tijdens deze stap voorkomen omdat dit met de breuk genezing interfereren kan.
Opmerking: De MRI-scans kunnen plaatsvinden zo spoedig 3 dagen na de operatie, afhankelijk van de verzorging van de dieren en de experimentele protocol.
- Zorg ervoor om te buigen of compressie van het fixatiemiddel tijdens deze stap voorkomen omdat dit met de breuk genezing interfereren kan.
- Plaatst u de muisaanwijzer op een temperatuur gecontroleerde houder voor het binnenbrengen van het MRI-apparaat. De montage apparaat strak aansluit op de vier elementen hoofd spoel.
- Verwerven MRI-gegevens met behulp van een speciaal Hoogveld kleine-dier MRI-systeem op 11.7 T.
Opmerking: de MRI data acquisitie geometrie is afgestemd op het bot van het dijbeen, orthogonaal aan de schroeven.- Ophaal gegevens door een proton-dichtheid vet-onderdrukt multi segment TSE reeks (PD-TSE) toe te passen met behulp van overname parameters: echo/herhaling tijd TE = 5,8 ms/TR = 2.500 ms, resolutie Δr = 52 × 52 × 350 µm³, veld-of-view (FOV) = 20 × 20 mm² en bandbreedte Δω = 150 KHz.
- Opmerking: de totale Acquisitietijd voor 22 segmenten is 36 min.
- De verworven gegevens openen met de software van de analyse van de afbeelding. Geef de grootte van voxel als 0,05 x 0,05 x 0.35 mm 3. Segment van de verschillende weefsels in de eelt van de fractuur (bot, kraakbeen, vezelig weefsel/beenmerg) op basis van hun intensiteit met semi-automatische drempelmethode als volgt.
- Klik op de " nieuwe labelveld bewerken ", klik op " materiaal toevoegen ", en de naam van het materiaal " callus ". Het eelt gebied onderscheiden van de omliggende weefsels, gebaseerd op de hypo-intens signaal van het beenvlies, met behulp van de " Lasso " hulpmiddel.
- Klik " toevoegen aan materiaal ". Klik op " materiaal toevoegen " en de naam van het materiaal " kraakbeen ". Het kraakbeen segment met behulp van de " drempel " gereedschap en " Selecteer alleen huidige materiaal " uit " callus ". Klik op " kraakbeen " en " toevoegen aan materiaal ". Herhaal deze stappen met " bot " en " het beenmerg/vezelig weefsel ".
- Genereren van 3D-reconstructies van de gebroken dijbeen op basis van de weefsel segmentering van gegevens met behulp van de software van de analyse van de afbeelding. Klik op " genereren oppervlak ", toepassen " geen " voor " Smoothing Type " en klik op " weergave van het oppervlak ".
Opmerking: Zeer klein, hyper-intens gebieden rondom de nlDS van de gebroken cortices dreigen te worden van artefacten als gevolg van de overgang van bony naar weke delen. Deze gebieden moeten worden uitgesloten van verdere analyse. Hyper-intens gebieden in het midden van de breuk callus tijdens de endochondral fase van breuk genezing vertegenwoordigen kraakbeenachtige weefsel. Hypo-intens op de distale fractuur eelt van de osteotomie gap op de endochondral ossificatie fase en gebieden met dezelfde intensiteit gedurende de hele fractuur eelt op later genezing stadia vertegenwoordigen nieuwgevormde benige callus weefsel. Hoewel deze gebieden een hypo-intens signaal hebben, is de signaalsterkte van volwassen bot (cortex) zelfs nog lager. Na drempelmethode markeren de signaalsterkte voor beenderige weefsels en kraakbeenachtige weefsel in de breuk callus, het resterende weefsel als beenmerg en fibreus weefsel. Waarden voor weefsel segmentatie zijn: beenderige weefsels (inclusief volwassen cortex, trabecular bot en weefsel van benige callus) is gesegmenteerd binnen het bereik van 1-3.3 (genormaliseerde signaal intensiteit aan rijpe cortex), beenmerg/vezelig weefsel binnen het bereik van 3.4-5.4, en kraakbeenachtige eelt weefsel binnen het bereik van 5.5-6.2. - Indien nodig, herhaal de MRI-scan lengterichting tijdens de breuk genezingsproces. Kraakbeenachtige eelt ontwikkeling volgen, scan de muizen op dagen 10, 14 en 21 na chirurgie.
Opmerking: De tijdstippen kunnen afhangen van de verzorging van de dieren en de experimentele protocol.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Eerst, het succes van de chirurgische ingreep kan worden bevestigd door de analyse van de MRI-scans (zie voorbeeld in Figuur 2). Alle vier pinnen moeten worden gevestigd in het midden van de femorale schacht. De grootte van de osteotomie kloof moet tussen 0.3-0,5 mm. Als de grootte van de kloof osteotomie sterk van deze waarden varieert, moet de muis worden uitgesloten van verdere analyse.
Ten tweed...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Wijzigingen en probleemoplossing:
Het belangrijkste doel van deze studie was om te beschrijven van een protocol voor het gebruik van een MRI-compatibele externe fixator voor dijbeen osteotomie in de muis met de mogelijkheid om eelt weefsel ontwikkeling lengterichting tijdens het endochondral fractuur-genezing te controleren. Het ontwerp van een op maat gemaakte montage apparaat voor het inbrengen van de externe fixator gezorgd voor een gestandaardiseerde positie tijdens herhaa...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteur Romano Matthys is een medewerker van RISystem AG Davos, Zwitserland die produceert de implantaten en implantaat van specifieke instrumenten die worden gebruikt in dit artikel. Alle andere auteurs hebben geen concurrerende financiële belangen.
Dankbetuigingen
Wij danken Sevil Essig, Stefanie Schroth, Verena Fischer, Katja Prystaz, Yvonne Hägele en Anne Subgang voor uitstekende technische ondersteuning. Wij danken ook de Duitse Research Foundation (CRC1149, INST40/499-1) en de AO Trauma Stichting Duitsland voor de financiering van deze studie.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Anaesthesia tube | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-ANA-TUB-Mouse | |
| Anaesthetic machine | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-GME-MA | |
| Artery forceps | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH104R | |
| Autoclave | Systec, Wettenberg, Germany | DX-150 | |
| Autoclaving packaging | Stericlin, Feuchtwangen, Germany | 2301-04/06/10/12/16 | |
| Avizo software | FEI, Burlington, USA | - | Versie 8.0.1 |
| BioSpec 117/16 magnetic resonance imaging system | Bruker Biospin, Ettlingen, Germany | 117/16 | |
| Bulldog clamp | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH 021R | |
| Carbon steel scalpel no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BA211/215 | |
| Ceramic mounting pin 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS691490 | |
| Clindamycin (300 mg / 2ml) | Ratiopharm, Ulm, Germany | - | |
| Dressing forceps 115 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD210R | |
| Dressing forceps 130 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD025R | |
| Drill bit coated 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS820420 | |
| Durogrip needle holder 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BM024R | |
| Foliodrape | Hartmann, Heidenheim, Germany | 2513026 | |
| Frekaderm | Fresenius, Bad Homburg, Germany | 4928211 | |
| Gigli saw 0.44 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.590.110.25 | |
| Hand drill | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.390.130-01 | |
| Heating plate | FMI, Seeheim, Germany | IOW-3704 | |
| Hygonorm gloves | Hygi, Telgte, Germany | 2706 | |
| Isoflurane | Abbot, London, UK | Forene | |
| Micro forceps 155 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD343R | |
| Micro scissors 120 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | FD013R | |
| Mouse FixEx L 0.7 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.611.300-10 | |
| Needle case for drills | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BL911R | |
| Needle holder | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB078R | |
| Octenisept | Schülke, Norderstedt, Germany | 121403 | |
| Osirix software | Pixmeo SARL, Bernex, Switzerland | - | Versie 4.0 |
| Oxygen, medical grade | MTI, Ulm, Germany | - | |
| Resolon 5/0 | Resorba, Nürnberg, Germany | 88143 | |
| Saline 0.9% | Braun, Melsungen, Germany | 3570350 | |
| Scalpel handle 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB073R | |
| Scissors 150 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BC006R | |
| Sealer for autoclave packaging | Hawo GmbH, Obrigheim, Germany | HM500 | |
| Sterican 27 G | Braun, Melsungen, Germany | 4657705 | |
| Sterile surgical blades no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB511/515 | |
| Surgical gloves | Hartmann, Heidenheim, Germany | Peha-micron 9425712 | |
| Surgical light | Maquet SA, Ardon, France | Blue line 80 | |
| Syringes 5 ml | Braun, Melsungen, Germany | Injekt 4606051V | |
| Tissue forceps 80 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | OC091R | |
| Tramadol 25 mg/l | Grünenthal, Aachen, Germany | 100mg/ml | |
| Vasofix Safety | Braun, Melsungen, Germany | 4268113S-01 | |
| Vicryl 5-0 | Ethicon, Norderstedt, Germany | V30371 | |
| Visdisic eye ointment | Bausch & Lomb, Berlijn, Germany | 3099559 |
Referenties
- Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. Fracture healing under healthy and inflammatory conditions. Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).
- Einhorn, T. A. The cell and molecular biology of fracture healing. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl S7-S21 (1998).
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
- Augat, P., et al. Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap. J Orthop Res. 16 (4), 475-481 (1998).
- Claes, L. E., Heigele, C. A. Magnitudes of local stress and strain along bony surfaces predict the course and type of fracture healing. J Biomech. 32 (3), 255-266 (1999).
- Claes, L. E., et al. Effects of mechanical factors on the fracture healing process. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl 132-147 (1998).
- Hu, D. P., et al. Cartilage to bone transformation during fracture healing is coordinated by the invading vasculature and induction of the core pluripotency genes. Development. 144 (2), 221-234 (2017).
- Hankenson, K. D., Zimmerman, G., Marcucio, R. Biological perspectives of delayed fracture healing. Injury. 45, Suppl 2 8-15 (2014).
- Meyer, R. A., et al. Age and ovariectomy impair both the normalization of mechanical properties and the accretion of mineral by the fracture callus in rats. J Orthop Res. 19 (3), 428-435 (2001).
- Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time. Injury. 40 (6), 663-668 (2009).
- Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. Mouse Models in Bone Fracture Healing Research. Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).
- Garcia, P., et al. Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review. Eur Cell Mater. 26, 1-14 (2013).
- Histing, T., et al. Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
- Zachos, T. A., Bertone, A. L., Wassenaar, P. A., Weisbrode, S. E. Rodent models for the study of articular fracture healing. J Invest Surg. 20 (2), 87-95 (2007).
- Taha, M. A., et al. Assessment of the efficacy of MRI for detection of changes in bone morphology in a mouse model of bone injury. J Magn Reson Imaging. 38 (1), 231-237 (2013).
- Haffner-Luntzer, M., et al. Evaluation of high-resolution In Vivo MRI for longitudinal analysis of endochondral fracture healing in mice. PLoS One. 12 (3), 0174283(2017).
- Beckmann, N., Falk, R., Zurbrugg, S., Dawson, J., Engelhardt, P. Macrophage infiltration into the rat knee detected by MRI in a model of antigen-induced arthritis. Magn Reson Med. 49 (6), 1047-1055 (2003).
- Al Faraj,, Shaik A, S. ultana, Pureza, A., A, M., Alnafea, M., Halwani, R. Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI. PLoS One. 9 (3), 90829(2014).
- Rolle, A. M., et al. ImmunoPET/MR imaging allows specific detection of Aspergillus fumigatus lung infection in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 1026-1033 (2016).
- Niemeyer, M., et al. Non-invasive tracking of human haemopoietic CD34(+) stem cells in vivo in immunodeficient mice by using magnetic resonance imaging. Eur Radiol. 20 (9), 2184-2193 (2010).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
