Methodenartikel

Microdissection van primaire renale weefsel segmenten en integratie met nieuwe steiger-vrije constructie technologie

DOI:

10.3791/57358

⸱

27 maart 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Medical University of South Carolina

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Weefsel-engineered renale constructies bieden een oplossing voor het tekort aan organen en de schadelijke effecten van dialyse. Hier beschrijven we een protocol bij micro ontleden lymfkliertest nieren voor isolatie van cortico-Wallenberg segmenten. Deze segmenten zijn steiger-vrije cellulaire constructies, vorming van renale organoids ingeplant.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niertransplantatie is nu een reguliere therapie voor einde-fase nierziekte. Met ongeveer 96.000 mensen op de wachtlijst en slechts een kwart van deze patiënten bereiken van transplantatie, is er echter een grote behoefte voor alternatieven voor degenen met falende organen. Ter vermindering van de schadelijke gevolgen van dialyse samen met de totale gezondheidskosten die het oploopt, is actief onderzoek voortdurend op zoek naar alternatieve oplossingen voor orgaantransplantatie. Implanteerbare weefsel-engineered renale cellulaire constructies zijn een dergelijke haalbare benadering ter vervanging van verloren renale functionaliteit. Beschreven voor de eerste keer, hier is de microdissection van lymfkliertest nieren voor isolatie van levende corticomedullary renale segmenten. Deze segmenten zijn geschikt voor snelle integratie binnen steiger-vrije endotheel-fibroblast constructies waarmee snelle verbinding met host therapieën eenmaal geïmplanteerd kan. Volwassen muis nieren waren verkregen van levende donoren, gevolgd door de stereoscoop microdissection verkrijgen van renale segmenten 200-300 µm in diameter. Meerdere renale constructies werden vervaardigd gebruikend primaire renale segmenten geoogst van slechts één nier. Deze methode geeft aan een procedure die functionele nier weefsel van organen die anders zouden worden weggegooid kon redden.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chronische nierziekten (CKD) is één van de huidige grote volksgezondheid uitdagingen wereldwijd1. De prevalentie van Cementovenstof in de Verenigde Staten is meer dan 14% van de totale bevolking, met meer dan 600.000 Amerikanen lijden aan de meest ernstige vorm, eind-fase nierziekte (ESRD)2. De huidige behandelingsopties beschikbaar voor mensen met ESRD omvatten dialyse en de nieren transplantatie. Hoewel ongeveer 25.000 patiënten ondergaan niertransplantatie elk jaar, zijn een groot aantal patiënten toegevoegd jaarlijks leidt tot een grote ongelijkheid tussen degenen die wachten op een levensreddende orgel en die ontvangende transplantatie3. Naast haar ernstige negatieve gevolgen op de lange levensduur en kwaliteit van leven wordt dialyse geassocieerd met een verbazingwekkende financiële lasten. In 2014 bedroeg Medicare betaald vorderingen meer dan $30 miljard voor ESRD patiënten2. Met de levering van een beperkt orgel en geen duidelijk dalende bij patiënten waarbij dialyse, onderzoek gericht op het identificeren van alternatieve oplossingen voor dialyse en transplantatie zijn ooit belangrijk. Zelfs een relatief korte vertraging in de noodzaak van dialyse stijgt van een patiënt aantal kwaliteit-aangepast levensjaren en productiviteit aanzienlijk terwijl het uitstel van de dialyse-gerelateerde kosten4,5,6.

Oplossingen voor functionele weefsel schade, zoals die in ESRD, worden momenteel bestudeerd in de weefselkweek en regeneratieve geneeskunde laboratoria, met gevarieerd benaderingen variërend van steiger gebaseerde organoid fabricage tot hele orgel engineering met behulp van decellularized orgel structuren voor cellulaire implantatie7,8,9,10,11. Recapitulerend complexe renale structuren van marginale of afgedankte nieren is slechts gedeeltelijk onderzocht. In feite, is bijna 20% van de nieren voor transplantatie aangeschaft teruggegooid voor verschillende redenen12,13. De functionele nier weefsel van deze vermeende protheses kan worden gebruikt en opgenomen in één of meerdere weefsel-engineered constructies. Voorafgaande studies hebben aangetoond dat de haalbaarheid van het werken met deze afgedankte organen, gebruik makend van de nieren voor de extra-cellulaire matrix voor weefsel engineering doeleinden14,15. Weinigen hebben echter de primaire nephronal weefsel van gezonde nieren gebruikt voor weefselengineering doeleinden16,17,18.

Een methode die hierboven worden beschreven door Kim et al. omvat isolatie van renale "segmenten" vanaf gezonde rat nieren, die vervolgens werden zaadjes op polyglycolic zuur (PGA) steigers voor construct fabricage16. Echter weinig informatie wordt gegeven met betrekking tot de exacte dissectie methodologie en segmenten werden verkregen uit een combinatie van fijn hakken en filtratie. We beschrijven een wijziging van dit protocol, dat ook produceert discrete renale segmenten met intact nephronal architectuur, maar in plaats daarvan vertrouwt op microdissection technieken. Nephrectomies worden uitgevoerd op levende volwassen muizen, waarna de nieren worden overgedragen aan de dissectie Microscoop waar de renale capsule wordt verwijderd en het weefsel is verder ontleed. Lijst 30½ G naalden worden gebruikt als snijden instrumenten en ook als gidsen helpend in dissectie, als de naald diameter is gelijk aan de diameter van de doelstelling van de renale segmenten. De geïsoleerde, in dit geval lymfkliertest, renale segmenten behouden levensvatbaarheid in cultuur en nemen met steiger-vrije endotheel-fibroblast cellulaire constructies19. Deze constructies zijn eerder gebruikt om andere organen, met inbegrip van een bio-artificiële pancreas20ingenieur.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierlijke chirurgische procedures die hieronder worden beschreven zijn door de institutionele Animal Care en gebruiken Comité (IACUC) op de medische universiteit van South Carolina voorafgaand aan elk dier chirurgie of het gebruik van alle dierlijke weefsels goedgekeurd.

1. lymfkliertest Nefrectomie

  1. Don een chirurgisch masker en bouffant kap voor het minimaliseren van het risico van besmetting. Steriliteit handhaven tijdens de set-up van het chirurgische gebied.
    1. Plaats niet-fenêtré afdeklakens op de operatietafel.
    2. Open de verpakking van gesteriliseerde met autoclaaf instrumenten op de steriele gordijnen. De instrumenten die noodzakelijk zijn voor Nefrectomie omvatten 3 kleine hemostats, fijne pincet met tanden, fijne pincet zonder tanden en rechte iris schaar.
    3. Plaats een andere niet-fenêtré chirurgische gordijn in het midden van de operatietafel.
    4. Bereiden van 5 mL van de Dulbecco fosfaat gebufferde zoutoplossing (DPBS) met calcium en magnesium, aangevuld met 1% penicilline/streptomycine in een steriele conische buis 15 mL. Plaats deze oplossing op ijs naast de operatietafel.
  2. Een 8-12 weken oude C57BL/6 muis (mannelijk of vrouwelijk) verkrijgen bij het complex dierverblijven.
  3. Plaatst u de muisaanwijzer binnen een verdoving inductie kamer en veroorzaken met 3,5% ingeademd Isofluraan. Plaats een neus kegel op de muis, met behulp van 2% Isofluraan voor onderhoud anesthesie.
    1. Monitor voor voldoende diepte van anesthesie periodiek tijdens de chirurgische procedure door te beoordelen voor pedaal reflex (stevige teen snuifje).
  4. Alle van het haar van de ventrale romp met behulp van haar verwijdering room verwijderd. Spoel dit gebied met gedestilleerd water om ervoor te zorgen dat al haar is verwijderd uit de buik.
  5. De muis naar de steriele operatietafel in liggende positie onder de hoogste niet-fenêtré draperen overbrengen. Knip een 2 x 2 cm-2 -fenestration in het draperen net over de buik van de muis.
  6. Toepassing Povidon-jodium gevolgd door 70% ethanol tot de buik met behulp van steriele gaas of katoen ballen.
  7. Met behulp van fijne pincet met tanden en iris schaar, maak een incisie van 3-4 cm verticale buikhuid parallel aan de middellijn, 0.5 cm aan de linkerkant van de middellijn
    Opmerking: Als u probeert te verwijderen van de rechter nier, zal dit een insnijding 0.5 cm aan de rechterkant van de middellijn.
    1. Pak het buikvlies met een fijne Tang zonder tanden en incise met iris schaar in te voeren van de buikholte. Hemostats toepassen op de superieure en inferieure laterale randen van huid en buikvlies te plaatsen spanning lateraal en verbeteren van de blootstelling.
    2. Verschuiving van de intestinale inhoud tactvol aan de rechterkant van de buik bloot de linker nier. Tractie op de nier te verheffen het uit de buik zachtjes te plaatsen.
    3. Plaats een hemostat over de Hilus van de linker nier. Hiermee kunt u dat iris schaar transect de urineleider en de renale schepen.
    4. Plaats de linker nier bij de 1% penicilline/streptomycine DPBS oplossing op ijs.
    5. Overdracht van de buis met de nier naar de steriele weefselkweek kap. Overbrengen in de nier uit de conische buis 15 mL een petrischaal 60 mm (Figuur 1). Spoel tweemaal met 5 mL DPBS calcium en magnesium. Houd de nier geschorst in 5 mL DPBS in de schotel van 60 mm.
      1. Bereid een extra 60 mm petrischaal met 5 mL DPBS moet worden gebruikt tijdens het microdissection-protocol.
    6. De muis door Thoracotomie en exsanguination na de aanschaf van de nier, overeenkomstig een goedgekeurde IACUC dierlijke protocol euthanaseren.

2. lymfkliertest nier Microdissection voor renale Segment isolatie

  1. Blijven met behulp van steriele techniek voor dit gedeelte van het protocol, met inbegrip van steriele handschoenen, chirurgische masker, en bouffant om risico op besmetting.
    1. Plaats steriele gordijnen op de stereomicroscoop platform evenals de gebieden gewoon links en recht van de Microscoop op een steriel veld voor instrumenten. Zelfklevende kunststofplaten zetten Microscoop focus knoppen en spray met 70% ethanol. Inschakelen van de dubbele zwanenhals illuminator aan het licht van het werkgebied.
    2. Open gesteriliseerde instrumenten (fijne pincet zonder tanden, scalpel handle, #15 scalpel blad, twee rechte hemostats, twee 30½ meten hollow-boring naalden) op steriele gordijnen. Plaats de #15 mes op de scalpel nu behandelen en hechten van één hemostat aan elke naald adapter/hub naald dissectie om instrumenten te ontwikkelen voor later gebruik, zoals getoond in Figuur 1.
  2. De petrischaaltjes 60 mm, met de nieren in DPBS en de andere alleen DPBS, uit de weefselkweek kap naar de Microscoop gebied verplaatsen
    1. Plaats de petrischaal 60 mm onder de doelstelling en verwijder het deksel om de nier bloot te stellen. Laat de DPBS-bevattende schotel aan de kant op het steriel veld voor later gebruik.
    2. Verplaats de schotel zodat alleen het voorste of achterste oppervlak van de nier wordt in beeld (dat wil zeggen, de grote platte gezicht van de nier, met het andere gezicht aan de onderkant van de schotel te raken). Zoom in op 3.2-4 X voor dit gedeelte van de procedure. De niet-dominante hand, gebruiken fijne pincet zonder tanden te doorboren en pin van de nieren tegen de schotel in de buurt van de minderwaardig en superieure Polen van de nier.
    3. Houd de niet-dominante hand om de pin van de nier. Met de dominante hand, kunt het blad #15 de doorschijnende vezelig kapselvorming laag verwijderen uit het blootgestelde oppervlak. Scheren van de meest oppervlakkige 0.5 mm vanaf het blootgestelde oppervlak van de nieren te verwijderen van de rest van de capsule.
    4. Gebruik de #15 blade te ontleden van een omgekeerde piramide van weefsel van het Ontschaalde gebied, ongeveer 2 mm3 in grootte. Ophalen van de 60-mm-schotel met alleen DPBS en plaats van de piramide van weefsel in de schone schotel. Gooi de rest van de nier.
    5. Vergroting tot 1.5-2.0 X voor de rest van de dissectie verlagen. Snijd met behulp van twee hemostat-naald instrumenten als snijden instrumenten, het weefsel fragment in steeds kleinere stukjes totdat de segmenten van het weefsel kleiner dan of gelijk aan de diameter van de naald-tips zijn. Een renale weefsel 2 mm3 in grootte zal produceren meer dan 50 segmenten eenmaal volledig ontleed.
    6. De schotel van 60 mm met renale segmenten verplaatsen naar de weefselkweek kap. Verwijder DPBS met 1000 µL pipet. Voeg 5 mL DMEM, aangevuld met 10% foetale boviene Serum (FBS) en 1% penicilline/streptomycine.
    7. Cultuur voor 3 dagen bij 37 ° C in een broedstoof of implantaat in cellulaire constructies onmiddellijk.

3. Renale Segment cellulaire Construct Fabrication

  1. Cultuur normale menselijke dermale fibroblasten (NHDF) en menselijke obesitas microvasculaire endotheliale cellen (HAMEC) wekenlang te verkrijgen 7.2 x 105 fibroblasten en 1,8 x 105 endotheliale cellen per construct gewenst. In de weefselkweek kap, het zaad van de juiste verhouding van de fibroblasten, endotheliale cellen (4:1) in staafvormig wells in agarose mallen om te vormen van de steiger-vrije vooraf vasculaire endothelial-fibroblast constructies (SPEC) zoals eerder beschreven door Czajka e.a. 19.
  2. Een gesteriliseerde hemostat, 30½ G naald en een steriele spatel met platte einde verkrijgen.
    1. De meerderheid van de media uit de 60-mm plaat met renale segmenten, dat evenwel niet tot gecombineerd en verwijder de renale segmenten verwijderen.
    2. Rusten chirurgische Loupes te visualiseren implantatie van de segmenten.
    3. Schraap het einde van de spatel voorzichtig langs de onderkant van de schotel van 60 mm te verkrijgen van 10-15 segmenten, gelijkmatig verdeeld langs het uiterste puntje van de spatel. Plaats het uiteinde van de spatel zo dicht mogelijk bij de lip van de put waar de SPEC was uitgezaaid.
    4. Gebruik een hemostat-30½-G naald-instrument in de andere hand om elke individuele segment van de spatel tip naar de rand van de put. Voorzichtig omlaag elk segment in de goed met behulp van het uiteinde van de naald tot iets ondergedompeld in de eerder geplaatste cellulaire schorsing.
    5. Cultuur van de renale segment-SPEC in 2:1:1 verhouding van VGV-2/BAVA-2/DMEM medium (2,5 mL volume totaal). Wijzigen voedingsbodems elke 24 h gedurende 3 dagen. De constructies uit de mallen op 72 h verwijderen en herstellen of flash-freeze voor verwerking.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het protocol beschreven produceert ongeveer 50 renale segmenten per piramidale 2 mm3 sectie van renale weefsel. De renale segmenten die zijn verwerkt en beeld hebben buisvormige en glomerulaire componenten in verschillende verhoudingen (Zie Figuur 2). De intact segmenten werden onderworpen aan een test om te bepalen van de levensvatbaarheid van de verschillende segmenten eenmaal elke 24 uur per dag voor drie dagen. Groen-fluorescerende calceïne-AM ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Methoden die worden gebruikt om ingenieur levend renale weefsel constructies sterk uiteen ten aanzien van zowel het type van cellen en biomaterialen gebruikt, en in veel gevallen lopen zijn verouderd of niet goed gekarakteriseerd in de literatuur7. Terwijl velen maken gebruik van benaderingen van de cel van de stam of Recapitulerend afzonderlijke onderdelen van de renale architectuur in isolement, het vooruitzicht van kunstmatig het herscheppen van een gehele orgaan met meer dan 26 verschillende g...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NIH institutionele postdoctorale opleiding Grant, NIH-HL-007260

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Non-fenestrated Sterile FieldBusse Hospital Disposables696
Fenestrated Sterile FieldBusse Hospital Disposables697
Halsted Mosquito Forceps 5 CurvedMiltexMil-7-4"Hemostat" in manuscript
Extra Fine Graefe Forceps, Curved with teethFine Science Tools11155-10Fine forceps met tanden
Extra Fine Graefe Forceps, Serrated (without teeth)Fine Science Tools11152-10Fijne pincet zonder tanden
Fine Scissors - Tungsten CarbideFine Science Tools14568-09Iris schaar
Betadine Surgical Scrub with Pump, Povidone-iodine 7.5%Purdue Products L.P.67618-151-17
Sterile Cotton Gauze Pad (4" x 4")Fisher Healthcare22-415-469
Dulbecco's Phosphate Buffered SolutionCorning21-030-CV
Penicillin/Streptomycin Solution, 100XCorning30-002-Cl
Isoflurane, USPManufacturer: Piramal, Distributor: McKesson2254845
Nair Hair RemoverNair22600-23307Haarverwijderingscrème in tekst
200 Proof EthanolDecon Laboratories2705Verdund tot 70% Ethanol-oplossing
BioLite 60mm Tissue Culture DishThemo-Scientific130181
Press'n SealGlad12587-70441Gebruikt voor Stereoscoop
SZX16 Stereo MicroscopeOlympusSZX16
Fiber Optic IlluminatorCole Parmer41720-20
Self-Supporting Dual-Light Pipe, 23" L GooseneckCole ParmerEW-41720-60
Scalpel Handle #3MiltexMil-4-7
Sterile Rib-Back Carbon Steel Blade, Blade Size 15Bard-Parker371115
31 1/2 Gauge NeedleThermoFisher Scientific14-826FBecton Dickinson 305106
Dulbecco's Modified Eagle's MediumCorning10-017-CV
Fetal Select 100% Bovine SerumAtlas BiologicalsFS-0500-AD
Normal Human Dermal FibroblastsLonzaCC-2511
Human Adipose Microvascular Endothelial CellsSciencell Research Laboratories7200
Surgical Loupes (2.5x)Orascoptic(N/A) Custom Order
FGM-2 (Fibroblast Basal Medium with FGM-2 SingleQuots Added)LonzaCC-3131, CC-4126
EGM-2 (Endothelial Basal Medium with EGM-2 SingleQuots Added)LonzaCC-3156, CC-4176
Live/Dead Viability/Cytotoxicity Kit for Mammalian CellsThermoFisher ScientificL3224
Anti-Cytokeratin-18 AntibodyAbcamab668
Goat anti-Mouse IgG, Alexa Fluor 633ThermoFisher ScientificA-21052
Goat anti-Rabbit IgG, Alexa Fluor 546ThermoFisher ScientificA-11010
Anti-Von Willebrand Factor AntibodyAbcamab6994
Albumin, Fluorescein isothiocyanate ConjugateSigma AldrichA9771-50MG
Hoescht 33342BD Pharmingen561908
Background BusterInnovex BiosciencesNB306

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jha, V., et al. Chronic kidney disease: global dimension and perspectives. Lancet. 382 (9888), London, England. 260-272 (2013).
  2. 2016 USRDS Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States. U.S.R.D. , Available from: https://www.usrds.org/2016/download/v2_ESRD_16.pdf (2016).
  3. Hart, A., et al. OPTN/SRTR 2015 Annual Data Report: Kidney. American journal of transplantation : official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 17, Suppl 1 21-116 (2017).
  4. de Vries, E. F., Rabelink, T. J., van den Hout, W. B. Modelling the Cost-Effectiveness of Delaying End-Stage Renal Disease. Nephron. 133 (2), 89-97 (2016).
  5. Lefebvre, P., Duh, M. S., Mody, S. H., Bookhart, B., Piech, C. T. The economic impact of epoetin alfa therapy on delaying time to dialysis in elderly patients with chronic kidney disease. Disease management : DM. 10 (1), 37-45 (2007).
  6. Mennini, F. S., Russo, S., Marcellusi, A., Quintaliani, G., Fouque, D. Economic effects of treatment of chronic kidney disease with low-protein diet. Journal of renal nutrition : the official journal of the Council on Renal Nutrition of the National Kidney Foundation. 24 (5), 313-321 (2014).
  7. Moon, K. H., Ko, I. K., Yoo, J. J., Atala, A. Kidney diseases and tissue engineering. Methods. 99, San Diego, Calif. 112-119 (2016).
  8. Wobma, H., Vunjak-Novakovic, G. Tissue Engineering and Regenerative Medicine 2015: A Year in Review. Tissue engineering. Part B, Reviews. 22 (2), 101-113 (2016).
  9. Langer, R., Vacanti, J. Advances in tissue engineering. Journal of pediatric surgery. 51 (1), 8-12 (2016).
  10. Jakab, K., et al. Tissue engineering by self-assembly and bio-printing of living cells. Biofabrication. 2 (2), 022001(2010).
  11. Fisher, M. B., Mauck, R. L. Tissue engineering and regenerative medicine: recent innovations and the transition to translation. Tissue engineering. Part B, Reviews. 19 (1), 1-13 (2013).
  12. Stewart, D. E., Garcia, V. C., Rosendale, J. D., Klassen, D. K., Carrico, B. J. Diagnosing the Decades-Long Rise in the Deceased Donor Kidney Discard Rate in the United States. Transplantation. 101 (3), 575-587 (2017).
  13. Mohan, S., et al. The weekend effect alters the procurement and discard rates of deceased donor kidneys in the United States. Kidney international. 90 (1), 157-163 (2016).
  14. Orlando, G., et al. Discarded human kidneys as a source of ECM scaffold for kidney regeneration technologies. Biomaterials. 34 (24), 5915-5925 (2013).
  15. Katari, R., et al. Renal bioengineering with scaffolds generated from human kidneys. Nephron. Experimental nephrology. 126 (2), 119(2014).
  16. Kim, S. S., Park, H. J., Han, J., Choi, C. Y., Kim, B. S. Renal tissue reconstitution by the implantation of renal segments on biodegradable polymer scaffolds. Biotechnology letters. 25 (18), 1505-1508 (2003).
  17. Guimaraes-Souza, N. K., Yamaleyeva, L. M., AbouShwareb, T., Atala, A., Yoo, J. J. In vitro reconstitution of human kidney structures for renal cell therapy. Nephrology, dialysis, transplantation : official publication of the European Dialysis and Transplant Association - European Renal Association. 27 (8), 3082-3090 (2012).
  18. Kelley, R., et al. Tubular cell-enriched subpopulation of primary renal cells improves survival and augments kidney function in rodent model of chronic kidney disease. American journal of physiology. Renal physiology. 299 (5), 1026-1039 (2010).
  19. Czajka, C. A., Drake, C. J. Self-assembly of prevascular tissues from endothelial and fibroblast cells under scaffold-free, nonadherent conditions. Tissue engineering. Part A. 21 (1-2), 277-287 (2015).
  20. Rhett, J. M., Wang, H., Bainbridge, H., Song, L., Yost, M. J. Connexin-Based Therapeutics and Tissue Engineering Approaches to the Amelioration of Chronic Pancreatitis and Type I Diabetes: Construction and Characterization of a Novel Prevascularized Bioartificial Pancreas. Journal of diabetes research. 2016, 7262680(2016).
  21. Al-Awqati, Q., Oliver, J. A. Stem cells in the kidney. Kidney international. 61 (2), 387-395 (2002).
  22. Aboushwareb, T., et al. Erythropoietin producing cells for potential cell therapy. World journal of urology. 26 (4), 295-300 (2008).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Microdissectie van nierweefselsteigerloze constructenprimaire niersegmentenisolatie van muisniertoepassingen van weefselengineeringdissectie met stereoscoopendotheel fibroblastconstructenlevensvatbaarheidsassayalbumine reabsorptievon Willebrand factor

Gerelateerde artikelen