Hier beschrijven we een methode om te scheiden en verrijken van de componenten van de tumor immuun en niet-immuun communicatie in gevestigde subcutane tumoren. Deze techniek maakt het mogelijk voor de afzonderlijke analyse van tumor immuun infiltreren en niet-immuun tumor breuken die uitgebreide karakterisering van de tumor immuun communicatie kunnen toestaan.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Verrijking en karakterisering van de Tumor immuun en niet-immune Microenvironments in gevestigde subcutane lymfkliertest tumoren
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De tumor immuun communicatie (keer) heeft onlangs erkend als een kritische bemiddelaar van solide tumoren, met name voor immuuntherapie antistofrespons behandeling. Recente klinische vooruitgang in immunotherapie wijzen op de noodzaak voor reproduceerbare methoden om nauwkeurig en grondig karakteriseren de tumor en de bijbehorende immuun infiltreren. Tumor enzymatische spijsvertering en flow cytometrische analyse mogelijk globale karakterisering van talrijke immuun cel subsets en fenotypen; grondigheid van de analyse wordt echter vaak beperkt door fluorophore beperkingen op het deelvenster Ontwerp en de noodzaak om het verwerven van grote tumor monsters te observeren van zeldzame immuun populaties van belang. Zo hebben we een effectieve en hoge doorvoer-methode voor het scheiden en verrijken van de tumor immuun infiltreren van de niet-immuun tumor componenten ontwikkeld. De beschreven tumor spijsvertering en centrifugaal dichtheid gebaseerde scheiding techniek kunt afzonderlijke karakterisering van de tumor en tumor immuun infiltreren breuken behoudt cellulaire levensvatbaarheid en biedt dus een globale karakterisering van de tumor immunologische staat. Deze methode werd gebruikt voor het karakteriseren van de uitgebreide ruimtelijke immuun heterogeniteit in stevige tumors, die verder de noodzaak voor consistente hele tumor immunologische profiling technieken toont. Over het geheel genomen, deze methode biedt een effectieve en flexibele techniek voor de karakterisering van immunologische van subcutane solide lymfkliertest tumoren; als zodanig, deze tool kan worden gebruikt om beter karakteriseren de tumoraal immunologische functies en in de preklinische evaluatie van roman immunotherapeutische strategieën.
Inleiding
De onderdrukkende tijd is onlangs erkend als een stempel van kanker, en is bekend om te spelen een belangrijke rol in de ontwikkeling, progressie en bescherming van de solide tumor kankers, evenals verzachten van hun gevoeligheid voor immunotherapie1. De tijd is samengesteld uit tal van cellulaire deelverzamelingen en fenotypen, die allemaal kritisch inzicht geven in de immunologische toestand van de tumor. Deze immunologische deelverzamelingen kunnen verder worden gelaagde in cellen van lymfocyt of myeloïde oorsprong, die tezamen het merendeel van de aangeboren en adaptieve immuunresponsen2,3 vormen. Recente ontwikkelingen op het gebied van kanker immunotherapie is gebleken dat immunotherapeutische strategieën (dat wil zeggen, immuun checkpoint remmers, chimeer antigeen receptor T-cellen, enz.) het potentieel hebben voor het opwekken van duurzame kanker regressies; ze blijven echter relatief inefficiënt in4,5van de kankers van de stevige tumor. Talrijke groepen de kritische hindernis hebben aangetoond dat de tijd op de behandeling succes6,7 spelen kunt, en er dus een noodzaak om te nauwkeurig evalueren nieuwe immuuntherapie in de pre-klinische setting blijft, specifiek gericht op hun mogelijkheid om te moduleren of de tijd8overwinnen.
Huidige inspanningen te karakteriseren van de tijd meestal gebruiken beide microscopie of stroom cytometry samen met antilichaam labeling van strategieën om immuun cellulaire deelverzamelingen en hun functies9,10te identificeren. Deze twee strategieën informeren uniek verschillende, zoals microscopie ruimtelijke waardering van cellulaire deelverzamelingen kunt en stroom cytometry hoge doorvoer en bredere kwantificering van cellulaire veranderingen biedt. Ondanks de recente verbeteringen in fluorescerende multiplex immunohistochemistry optimaliseren van spectrale imaging systemen, die nu kunnen maximaal 7 parameters worden ondersteund, beperkte deelvenster grootte bemoeilijkt brede niveau immuun profilering en deze techniek is dus vaak gereserveerd voor meer gerichte analyses. Dientengevolge, blijft stroom cytometry een van de meest gebruikte immuun profilering technieken. Ondanks het wijdverbreide gebruik in tijd karakterisering zijn de methoden die worden gebruikt voor het verwerken en kleuring heel variabel. Vaakst protocollen gebruiken een tumor distantiëren van enzym (dat wil zeggen, collagenases, DNase, etc.) en handmatige dissociatie methoden om eencellige schorsingen, gevolgd door antilichaam kleuring en analyse7. Ondanks de voordelen van elke methode, hebben talrijke groepen aangetoond de uitgebreide variabiliteit die kan worden opgewekt door middel van deze technieken-11. Dit maakt vergelijkingen van de Kruis-studie van tumor communicatie profilering uiterst moeilijk, zelfs bij de beoordeling van de dezelfde lymfkliertest tumor-model. Bovendien, deze methoden bieden beperkte mogelijkheden te evalueren van de cellulaire tumor en tumor immuun infiltreren componenten onafhankelijk, aangezien beide componenten worden afgewisseld na vertering. Monster hoeveelheid beperkt dan multi panel kleuring en analyse, die een groot probleem wordt wanneer u probeert te karakteriseren van zeldzame immunologische deelverzamelingen (dat wil zeggen, tumor-specifieke T-cellen)12. Meer recente technieken zoals massa cytometry of cytometry van de tijd van de vlucht (CyTOF), voldoende hoge-dimensionale fenotypische analyse van cellulaire deelverzamelingen met sommige systemen ondersteunen panel ontwerpen van meer dan 42 onafhankelijke parameters13. Ondanks de enorme kracht van CyTOF technologie in immuun profilering, blijft het beperkt vanwege de kosten, de deskundigheid van de analyse en de toegang tot de apparatuur. Bovendien, vele CyTOF protocollen adviseren zuivering van immuun deelverzamelingen om signal-to-noise verhouding14, en dus we suggereren dat onze verrijking methode kan worden gebruikt voor CyTOF analyse ter verbetering van de kwaliteit van de gegevens.
Hierin beschrijven we een tumor communicatie spijsvertering en analyse methode waarin tumor immuun infiltreren scheiding. Het doel van deze methode is dat de onafhankelijke high-throughput profilering van de tumor immuun infiltreren en tumor cellulaire breuken voor bredere karakterisering van de communicatie van de tumor. Met behulp van deze methode, wij verder laten zien het belang van het uitvoeren van de analyse van de hele tumor, zoals een subcutane solide tumor model bleek te hebben belangrijke immunologische tot ruimtelijke heterogeniteit. Over het geheel genomen, deze methode kan nauwkeuriger en consequent vergelijken tussen monsters omdat het verrijkt voor immuun cellulaire subsets binnen de tumor en voorziet in onafhankelijke profilering van de cel van de tumor en immuun breuken van een tumor.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle methoden die hier worden beschreven zijn goedgekeurd door de institutionele Animal Care en gebruik Comité (IACUC) van Baylor College of Medicine.
1. tumor oogst en spijsvertering
Opmerking: De tijd die nodig is voor de oogst is ~ 3-5 min/tumor, en de tijd die nodig is voor de verwerking is ~ 1 h + 2-3 min/tumor.
- Muizen euthanaseren kooldioxide na inademing en spray elke muis omlaag met 70% ethanol voordat de oogst om te voorkomen dat haar besmetting. Chirurgisch verwijderen van subcutane tumoren uit de muizen en ervoor zorgen dat de tumoren gratis van alle contaminerende weefsel (dat wil zeggen, haren, huid, buikvlies, enz.). Elke tumor in 1.8 mL basis RPMI-1640 media zonder foetale runderserum (FBS) in een 24-well plaat plaatsen. Voor grotere oogsten, houd platen koud op ijs te behouden van cellulaire levensvatbaarheid.
Opmerking: Als steriliteit vereist is, alle tumor dissecties zal moeten worden uitgevoerd in een kabinet met steriele chirurgische instrumenten (dat wil zeggen, schaar, pincet, enz.), alsmede verdere stappen inzake bioveiligheid. Tumoren met de langste diameter tussen 0,5 - 1 cm zijn optimaal en groter of kleiner tumoren vergt schalen van reagentia. - Gebruik schaar te snijden de tumoren in minder dan 1 mm3 stuks binnen elk putje.
- Een 10 x spijsvertering cocktail bereiden door ontbinding collagenase ik op 10 mg/mL, collagenase IV op 2.500 U/mL, en DNase ik bij 200 U/mL in basis RPMI-1640 media (zonder FBS).
Opmerking: De spijsvertering cocktail kan worden een dag van tevoren bereid en opgeslagen bij-20 ° C; langdurige opslag wordt echter niet aanbevolen, omdat enzymen activiteit na verloop van tijd eens ontbonden verliest. - Voeg 200 µL van 10 x dissociatie cocktail met collagenase I, collagenase IV en DNase ik aan elk putje met de 1 mm3 stuks.
- Toestaan dat de monsters te verteren gedurende 1 uur bij 37 ° C terwijl licht schudden bij 60-100 rpm met behulp van een shaker orbitale plaat.
Opmerking: De hoogte van temperatuur tot 37 ° C gedurende de enzymatische spijsvertering kan veroorzaken immuun cel activatie. - Na 1 uur, de reactie te neutraliseren door toevoeging van 1 mL van RPMI-1640 media aangevuld met 5% FBS en 2 mM EDTA aan elk putje.
- Pipetteer de spijsvertering van de tumor en de resterende tumor stukken in een 40 µm cel zeef zit op de top van een centrifuge-tube van 50 mL.
Opmerking: Knippen de tip off van een 1 mL pipet tip voor gemakkelijker doorgifte van de tumor vertering naar de zeef. - Gebruik een 10 mL spuit zuiger om mechanisch gedesag de tumor stukken door de zeef. Regelmatig spoelen de zeef met 2 mL aangevuld RPMI-1640 media (met 5% FBS) en herhaal tot de cel zeef duidelijk van tumor is.
Opmerking: Ongeveer 4-10 mL totale media toereikend te zijn om voldoende spoel de zeef van tumor.
Opmerking: Leg monsters op ijs totdat deze stap is voltooid voor alle monsters voor het behoud van cellulaire levensvatbaarheid. - Elke 50 mL centrifugebuis aan de media RPMI-1640 aangevuld met hetzelfde volume aanpassen.
Opmerking: De aanpassing van het volume is van cruciaal belang voor het balanceren van de centrifuge. Deze stap overslaan kan resulteren in centrifuge schade of lichamelijk letsel. - Centrifugeer de schorsingen van de cel (805 x g, 5 min, 4 ° C), gooi het supernatant en resuspendeer in 2 mL zuiver aangevuld RPMI-1640 media.
Opmerking: Een cel aggregaat kan vormen na het centrifugeren dat moeilijk te resuspendeer. Gebruik een serologische Pipetteer 5 mL en meng snel te breken voordat u verdergaat.
2. scheiding van immuun- en Tumor cellulaire breuken
Opmerking: De tijd die nodig is voor deze stap is ongeveer 1 uur.
- Voeg 3 mL van de kleurovergang medium dichtheid aan de onderkant van een centrifugebuis 15 mL. Bereiden en label genoeg buizen voor elke tumor.
- De 2 mL celsuspensie tumor op de top van het medium dichtheid kleurovergang door pipetteren langzaam langs de zijkant van de buis om te voorkomen dat het mengen van de twee lagen laag.
- Zorgvuldig plaats de gelaagde buizen in de centrifuge en spin voor 20 min op 805 x g, 20 ° C, met geen rem.
Opmerking: Het is uitermate belangrijk om te controleren juiste balanceren en te waarborgen dat geen rem wordt gebruikt tijdens het centrifugeren. Verstoring van dit proces zal resulteren in het mengen van de laag en het herstel van de totale steekproef moeilijk zal zijn. - Zorgvuldig overbrengen de tumor infiltreren leukocyten (TIL) laag en de media van de bovenste laag om een nieuwe tube van 15 mL met behulp van een precisiepipet overdracht. Verwijderen van alle resterende kleurovergang medium dichtheid en resuspendeer de pellet tumor aan de onderkant van de buis in 2 mL zuiver aangevuld RPMI-1640.
Opmerking: Na het centrifugeren zal er vier zichtbare lagen van boven naar beneden die respectievelijk overeenkomen met: media, TILs, kleurovergang medium dichtheid en tumor cel pellet. Zie Figuur 2A voor een voorbeeld van de verschillende lagen. - Centrifugeer beide de TIL en tumor monsters in aparte buizen (5 min, 805 x g, 4 ° C) en verwijder het supernatant.
- Resuspendeer de TIL monster in 200 µL en de tumor pellet in 2 mL zuiver aangevuld RPMI-1640 media. Houd op ijs te behouden van de levensvatbaarheid.
3. plating en kleuring
Opmerking: De tijd die nodig is voor de plating is 30 s/tumor; de tijd die nodig is voor het oppervlak vlekken is 1 h; de tijd die nodig is voor de intracellulaire vlekken is 40 min; de tijd die nodig is voor stroom cytometry analyse 1 is - 4 min/tumor.
- Bereiden en label een 96-Wells U-bodem plaat voor elke immuun kleuring paneel en een extra plaat voor cel telt.
Opmerking: Normaal gesproken drie platen zijn bereid in totaal: een deelvenster lymfocyt gerichte plaat, een plaat myeloïde gerichte paneel en een cel tellen plaat. - Aliquot de eencellige schorsingen in elk van de kleuring van het deelvenster platen en een ingestelde geluidsvolume in de graaf-plaat.
Opmerking: De graaf plaat wordt gebruikt voor het berekenen van het totale aantal cellen toegevoegd aan elk kleuring paneel, waardoor nauwkeurige cel bevolking graven. Een cytometer van de stroom met 96-wells-plaat bemonsterings- en analysemethoden volumetric mogelijkheden bieden het aantal cellen per µL in elk monster, en daarom, bereken het aantal cellen toegevoegd aan elke kleuring deelvenster. Graaf platen kunnen worden verworven de volgende dag na fixatie 's nachts bij 4 ° C, spoelen met FACs buffer (met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) met 2% FBS), en resuspending in een vastgestelde hoeveelheid FACs buffer. - Het wassen van de cellen tweemaal met 200 µL van Dulbecco fosfaatgebufferde zoutoplossing (DPBS) per monster door centrifugeren (5 min, 805 x g, 4 ° C) en het supernatant tussen elke spoelen om elke vrije FBS te verwijderen.
- Voeg 50 µL van Fc blok, meng de monsters met behulp van een precisiepipet multi-kanaals en incubeer gedurende 20 min bij 4 ° C.
- Voeg 50 µL van 2 x geconcentreerd extracellulaire targeting antilichaam en corrigeerbare levensvatbaarheid vlek mengsel, mix met behulp van een precisiepipet multi-kanaals en incubeer gedurende 30 min. in het donker bij RT of 4 ° C.
Opmerking: De exacte kleuring voorwaarden voor het antilichaam afhankelijk van de instructies van de fabrikant. Alle kleuring verdunningen moet in DPBS, met geen toegevoegde FBS ter voorkoming van de verzadiging van de kleurstof corrigeerbare levensvatbaarheid. Raadpleeg de Tabel van materialen/uitrusting voor de optimale verdunningen van hettoezichtpanel kleuring gebruikt in dit manuscript. Antilichaam en corrigeerbare levensvatbaarheid kleurstofoplossing is bereid met een concentratie van 2 x te verstrekken een uiteindelijke 1 x kleuring concentratie in 100 µL van totale kleuring volume wanneer toegevoegd aan het Fc-blok. - Het wassen van de monsters tweemaal met FACs buffer door centrifugeren (5 min, 805 x g, 4 ° C) en het supernatant tussen elke spoel te verwijderen.
- Resuspendeer in 200 µL 1 x fixatie/permeabilization oplossing en na een nacht bebroeden bij 4 ° C beschermd tegen licht.
Opmerking: Het experiment kan worden onderbroken 's nachts op dit punt: monsters bij 4 ° C beschermd tegen het licht houden. - De volgende dag, centrifugeren van de platen (805 x g, 5 min, 4 ° C) en verwijder het supernatant.
- Spoel eenmaal met 200 µL van 1 x permeabilization buffer, centrifuge (5 min, 805 x g, 4 ° C), en verwijder het supernatant.
- Voeg 100 µL van 1 x geconcentreerd intracellulaire antilichaam kleuring paneel bereid in 1 x permeabilization buffer en incubeer gedurende 30 min. in het donker bij RT of 4 ° C (dit hangt kleuring aanbevelingen van de fabrikant).
- Spoel na met 1 x permeabilization buffer (5 min, 805 x g, 4 ° C), verwijder het supernatant en spoelen een tweede keer met FACs buffer (PBS met 2% FBS).
- Resuspendeer de monsters in 300 µL van FACs buffer (PBS met 2% FBS), het overbrengen van de monsters naar stroom cytometry buizen, en stroom cytometry analyses uit te voeren.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Onze resultaten tonen aan dat het aanzienlijke voordeel van TIL scheiding van niet-immune tumor componenten, zoals uiteengezet in het protocol. Bovendien, met behulp van de beschreven methode we de belangrijke immunologische heterogeniteit van gevestigde stevige tumors laten zien.
Een significant probleem met vele tumor dissociatie technieken is het verlies van levensvatbaarheid van de steekproef, meestal als gevolg van harde sp...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De tijd is samengesteld uit diverse en complexe cellulaire componenten en moleculen. Recent bewijs suggereert dat nauwkeurige karakterisering van deze omgeving kan zorgen voor een beter begrip van de behandeling succes of mislukking, en kan zelfs helpen bij het identificeren van de mechanismen van therapeutische resistentie. Bijvoorbeeld, kan toenemende intratumoral van verschillende immunosuppressieve cellen (dat wil zeggen, MDSCs, regulatoire T-cellen, enz.) verzachten effector immuunresponsen en trek...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
JMN erkent financiële steun van het National Institute of General Medical Sciences (T32GM088129) en het nationale Instituut van Dental & craniofaciale onderzoek (F31DE026682) die zowel van de National Institutes of Health. De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijk de officiële standpunten van de National Institutes of Health. Dit project was het ook ondersteund door het Cytometry en de cel Sorteren kern aan Baylor College of Medicine met financiële steun van de NIH (P30 AI036211 P30 CA125123 en S10 RR024574) en de deskundige hulp van Joel M. Sederstrom.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 6 tot 12 weken oude mannelijke C57BL/6 muizen | Jackson Laboratory | N/A | Muizen gebruikt in onze tumorstudies |
| MEER Murine Syngeneic Kanker Cell line | Verkregen van medewerker | N/A | E6/E7 HPV antigeen expresserende muis tonsillaire epitheelkanker cellijn |
| 70% isopropyl alcohol | EMD Milipore | PX1840 | |
| Murine chirurgisch gereedschapskit | World Precision Instruments | MOUSEKIT | Primair alleen schaar, pincetten en een scalpel nodig. |
| 24-well plate | Denville Scientific Inc. | T1024 | Of elke 24-well platte bodem plate. |
| RPMI-1640 media | Sigma-Aldrich | R0883 | |
| Collagenase I | EMD Milipore | 234153 | |
| Collagenase IV | Worthington Biochemical Corporation | LS004189 | |
| DNase I | Sigma-Aldrich | 11284932001 | |
| Low Speed Orbital Shaker | BioExpress (leverancier: Genemate) | S-3200-LS | Of elke orbitale shaker. |
| Thermoregulerende incubator | Fisher Scientific | 13-255-27 | Of elke andere thermo-gereguleerde incubator |
| FBS | Sigma-Aldrich | F8192 | |
| EDTA | AMRESCO | E177 | |
| 1 mL Pipet en tips | Eppendorf | 13-690-032 | Of elke andere pipet en tips |
| 40 µm Cell Strainers | Fisher Scientific | 22363547 | |
| 50 mL Centrifuge Tubes | Denville Scientific Inc. | C1062-P | |
| 15 mL Conical Tubes | Denville Scientific Inc. | C1012 | |
| 10 mL Luer-Lok Spuit zonder naalden | BD | 309604 | |
| Lymphoprep Dichtheidsgradiënt Medium | STEMCELL Technologies | 7811 | |
| Transfer Pipetten | Denville Scientific Inc. | P7212 | |
| 96-well U-bottom platen | Denville Scientific Inc. | ||
| DPBS | Sigma Aldrich | D8573 | |
| FoxP3 Transcriptie Factor Kleuring Buffer Set | ThermoFisher Scientific | 00-5523-00 | Fix/Permeabilisatie Buffer en Permeabilisatie Buffer |
| Thermogereguleerde Centrifuge | Eppendorf | 5810 R | |
| Attune NxT Flow Cytometer | ThermoFisher Scientific | N/A | Voor 96-well cellen volumetrisch tellen |
| Gezuiverde Rat Anti-Muis CD16/CD32 (Muis BD Fc Block) Clone 2.4G2 | ThermoFisher Scientific | 553141 | Fc Block |
| LIVE/DEAD Fixable Blue Dead Cell Stain Kit, voor UV excitatie | ThermoFisher Scientific | L34962 | Fixable levensvatbaarheidskleuring |
| CD45 Monoklonaal Antilichaam (30-F11), APC-eFluor 780 | ThermoFisher Scientific | 47-0451-80 | |
| TCR beta Monoklonaal Antilichaam (H57-597), APC | ThermoFisher Scientific | 17-5961-82 | |
| CD8-α Antilichaam (KT15), PE | Santa Cruz Biotechnology | sc-53473 | |
| CD4 Monoklonaal Antilichaam (GK1.5), PE-Cyanine5 | ThermoFisher Scientific | 15-0041-81 | |
| MHC Klasse II (I-A/I-E) Monoklonaal Antilichaam (M5/114.15.2), Alexa Fluor 700 | ThermoFisher Scientific | 56-5321-82 | |
| CD11c Monoklonaal Antilichaam (N418), PE-Cyanine5 | ThermoFisher Scientific | 15-0114-82 | |
| F4/80 Monoklonaal Antilichaam (BM8), eFluor 450 | ThermoFisher Scientific | 48-4801-80 | |
| CD11b Monoklonaal Antilichaam (M1/70), APC | ThermoFisher Scientific | 17-0112-81 | |
| Ly-6G (Gr-1) Monoklonaal Antilichaam (RB6-8C5), PE | ThermoFisher Scientific | 12-5931-82 | |
| CD274 (PD-L1, B7-H1) Monoklonaal Antilichaam (MIH5), PE-Cyanine7 | ThermoFisher Scientific | 25-5982-80 | |
| CD273 (B7-DC) Monoklonaal Antilichaam (122), PerCP-eFluor 710 | ThermoFisher Scientific | 46-9972-82 | |
| Ki-67 Monoklonaal Antilichaam (B56), BV711 | BD Biosciences | 563755 |
Referenties
- Fouad, Y. A., Aanei, C. Revisiting the hallmarks of cancer. American Journal of Cancer Research. 7 (5), 1016-1036 (2017).
- Gajewski, T. F., Schreiber, H., Fu, Y. -X. Innate and adaptive immune cells in the tumor microenvironment. Nature Immunology. 14 (10), 1014-1022 (2013).
- Whiteside, T. L. The tumor microenvironment and its role in promoting tumor growth. Oncogene. 27 (45), 5904-5912 (2008).
- Chiou, V. L., Burotto, M. Pseudoprogression and Immune-Related Response in Solid Tumors. Journal of Clinical Oncology. 33 (31), 3541-3543 (2015).
- Menon, S., Shin, S., Dy, G. Advances in Cancer Immunotherapy in Solid Tumors. Cancers. 8 (12), 106(2016).
- Denkert, C., et al. Tumor-Associated Lymphocytes As an Independent Predictor of Response to Neoadjuvant Chemotherapy in Breast Cancer. Journal of Clinical Oncology. 28 (1), 105-113 (2010).
- Lee, Y., et al. Therapeutic effects of ablative radiation on local tumor require CD8+ T cells: changing strategies for cancer treatment. Blood. 114 (3), 589-595 (2009).
- Stakheyeva, M., et al. Role of the immune component of tumor microenvironment in the efficiency of cancer treatment: perspectives for the personalized therapy. Current Pharmaceutical Design. 23, (2017).
- Gerner, M. Y., Kastenmuller, W., Ifrim, I., Kabat, J., Germain, R. N. Histo-Cytometry: A Method for Highly Multiplex Quantitative Tissue Imaging Analysis Applied to Dendritic Cell Subset Microanatomy in Lymph Nodes. Immunity. 37 (2), 364-376 (2012).
- Bayne, L. J., Vonderheide, R. H. Multicolor Flow Cytometric Analysis of Immune Cell Subsets in Tumor-Bearing Mice. Cold Spring Harbor Protocols. 2013 (10), (2013).
- Goodyear, A. W., Kumar, A., Dow, S., Ryan, E. P. Optimization of murine small intestine leukocyte isolation for global immune phenotype analysis. Journal of Immunological Methods. 405, 97-108 (2014).
- Casadevall, A., Fang, F. C. Rigorous Science: A How-To Guide. mBio. 7 (6), 01902-01916 (2016).
- Yao, Y., et al. CyTOF supports efficient detection of immune cell subsets from small samples. Journal of Immunological Methods. 415, 1-5 (2014).
- Kay, A. W., Strauss-Albee, D. M., Blish, C. A. Application of Mass Cytometry (CyTOF) for Functional and Phenotypic Analysis of Natural Killer Cells. Methods Mol. Biol. 1441, 13-26 (2016).
- Pachynski, R. K., Scholz, A., Monnier, J., Butcher, E. C., Zabel, B. A. Evaluation of Tumor-infiltrating Leukocyte Subsets in a Subcutaneous Tumor Model. Journal of Visualized Experiments. (98), (2015).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
