Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Oliezuur-injectie bij varkens als een Model voor Acute Respiratory Distress Syndrome

9.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/57783

⸱

26 oktober 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University

In dit artikel

Samenvatting

In dit artikel presenteren we een protocol om acute long letsel bij varkens door centraal-veneuze injectie van oliezuur. Dit is een gevestigde dierlijk model voor het bestuderen van de acute respiratory distress syndrome (ARDS).

Samenvatting

De acute respiratory distress syndrome is een ziekte van de relevante reanimatie met een incidentie variërend tussen 2,2% en 19% van de patiënten van de intensive care afdeling. Ondanks behandeling vooruitgang in de afgelopen decennia lijden ARDS patiënten nog steeds sterftecijfers tussen 35 en 40%. Er is nog behoefte aan verder onderzoek ter verbetering van de uitkomst van patiënten die lijden aan ARDS. Een probleem is dat geen enkel dier model de complexe pathomechanism van de acute respiratory distress syndrome nabootsen kan, maar verschillende modellen bestaan om te bestuderen van de verschillende delen van het. Oliezuur injectie (OAI)-geïnduceerde long letsel is een reeds lang gevestigde model voor het bestuderen van ventilatie strategieën, Long mechanica en ventilatie/perfusie distributie in dieren. OAI leidt tot ernstig verminderde gasuitwisseling, aantasting van longen mechanica en verstoring van de alveolo-capillair barrière. Het nadeel van dit model is de controversiële mechanistische relevantie van dit model en de noodzaak voor centraal veneuze toegang, die vooral in kleinere diermodellen is uitdagend. In samenvatting, OAI-geïnduceerde long letsel leidt tot reproduceerbare resultaten in kleine en grote dieren en vandaar vertegenwoordigt een geschikt model voor het bestuderen van ARDS. Verder onderzoek is echter noodzakelijk om te vinden van een model dat alle delen van ARDS nabootst en mist de problemen in verband met de verschillende modellen bestaande vandaag.

Inleiding

De acute respiratory distress syndrome (ARDS) is een reanimatie-syndroom dat uitvoerig sinds zijn eerste beschrijving ongeveer 50 jaar geleden onderzocht is1. Deze hoeveelheid onderzoek heeft geleid tot een beter begrip van de pathofysiologie en de ontwikkeling van ARDS wat resulteert in verbeterde patiëntenzorg en resultaat2,3veroorzaakt. De mortaliteit bij patiënten die lijden aan ARDS blijft echter zeer hoog met ongeveer 35-40%4,5,6. Het feit dat ongeveer 10% van de ICU admissions en 23% van de ICU-patiënten die behoefte hebben aan mechanische ventilatie is te wijten aan ARDS onderstreept de relevantie voor verder onderzoek op dit gebied.

Dierlijke modellen worden veel gebruikt in onderzoek pathofysiologische veranderingen en potentiële behandelmodaliteiten voor verschillende soorten ziekten te onderzoeken. Als gevolg van de complexiteit van ARDS is er geen enkel dierlijk model na te bootsen van deze ziekte, maar verschillende modellen vertegenwoordigen verschillende aspecten7. Een reeds lang gevestigde model is oliezuur injectie (OAI)-geïnduceerde long letsel. Dit model is gebruikt in een breed scala van dieren, met inbegrip van muizen8, ratten9, varkens10,11van de honden en schapen12. Oliezuur is een onverzadigd vetzuur en de meest voorkomende vetzuren in het lichaam van gezonde mensen13. Het is aanwezig in menselijk plasma, celmembranen en vetweefsel13. Fysiologisch, is het gebonden aan albumine terwijl het gebeurt via de bloedbaan13. Verhoogde niveaus van vetzuren in de bloedstroom worden geassocieerd met andere pathologieën en de ernst van sommige ziekten correlaten met serum vetzuur niveaus13. De oliezuur ARDS-model werd ontwikkeld in een poging om te reproduceren ARDS veroorzaakt door lipide embolie zoals gezien in trauma patiënten14. Oliezuur heeft directe gevolgen voor aangeboren immuun receptoren in de longen13 en triggers neutrofiele accumulatie15, inflammatoire mediator productie16en cel dood13. Fysiologisch, induceert oliezuur snel vordert hypoxemia, toename van de pulmonaire arteriële druk en accumulatie van extravascular Long water. Bovendien, het induceert arteriële hypotensie en myocard depressie7. De nadelen van dit model zijn de noodzaak centraal veneuze toegang, de twijfelachtige mechanistische relevantie en de potentieel dodelijke vooruitgang veroorzaakt door de snelle hypoxemia en cardiale depressie. Het voordeel van dit model in vergelijking met andere modellen is de bruikbaarheid in kleine en grote dieren, de geldige reproduceerbaarheid van de pathofysiologische mechanismen in ARDS, de acuut begin van ARDS na injectie van oliezuur, en de mogelijkheid om te studeren geïsoleerd ARDS zonder systemische ontstekingen zoals in modellen vele andere sepsis7. In het volgende artikel, we geven een gedetailleerde beschrijving van de Long oliezuur-veroorzaakte schade bij varkens en representatieve gegevens verstrekken om te karakteriseren de stabiliteit van de compromissen in longfunctie. Er zijn verschillende protocollen voor OAI-geïnduceerde long letsel. Het protocol geboden vermag hier betrouwbaar veroorzaken acute long letsel.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven die hier beschreven zijn goedgekeurd door de Commissie van de institutionele en nationale dierenverzorgers (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Duitsland; goedkeuringsnummer G14-1-077) en werden uitgevoerd overeenkomstig de richtsnoeren van de Europese en Duitse samenleving van laboratorium dierwetenschappen. De experimenten werden uitgevoerd in narcose mannelijke varkens (sus scrofa domestica) 2-3 maanden oud, van 27-29 kg.

1. anesthesie, intubatie en mechanische ventilatie

  1. Het onthouden van voedsel voor 6 h voor de anesthesie te verminderen het risico op aspiratie maar gratis toegang tot water om stress te verminderen.
  2. Voor sedatie, injecteren een combinatie van Ketamine (4 mg kg-1) en Azaperone (8 mg kg-1) in de nek of de gluteos spier van het varken met een naald voor intramusculaire injectie (20 G) terwijl het dier in de dierlijke vak is.
    Let op: Gebruik handschoenen bij het werken met het dier.
  3. Voeg perifere veneuze katheter (20 G) in een ader van het oor na lokale desinfectie met alcohol.
  4. Injecteren van fentanyl (4 µg kg-1), propofol (3 mg kg-1) en atracurium (0.5 mg kg-1) intraveneus voor de inductie van de anesthesie.
  5. Wanneer het varken stopt met ademen, plaatst u deze in liggende positie op de brancard en het immobiliseren met pleisters.
  6. Beginnen met de monitoring van de perifere zuurstof saturatie (SpO2) door de sensor op een van de oren of de staart van het dier.
  7. Ventileer het varken met een masker voor ventilatie honden, maat 2, met een peak inspiratory druk onder 20 cm H2O, een positief einde expiratoire druk (STIEKEM) van 5 cm H2O, een respiratoire tarief van 14-16 /min en een breuk inspiratory zuurstof (FiO2) voor 1.0.
  8. Start van een continue infusie met evenwichtige elektrolyt oplossing (5 mLkg-1 h-1), propofol (8-12 mg kg-1 h-1) en fentanyl (0,1-0,2 mg kg-1 h-1) te handhaven van de verdoving.
  9. Voor de intubatie, bereiden een gemeenschappelijk endotracheale buis geschikt is voor het dier (bv., gewicht van 25-30 kg, endotracheale buis inwendige diameter (ID) 6-7 mm) gewapend met Endotracheale tube introducer en een gemeenschappelijk Laryngoscoop met een Macintosh Blade 4.
    Opmerking: Twee mensen nodig zijn voor de intubatie.
  10. Persoon 1: Trek de tong met de ene hand en drukt u op de snuit dorsally met de andere.
  11. Persoon 2: Laryngoscoop invoegen en vooraf het zoals gewoonlijk totdat het strotklepje in zicht komt.
  12. Trek de Laryngoscoop ventrally om te visualiseren van de stembanden.
    Opmerking: Soms het strotklepje "stokken" aan het zachte van de Palts. In dit geval, om het met het uiteinde van de buis te mobiliseren.
  13. Plaats de buis door de stembanden en de introducer uitlichten.
  14. Blokkeren de manchet van de buis met een spuit met 10 mL lucht.
  15. Sluit de buis aan de ventilator.
  16. Neem contact op voor de juiste positionering van de buis door regelmatige uitademen van kooldioxide (CO2) met capnography en gelijke ventilatie van beide longen met auscultatie.
  17. Start van de mechanische ventilatie (ademhalingsvolume 6-8 mL/kg, positieve GLUREN 5 cm H20, FiO2 te houden van perifere zuurstof verzadiging (SpO2) tussen 94-98%17, respiratoire tarief te houden einde getijde druk van kooldioxide (etCO 2) tussen de 35 – 45 mmHG).

2. instrumentation

  1. De achterpoten met pleisters te rekken de huid boven de femorale gebied voor catheterizing noodzakelijk vaartuigen worden ingetrokken.
  2. Bereid een 5 mL-spuit een 10 mL spuit, een Seldinger in de naald, 3 introducer omhulsels (5 Fr, 6 Fr, 8 Fr) met guidewires, een centraal veneuze katheter met 3 poorten (7 Fr, 30 cm) met guidewire en een longslagader katheter (7,5 Fr, 110 cm).
  3. Royaal Desinfecteer de femorale gebied met huid ontsmettingsmiddel een veeg beneden techniek toe te passen.
  4. Volledig vullen de katheters met zoutoplossing.
  5. Plaats de echografie-sonde op de juiste inguïnale ligament en scannen voor femoral vaartuigen.
  6. Zet de sonde 90° om de femorale slagader in de lengteas volledig te visualiseren.
  7. Cannulate juiste femorale slagader onder in-line echografie visualisatie met de Seldinger de naald.
    Opmerking: Er zijn verschillende manieren om vasculaire toegang met of zonder echografie te krijgen. Echografie-geleide vasculaire cannulation is niet nodig voor dit model.
  8. Wanneer pulserende helder bloed stromen uit, voeren de begeleiding draad en intrekken van de naald.
  9. Visualiseer de femorale ader en cannulate van de ader onder in-line echografie visualisatie en de continue ambitie met de naald.
  10. Wanneer het veneuze bloed is aspirable, koppel de spuit en steek de draad van de begeleiding.
  11. Intrekken van de naald.
  12. Controleer de positie van de draden met echografie.
  13. Invoegen van de arteriële introducer schede (5 Fr) en Centraal veneuze katheter met behulp van de Seldingertechniek (voor details over de Seldingertechniek, verwijzen naar gepubliceerde methode18).
  14. Herhaal de arteriële en veneuze punctie aan andere kant en invoegen de introducer omhulsels met behulp van Seldinger´s techniek, zoals hierboven beschreven (slagader 6 Fr, ader 8 Fr).
  15. Sluit de arteriële introducer schede en Centraal veneuze katheter aan een transducer systeem geschikt is voor de bewakingsapparatuur.
  16. Kalibreren van de invasieve monitoring tegen sfeer (nul) door de drie-weg-kranen in de atmosfeer te openen en druk op nul alle op de monitor.
  17. Draai de drie-weg-kranen terug voor het meten van hemodynamica.
  18. Beginnen met de monitoring hemodynamiek.
  19. Plaats alle druk transducers op het hoogtepunt van het juiste atrium.
  20. Overschakelen van de infusie van propofol (8-12 mg kg-1 h-1) en fentanyl (0,1-0,2 mg kg-1 h-1) op een van de poorten van de Centraal veneuze lijn te handhaven van de verdoving.

3. ultrasnelle meting van gedeeltelijke zuurstof druk (pO2)

Opmerking: De meting van pO2 met de sonde voor ultrasnelle pO2-meting is niet verplicht, maar helpt de real-time wijzigingen in pO2 visualiseren.

  1. Open software NeoFox viewer en klik op Opties.
  2. Kies het tabblad kalibratie en klik op de knop Open kalibratie .
  3. Kies kalibratie bestand en klik op openen en downloaden.
  4. Bevestig het pop-upvenster door op Jate klikken.
  5. Open de dialoog van Opties .
  6. Kies het tabblad kalibratie en klikt u op één punt kalibratie.
  7. Voer 21% op het gebied van zuurstof en de temperatuur op het gebied van temperatuur.
  8. Klik op Gebruik huidige Tau en downloaden. Bevestig daarna het pop-upvenster door op Jate klikken.
  9. Plaats de sonde voor ultrasnelle metingen van pO2 tot en met de linker arteriële introducer schede.

4. INVOEGEN LONGSLAGADER KATHETER

  1. Controleer de ballon van de katheter longslagader voor schade.
  2. Sluit aan op de transducer systeem geschikt is voor de bewakingsapparatuur.
  3. Kalibreer de pulmonaire arteriële druk controle tegen de atmosfeer (nul) door het openen van de drie-weg-afsluiter naar de sfeer en de druk op nul op de monitor.
  4. Draai de drie-weg-afsluiter terug voor het meten van de pulmonaire arteriële druk.
  5. Beginnen met de monitoring van de pulmonaire arteriële druk.
  6. Plaats de longslagader katheter via de linker veneuze introducer schede (gedefleerd aan de hand van de ballon).
  7. Wanneer de longslagader katheter heeft doorgegeven via de schede introducer, opblazen van de ballon met 1 mL lucht.
  8. Verder de longslagader katheter en controleren van de typische golfvormen (veneuze vaartuigen, juiste atrium rechterventrikel, pulmonale arteria en pulmonaire capillaire wig druk). Leeglopen van de ballon en de controle, als er bloed via alle poorten van de longslagader katheter gecombineerd.
    Opmerking: voor gedetailleerde instructies over het invoegen van de longslagader katheter verwijzen naar eerdere publicatie19.

5. de inductie van Lung Injury

  1. Bereid oliezuurgehalte-zuur oplossing: 0,1 mL kg-1 van oliezuur in een 20 mL syringe en sluit deze aan op een 3-weg-afsluiter.
  2. Neem 2 mL bloed in een ander 20 mL spuit en zout toevoegen tot een totaal volume van 20 mL in beide spuiten.
  3. De tweede injectiespuit ook verbinding te maken met de 3-weg-afsluiter.
    Let op: Gebruik handschoenen en een veiligheidsbril wanneer u werkt met oliezuur.
  4. Noradrenaline (0,1 mg/mL) voor te bereiden voor continue infusie en injectie van de bolus (10 µg/mL).
  5. Sluit de noradrenaline-spuitpomp aan één van de poorten van de Centraal veneuze katheter zonder starten.
  6. Start de ultrasnelle pO2-meting.
  7. Voordat de inductie van long letsel, nemen de waarden (basislijn) uit alle relevante parameters.
  8. De FikO2 op 1.0 ingesteld en voeren een Long werving manoeuvre (plateau druk 40 cm H2O voor 10 s).
  9. Sluit de 3-weg-afsluiter op de proximale poort van de longslagader katheter.
  10. Meng de oliezuur en het bloed/zoutoplossing mengsel door het injecteren van het herhaaldelijk uit een spuit in de andere via de 3-weg-afsluiter en blijf mengen van de hele tijd.
  11. Wanneer er een homogene emulsie, injecteren van 2 mL van de emulsie en blijven mengen.
    Opmerking: Als mengen is gestopt, kan de emulsie scheiden in een lipofiele en een hydrofiele deel.
  12. Monitoren van de hemodynamica na de injectie van oliezuur en de noradrenaline bij de hand houden. Indien nodig, geven noradrenaline als bolus injectie (10-100 µg) of continue infusie te houden gemiddelde arteriële druk boven 60 mmHg.
  13. Herhaal de injectie van 2 mL van de oplossing elke 3 minuten tot de arteriële gedeeltelijke druk van zuurstof (PaO2) / FiO2-verhouding lager is dan 200 mmHg.
  14. Als de spuit leeg voor de PaO2/FiO2 is-verhouding is tussen de 100 en 200 mmHg, 2 meer spuiten zoals beschreven in stap 5.1 te bereiden.
  15. 30 min wachten en opnieuw te evalueren de PaO2/FiO2-verhouding. Als er nog steeds meer dan 200 mmHg, herhaal stap 5.5-5.8 tot PaO2/FiO2-verhouding valt tussen de 100 en 200 mmHg.
  16. Als PaO2/FiO2-verhouding is tussen de 100 en 200 mmHg, 30 min wachten en opnieuw controleren.
  17. Als er permanente onder 200 mmHg start experiment/behandeling, anders bereiden 2 meer spuiten zoals beschreven in stap 5.1 en herhaal stappen 5.5-5,9.
  18. Stel de ventilatie volgens de suggesties van de ARDS netwerk20.

6. einde van het Experiment en euthanasie

  1. Injecteer 0.5 mg van fentanyl bovendien aan de continue verdoving en wacht 5 min. injecteren 200 mg propofol en 40 mmol van kaliumchloride te euthanaseren van het dier in diepe anesthesie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

PaO2/FiO2-verhouding vermindert na gefractioneerde toepassing van oliezuur (Figuur 1). In de gepresenteerde studie was 0,185 ± 0,01 ml kg-1 oliezuur nodig voor de inductie van long letsel. Alle dieren toonden een verminderde oxygenatie na de inductie van long letsel, met rassen in de verdere tijd cursus. In dier 1 en 3 bleef het op één niveau met weinig schommelingen; in dier 2 zien we een aanvankelijke toename, gevolgd door e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit artikel beschrijft een methode van oliezuur-geïnduceerde long letsel als een model voor het bestuderen van de verschillende aspecten van ernstige ARDS. Er zijn ook andere protocollen met verschillende emulsies, verschillende injectie sites en verschillende temperaturen van de emulsie23,24,25,26,27,28 ,

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Alle auteurs te vermelden geen financiële of andere belangenconflict.

Dankbetuigingen

De auteurs willen Dagmar Dirvonskis bedanken voor de uitstekende technische ondersteuning.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3-way-stopcock blueBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden394602
3-way-stopcock redBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden394605
AtracuriumHikma Pharma GmbH, Martinsried4262659
Canula 20 GBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain301300
Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland
DesinfectionSchülke & Mayr GmbH, Germany104802
Endotracheal tubeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia112482
Endotracheal tube introducerRüsch5033062
Engström CarestationGE Heathcare, Madison USA
FentanylJanssen-Cilag GmbH, Neuss
GlovesPaul Hartmann, Germany9422131
Incetomat-line 150 cmFresenius, Kabi Germany GmbH9004112
KetamineHameln Pharmaceuticals GmbH
LaryngoscopeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia671067-000020
Logical pressure monitoring systemSmith- Medical Germany GmbHMX9606
Logicath 7 Fr 3-lumen 30cmSmith- Medical Germany GmbHMXA233x30x70-E
Masimo Radical 7Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA
Mask for ventilating dogsHenry Schein, Germany730-246
Neofox KitOcean optics Largo, FL USANEOFOX-KIT-PROBE
NorepinephrineSanofi- Aventis, Seutschland GmbH73016
Oleic acidApplichem GmbH Darmstadt, Germany1,426,591,611
Original Perfusor syringe 50ml Luer LockB.Braun Melsungen AG, Germany8728810F
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cmEdwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA744F75
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideportArrow international inc. Reading, PA, USAAK-07903
Perfusor FM BraunB.Braun Melsungen AG, Germany8713820
Potassium chlorideFresenius, Kabi Germany GmbH6178549
Propofol 2%Fresenius, Kabi Germany GmbH
SalineB.Braun Melsungen AG, Germany
Sonosite Micromaxx UltrasoundsystemSonosite Bothell, WA, USA
Stainless Macintosh Size 4Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia670000
SterofundinB.Braun Melsungen AG, Germany
Stresnil 40mg/mlLilly Germany GmbH, Abteilung Elanco Animal Health
Syringe 10 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain309110
Syringe 2 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain300928
Syringe 20 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain300296
Syringe 5 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain309050
venous catheter 22GB.Braun Melsungen AG, Germany4269110S-01

Referenties

  1. Ashbaugh, D. G., Bigelow, D. B., Petty, T. L., Levine, B. E. Acute respiratory distress in adults. The Lancet. 2 (7511), 319-323 (1967).
  2. Brower, R. G., et al. Ventilation with lower tidal volumes as compared with traditional tidal volumes for acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1301-1308 (2000).
  3. Briel, M., et al. Higher vs lower positive end-expiratory pressure in patients with acute lung injury and acute respiratory distress syndrome: systematic review and meta-analysis. JAMA. 303 (9), 865-873 (2010).
  4. Bellani, G., et al. Epidemiology, Patterns of Care, and Mortality for Patients With Acute Respiratory Distress Syndrome in Intensive Care Units in 50 Countries. JAMA. 315 (8), 788-800 (2016).
  5. Chiumello, D., et al. Respiratory support in patients with acute respiratory distress syndrome: an expert opinion. Critical Care. 21 (1), 240(2017).
  6. Barnes, T., Zochios, V., Parhar, K. Re-examining Permissive Hypercapnia in ARDS: A Narrative Review. Chest. , (2017).
  7. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (3), 379-399 (2008).
  8. Kobayashi, K., et al. Thromboxane A2 exacerbates acute lung injury via promoting edema formation. Scientific Reports. 6, 32109(2016).
  9. Tian, X., Liu, Z., Yu, T., Yang, H., Feng, L. Ghrelin ameliorates acute lung injury induced by oleic acid via inhibition of endoplasmic reticulum stress. Life Sciences. , (2017).
  10. Kamuf, J., et al. Endexpiratory lung volume measurement correlates with the ventilation/perfusion mismatch in lung injured pigs. Respiratory Research. 18 (1), 101(2017).
  11. Du, G., Wang, S., Li, Z., Liu, J. Sevoflurane Posttreatment Attenuates Lung Injury Induced by Oleic Acid in Dogs. Anesthesia & Analgesia. 124 (5), 1555-1563 (2017).
  12. Prat, N. J., et al. Low-Dose Heparin Anticoagulation During Extracorporeal Life Support for Acute Respiratory Distress Syndrome in Conscious Sheep. Shock. 44 (6), 560-568 (2015).
  13. Goncalves-de-Albuquerque, C. F., Silva, A. R., Burth, P., Castro-Faria, M. V., Castro-Faria-Neto, H. C. Acute Respiratory Distress Syndrome: Role of Oleic Acid-Triggered Lung Injury and Inflammation. Mediators of Inflammation. 2015, (2015).
  14. Schuster, D. P. ARDS: clinical lessons from the oleic acid model of acute lung injury. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 149 (1), 245-260 (1994).
  15. Goncalves-de-Albuquerque, C. F., et al. Oleic acid induces lung injury in mice through activation of the ERK pathway. Mediators of Inflammation. 2012, 956509(2012).
  16. Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 93 (4), 1331-1339 (2012).
  17. O'Driscoll, B. R., et al. BTS guideline for oxygen use in adults in healthcare and emergency settings. Thorax. 72, Suppl 1 90(2017).
  18. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), 2652(2011).
  19. Russ, M., et al. Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS). Journal of Visualized Experiments. (115), 53610(2016).
  20. Brower, R. G., et al. Higher versus lower positive end-expiratory pressures in patients with the acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 351 (4), 327-336 (2004).
  21. Hartmann, E. K., et al. Influence of respiratory rate and end-expiratory pressure variation on cyclic alveolar recruitment in an experimental lung injury model. Critical Care. 16 (1), (2012).
  22. Hartmann, E. K., et al. Inhalation therapy with the synthetic TIP-like peptide AP318 attenuates pulmonary inflammation in a porcine sepsis model. BMC Pulmonary Medicine. 15, 7(2015).
  23. Julien, M., Hoeffel, J. M., Flick, M. R. Oleic acid lung injury in sheep. Journal of Applied Physiology. 60 (2), 433-440 (1986).
  24. Wiener-Kronish, J. P., et al. Relationship of pleural effusions to increased permeability pulmonary edema in anesthetized sheep. Journal of Clinical Investigation. 82 (4), 1422-1429 (1988).
  25. Yahagi, N., et al. Low molecular weight dextran attenuates increase in extravascular lung water caused by ARDS. American Journal of Emergency Medicine. 18 (2), 180-183 (2000).
  26. Eiermann, G. J., Dickey, B. F., Thrall, R. S. Polymorphonuclear leukocyte participation in acute oleic-acid-induced lung injury. The American Review of Respiratory Disease. 128 (5), 845-850 (1983).
  27. Townsley, M. I., Lim, E. H., Sahawneh, T. M., Song, W. Interaction of chemical and high vascular pressure injury in isolated canine lung. Journal of Applied Physiology. 69 (5), 1657-1664 (1990).
  28. Young, J. S., et al. Sodium nitroprusside mitigates oleic acid-induced acute lung injury. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (1), 224-227 (2000).
  29. Katz, S. A., et al. Catalase pretreatment attenuates oleic acid-induced edema in isolated rabbit lung. Journal of Applied Physiology. 65 (3), 1301-1306 (1988).
  30. El-Haddad, H., Jang, H., Chen, W., Soubani, A. O. Effect of ARDS Severity and Etiology on Short-Term Outcomes. Respiratory Care. 62 (9), 1178-1185 (2017).
  31. Wang, H. M., Bodenstein, M., Markstaller, K. Overview of the pathology of three widely used animal models of acute lung injury. European Surgical Research. 40 (4), 305-316 (2008).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

longslagadercathetercentraal veneuze katheterechogeleide canulatielongrekruteringsmanoeuvrepartiële zuurstofdrukhemodynamische monitoringalveolair oedeemhistologische analyse
Oliezuur-injectie bij varkens als een Model voor Acute Respiratory Distress Syndrome
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.