Methodenartikel

Knaagdier gedrags testen om te beoordelen van functionele tekorten veroorzaakt door micro-elektrode inplanting in de motorschors Rat

DOI:

10.3791/57829

⸱

18 augustus 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Advanced Platform Technology Center, Rehabilitation Research and Development, Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We hebben aangetoond dat de innesteling van een micro-elektrode in de motorschors van ratten onmiddellijke en duurzame motor tekorten veroorzaakt. De methoden voorgesteld hierin overzicht een micro-elektrode implantatie chirurgie en drie knaagdier gedrags taken ophelderen van eventuele veranderingen in de fijne of grove motorische functie als gevolg van de implantatie-veroorzaakt schade aan de motorische cortex.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Medische hulpmiddelen geïmplanteerd in de hersenen houd enorm potentieel. Als onderdeel van een systeem van de hersenen-Machine Interface (BMI) tonen intracortical microelectrodes de mogelijkheid tot het opnemen van de actie potentieel van individuele of kleine groepen van neuronen. Dergelijke opgenomen signalen zijn met succes gebruikt om patiënten aan interface met toestaan of controle van computers, robotic ledematen en hun eigen ledematen. Vorige dierlijke studies hebben echter aangetoond dat de implantatie van een micro-elektrode in de hersenen niet alleen schadevergoeding het omliggende weefsel, maar ook leiden functionele tekorten tot kan. Hier bespreken we een reeks gedrags tests te kwantificeren van potentiële motor waardeverminderingen na de implantatie van intracortical microelectrodes in de motorschors van een rat. De methoden voor open veldraster, ladder kruising en testen van de sterkte van de grip bieden waardevolle informatie met betrekking tot de mogelijke complicaties als gevolg van de implantatie van een micro-elektrode. De resultaten van de gedragsmatige tests zijn gecorreleerd met eindpunt histologie, met extra informatie over de pathologische uitkomsten en effecten van deze procedure op de aangrenzende weefsel.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Intracortical microelectrodes werden oorspronkelijk gebruikt om de kaart van het circuit van de hersenen, en zijn uitgegroeid tot een waardevol instrument om de opsporing van motor bedoelingen die kan worden gebruikt voor de productie van functionele uitgangen1. Gedetecteerde functionele uitgangen bieden particulieren lijden van ruggenmerg letsel, cerebrale parese, Amyotrofische laterale sclerose (ALS) of andere voorwaarden van beperking van het verkeer de controle van een computer cursor2,3 of Robotica arm van de4,5,6, of functie herstellen naar hun eigen handicap ledemaat7. Daarom, intracortical micro-elektrode technologie heeft ontpopt als een veelbelovende en snel groeiende veld8.

Vanwege de successen gezien in het veld, lopen klinische studies beter inzicht in de mogelijkheden van BMI technologie5,9,10te verbeteren. Door het realiseren van het volledige potentieel van communicatie met neuronen in de hersenen, worden de rehabilitatie toepassingen waargenomen als onbegrensde8. Hoewel er groot optimisme voor de toekomst van intracortical micro-elektrode technologie, is het ook bekend dat de microelectrodes11, mogelijk als gevolg van een acute neuroinflammatoire reactie na implantatie uiteindelijk mislukken. Het implanteren van een vreemd materiaal in de hersenen resulteert in onmiddellijke schade aan het omliggende weefsel en leidt tot verdere schade veroorzaakt door het neuroinflammatoire-antwoord dat hangt af van de eigenschappen van de implantaat12. Bovendien, een implantaat in de hersenen veroorzaken een microlesion effect: een afname van de glucose metabolisme gedacht te worden veroorzaakt door acute oedeem en bloeding als gevolg van het apparaat invoeging13. Bovendien, de signaalkwaliteit en de lengte van tijd dat bruikbare signalen kunnen worden opgenomen zijn inconsistent, ongeacht de diermodel11,14,15,16. Verschillende studies hebben aangetoond dat de verbinding tussen neuroinflammation en micro-elektrode prestaties17,18,19. Daarom wordt in de consensus van de Gemeenschap is dat de ontstekingsreactie van het zenuwweefsel rondom de microelectrodes, ten minste gedeeltelijk, in het gedrang elektrode betrouwbaarheid brengt.

Vele studies hebben lokale ontsteking11,20,21,22 onderzocht of onderzocht methoden ter vermindering van de schade aan de hersenen veroorzaakt door invoeging11,23, 24,25, met een doelstelling van het verbeteren van de prestaties van de opname over tijd14,26. Bovendien hebben we onlangs aangetoond dat een iatrogene schade veroorzaakt door een micro-elektrode inbrengen in de motorschors van ratten een onmiddellijke en blijvende fijne motor tekort27 veroorzaakt. Dus, het doel van de protocollen die hier gepresenteerd is dat onderzoekers een kwantitatieve methode voor de beoordeling van mogelijke motor tekorten als gevolg van hersentrauma na de innesteling en de blijvende aanwezigheid van intracortical apparaten (microelectrodes in de geval van dit manuscript). De hier beschreven gedrag-proeven werden ontworpen om pesten uit beide waardeverminderingen bruto en fijne motor functie, en kunnen worden gebruikt in vele modellen van hersenletsel. Deze methoden zijn eenvoudig, reproduceerbaar en eenvoudig kunnen worden geïmplementeerd in een knaagdier model. Verder, de hier gepresenteerde methoden toestaan voor een correlatie van motor gedrag tot histologische resultaten, een voordeel dat tot onlangs, de auteurs niet heb gepubliceerd op het gebied van de BMI. Tot slot, aangezien deze methoden werden ontworpen om te testen, prima motor functie28, grove motorische functie29en stress en angst gedrag29,30, de hier gepresenteerde methoden kunnen ook worden geïmplementeerd in een verscheidenheid van hoofdletsel modellen waar de onderzoekers willen uit (of in) een motor functie tekorten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures en praktijken van de verzorging van de dieren werden goedgekeurd door en uitgevoerd overeenkomstig de Louis Stokes Cleveland afdeling veteranen zaken Medical Center institutionele Animal Care en gebruik commissies.

Opmerking: Om te voeden onderzoekers op de beslissing over het gebruik van een steek letsel model als een besturingselement, is het aanbevolen om te beoordelen van het werk van Potter et al. 21.

1. micro-elektrode implantatie chirurgische ingreep

  1. Vooraf chirurgische dierlijke voorbereiding
    1. Anesthetize het dier in een zaal van de inductie met behulp van Isofluraan (2-4%). Terwijl onder verdoving, voortdurend toezicht op het dier met behulp van een vitale meetsysteem om te controleren de hartslag en het zuurstofgehalte die bloed.
    2. Verplaats het dier naar een neus kegel voort te zetten van de verdoving. Subcutaan (SQ) injecteren een cefalosporine-antibioticum, bijvoorbeeld cefazolin (25 mg/kg) en een niet-steroïdale anti-inflammatoire, bijvoorbeeld carprofen (5 mg/kg) ter voorkoming van infectie en het beheren van de pijn, respectievelijk.
    3. Royaal toepassing ophthalmic zalf op de ogen van het dier om te voorkomen dat het drogen.
    4. Met behulp van kleine dierlijke nagelknipper, trim de teennagels om te voorkomen dat het dier de hechtingen tijdens de wondgenezing krabben. Zorg ervoor dat de nagels niet te kort, zijn afgekapt omdat dit kan leiden tot pijn en bloeden voor het dier.
    5. Van het dier scheerhoofd grondig achter de oren aan tussen de ogen met behulp van een elektrisch scheerapparaat trimmer.
    6. Een lokale analgesie voorzien van een vierkante injectie van bupivacaine (0.3 mL van 0,125% bupivacaine verdund van stamoplossing) aan de bovenkant van het hoofd van het dier op het gebied van de incisie.
    7. Monteer het dier op een stereotaxic frame, met behulp van oor bars om te voorkomen dat het hoofd bewegen tijdens de operatie. Plaats een circulerende water verwarming pad onder het dier om te houden van de inwendige temperatuur van het dier.
    8. Een steriele draperen, bv, institutioneel goedgekeurde steriele plasticfolie, te isoleren van het chirurgische gebied toepassen.
    9. Het chirurgische gebied met een afwisselende oplossing van betadine scrub en isopropanol en scrubs.
    10. Een snuifje teen volgens het institutionele protocol om ervoor te zorgen dat het dier is onder de chirurgische vliegtuig uit te voeren.
  2. Dier voorbereiden implantatie
    1. Maak een insnede van ongeveer 1 op neer middellijn bloot van de schedel met behulp van een scalpel blad van No. 10. Onverbloemd verwijderen het beenvlies met behulp van een applicator katoen-tipped, en stoppen alle bloeden met behulp van een gaas-pad. Intrekken van het omringende weefsel alligator clips gebruiken en schoon en uitdrogen van de schedel met waterstofperoxide.
    2. Plaats een paar druppels van weefsel op basis van Cyanoacrylaat lijm op de blootgestelde schedel om de tandheelkundige cement bonding in latere stappen.
    3. Markeren in het gekozen halfrond, de regio van de motorschors overeenkomt met forepaw verkeer ongeveer 3 mm laterale middellijn en 2 mm anterior to bregma door het creëren van een nickname in het bot.
    4. Een gedeelte van de schedel met behulp van een 1.75-mm afgeronde tip tandheelkundige boor, waarbij speciale aandacht niet te boren te snel of te diep, en ondersteunen enerzijds op het stereotaxic frame verwijderen. De boor moet worden toegepast op de schedel met tussenpozen te voorkomen oververhitting van31.
    5. Weerspiegelen de dura met behulp van een fijne verslaafd 45° dura pick.
    6. Reinig elke bloeden met behulp van een katoen-tipped applicator en saline, verzorgen naar niet direct touch de hersenen oppervlak.
  3. Invoeging van micro-elektrode in motorische cortex
    1. Zorgvuldig monteren de gesteriliseerde micro-elektrode in de universele houder op het stereotaxic frame, nemen voorzichtigheid niet te stoten de schacht van de elektrode. Ervoor zorgen dat de aansluiting van de headstage-interface van de elektrode stevig in van de houder handen is.
      Opmerking: Hier, een niet-functionele Michigan-stijl silicon schacht elektrode voor het meten van 2 mm x 123 µm x 15 µm werd gebruikt, en de schacht is ingevoegd met behulp van fijne pincet.
    2. Met behulp van de micromanipulators op het stereotaxic frame, zorgvuldig plaatst u het uiteinde van de elektrode op de open craniotomy.
    3. Zachtjes lager de elektrode ongeveer 2 mm in de hersenen met behulp van de micromanipulators als een meting gids (afhankelijk van de keuze van de elektrode, geautomatiseerde sluissymbool op gecontroleerde tarieven mogelijk vereist.) Nemen voorzichtigheid om te voorkomen dat eventuele zichtbare therapieën mogelijk. Zodra de elektrode op zijn plaats is, zorgvuldig laat de connector van de universele houder en intrekken van de arm van de invoegpositie.
    4. Voorzichtig schoon elke bloeden uit rond de elektrode met behulp van een katoen-tipped applicator en saline.
    5. Afschermen van de craniotomy rond de geïmplanteerde elektrode met behulp van een silicone-elastomeer.
    6. Het vaststellen van de elektrode op de schedel met tandheelkundige cement.
    7. Zodra het cement helemaal droog is, samenbrengen van de randen van de incisie aan de voorkant en achterkant van het cement headcap en hechtdraad die hen sluiten.
  4. Post-operatieve zorg
    1. Laat het dier te herstellen op een circulerende water verwarming pad terwijl voortzetting van zijn vitale functies controleren. Vermijd het gebruik van warmte lampen zoals de temperatuur van de lampen meer moeilijk te controleren is en dieren kunnen oververhitten.
    2. Zodra het dier volledig wakker is, verplaatst u het dier naar een schone kooi met gemakkelijke toegang tot voedsel en water.
    3. Tijdens de post-operatieve dagen 1-3, voorzien van de dieren SQ cefalosporine-antibioticum (25 mg/kg) en een niet-steroïdale anti-inflammatoire (5 mg/kg) ter voorkoming van infectie en het beheren van hun pijn.
    4. Toezicht op de dieren dagelijks voor het tekenen van pijn of ongemak, bloeden, gewicht veranderingen of hechtdraad kwesties door middel van ten minste postoperatieve dag 5.

2. gedrags testen

  1. Voor alle gedrag testen, testen de dieren 2 x per test in de week voorafgaand aan de operatie implantatie elektrode aan hun pre chirurgie basislijn scores te berekenen. Na de operatie, toestaan dat de dieren om uit te rusten voor 1 week voordat u begint met gedrag testen van 2 x per week op elke test. Consistente testen voorwaarden moeten gebruikt worden tijdens de studie voor zowel pre- en post chirurgische testen om te minimaliseren van de effecten van stress op de prestaties, die in een meting van angst resulteren kan.
    1. Reinig alle testapparatuur die met een chloor kooldioxide gebaseerde sterilant aan het begin van elke test sessie en na elk dier.
    2. Film de open veldraster en ladder testen. Deze tests zijn vereist een videocamera (1080p, minimaal 15 fps, 78° diagonaal gezichtsveld), een laptop en ruimte om te slaan de videogegevens.
    3. Aan het begin van elke test dag, brengen de dieren naar de testen kamer en laten acclimatiseren gedurende ten minste 20 minuten voordat u begint met het testen. De kamer moet licht- en temperatuurregeling, en het hetzelfde personeel moeten voltooien alle testen. Idealiter zal dezelfde ruimte worden gebruikt voor alle dieren in de loop van het testen met geen wijzigingen in de kamer.
    4. Gebruik voedsel beloningen ter bevordering van de dieren de taken uitvoeren, met name tijdens de training van de ladder. Granen of kleine stukjes bananenchips of crackers maken goede beloningen.
    5. Normaliseren alle per testen voorstellingen aan de pre chirurgie scores voor elk individueel dier (vergelijking 1).
      Vergelijking 1:figure-protocol-1
  2. Open rooster veldproeven
    Opmerking: Het open veld raster test intern werd gebouwd en heeft een loopvlak van 1 m2 met ongeveer 40 cm hoog dekkende zijwanden. De bodem waarop oppervlak van het raster is verdeeld in 9 gelijke vierkantjes uit de onderkant met behulp van tape(Figuur 1). De camera opname is permanent boven het midden van het raster gemonteerd op steigers.
    1. Om te beginnen open raster veldproeven, plaats het dier in het midden van het raster geconfronteerd weg van de tester.
    2. Laat het dier te lopen vrij voor 3 min tijdens het opnemen van een video.
    3. Wanneer het dier is voltooid testen, het dier uit het raster verwijderen en terug te sturen naar de kooi. Reinig het raster grondig met chloor kooldioxide gebaseerde sterilant.
    4. Testen van elk dier 1 x per dag te testen.
    5. Analyseer het aantal rasterlijnen gekruist, de totale afgelegde afstand en de maximale snelheid van het dier als de statistieken van de bruto motor functie met behulp van een video voor het bijhouden van software.
      Opmerking: De hier gepresenteerde gegevens handmatig werden gekwantificeerd door opgeleide onderzoekers, maar bij voorkeur wordt gebruik een onlangs ontwikkelde intern algoritme32bijhouden.
  3. Ladder testen
    Opmerking: De ladder test in eigen huis werd gebouwd en bestaat uit 2 heldere acryl zijwanden, elke 1 m in lengte, verbonden door 3-mm diameter sporten verdeeld op 2 cm uit elkaar(Figuur 2). Testen van de ladder is een geschoolde test, en vereist bijgevolg 1 week van de opleiding voorafgaand aan de opname van de pre chirurgie basislijn scores. Het protocol voor de opleiding en testen is hetzelfde.
    1. Verplaats het dier naar een tijdelijke schoon bedrijf kooi om te beginnen met het testen van de ladder.
    2. De ladder zodanig instellen dat het 2 kooien overbrugt. Het einde van de start van de ladder berust op een schone kooi, en het einde van de afwerking berust op de kooi van het dier om te dienen als een motivatie om te voltooien de run.
    3. Plaats de dezelfde (of soortgelijke) video-camera op een statief in het midden van de ladder. De positie van de camera moet worden op rung hoogte en zorgen voor de hele ladder om gezien te worden.
    4. Met de videocamera uitgevoerd, houdt u het dier aan de startlijn van de ladder, waardoor hun voorste poten te raken van de eerste rung.
    5. Laat het dier te steken van de ladder in hun eigen tempo. De tijd die is verstreken tussen het moment wanneer de poot van het dier raakt de eerste rung en de finish op de derde laatste rung zal bepalen van het dier tijd om over te steken.
    6. Als het dier draait zich om op de ladder of niet gedurende een periode van 20 beweegt s, overwegen het dier te hebben gefaald de run. Toewijzen van de dieren een boete score voor elk mislukt tijd uitvoeren. De tijdstraf bepalen door de langzaamste prestaties opgenomen tijdens pre chirurgie testen27.
    7. Toestaan van elk dier te steken van de ladder 5 x per dag met ongeveer 1 minuut rust tussen elke uitvoering testen.
    8. Gemiddeld de snelste 3 punten per dag als een metric van fijn motorische functie. Bovendien nemen het aantal keren die elk van de voorkant paws glijdt uit de sporten met behulp van een video voor het bijhouden van software.
      Opmerking: De hier gepresenteerde gegevens handmatig werden gekwantificeerd door opgeleide onderzoekers, maar bij voorkeur wordt gebruik van een algoritme van de onlangs ontwikkelde in-house bijhouden met behulp van Dona et al. 32.
  4. Testen van de sterkte van de grip
    1. Kalibreren van de greep kracht meter vóór elke sessie testen en meten van de sterkte in gram.
    2. Plaats de greep kracht meter op de rand van een teller met het stuur van de greep uitgebreid over de vloer.
    3. Laat het dier aan het stuur met beide voorste poten grijpen terwijl het dier door de basis van de staart (Figuur 3A).
    4. Zodra het dier een stevige grip met elke poot heeft, trekt u het dier uit de buurt van de meter door de basis van de staart met langzame en gestage kracht.
    5. De kracht van de maximale grip uitgeoefend door het dier dat wordt weergegeven op de digitale uitgang van de greep kracht meter opnemen.
    6. Testen van elk dier 3 x per dag met ongeveer 2 minuten rust tussen elke test testen.
    7. Als een metric van fijne motor functie, opnemen en de sterkte van de maximale grip output van elk van de 3 proeven gemiddeld.

3. post gedrags Protocol

  1. Na alle gedrags testen (bijvoorbeeld, 8-16 weken na de inplanting), anesthetize de dieren diep met ketamine (160 mg/kg) en xylazine (20 mg/kg), transcardially perfuse hen, oogsten hun hersenen en cryo-delige hen, en vlek het weefsel met behulp van immunohistochemische markeringen te kwantificeren van de cellulaire reactie rond de plaats van implantatie33,34,35,,36,,37,38.

4. statistische analyse

Opmerking: Een analyse van de potentiële macht wordt sterk aangeraden voor alle studies die op zoek naar een specifieke onderzoeksvraag te beantwoorden. De analyse van de macht, die het aantal dieren dat nodig is informeert om een statistische significantie voor een bepaalde studie ontwerp, moet worden gebaseerd op de hypothese van specifiek onderzoek, het ontwerp van het experiment, de geschatte effect grootte en de variabiliteit van de beoogde behandelingen, als ook de effect grootte moeten klinische of wetenschappelijke relevantie te bereiken.

  1. Het uitvoeren van statistische analyses met behulp van gemeenschappelijke statistische software.
  2. De beschrijvende statistiek Tabulate en ze weergeven als gemiddelde ± standaardafwijking.
  3. De gedrags prestaties [in het open veldraster (stap 2.2), ladder (stap 2.3) en grip sterkte testen (stap 2.4)] op elke per tijdstip te vergelijken vs. geïmplanteerd de controlegroepen met behulp van een twee-sample t-test te analyseren. Beschouw elke per tijdstip een onafhankelijke maatregel.
  4. Kwantificeren van de longitudinale prestaties met behulp van een lineair model van gemengd effect. De week en de groep vast factoren en een proefdieren wordt genest binnen de groep als een willekeurig effect. Een variantieanalyse (ANOVA) wordt gebruikt voor het vaststellen van het effect van de factor met een significantieniveau van p < 0,05.
  5. Vergelijk de prestaties van de ladder met immunoglobin G (IgG) intensiteit met behulp van een lineaire regressie-analyse. Berekent de correlatiecoëfficiënt door een Pearson's methode.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Met behulp van de methoden die hier gepresenteerd is een micro-elektrode implantatie chirurgie in de motorschors voltooide volgende vastgestelde procedures39,40,41,42, gevolgd door open raster veldproeven om te kunnen beoordelen van de bruto motor functie en de ladder en de grip functioneren sterkte testen om te beoordelen van de fijne motor27<...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het protocol hier geschetst is gebruikt voor het effectief en reproducibly meten van zowel grove als fijne motor tekort in een model van knaagdier hersenletsel. Bovendien, staat het voor de correlatie van fijne motor gedrag tot histologische resultaten na de implantatie van een micro-elektrode in de motorschors. De methoden zijn makkelijk te volgen, goedkoop kunnen worden ingesteld en kunnen worden aangepast voor de individuele behoeften van de onderzoeker. Verder, het testen van gedrag veroorzaakt geen grote stress of p...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd gedeeltelijk ondersteund door de verdienste Review Award #B1495-R (Capadona) en de presidentiële Early Career Award voor wetenschappers en ingenieurs (PECASE, Capadona) van de Verenigde Staten (VS) departement van veteranen zaken revalidatie onderzoek en De dienst van de ontwikkeling. Bovendien, werd dit werk gedeeltelijk ondersteund door het Bureau van de Assistant Secretary of Defense for gezondheid zaken via het Peer Reviewed medisch onderzoeksprogramma onder Award nr. W81XWH-15-1-0608. De inhoud vertegenwoordigen niet de mening van het Amerikaanse Department of Veterans Affairs of de regering van de Verenigde Staten. De auteurs bedank Dr. Hiroyuki Arakawa in de CWRU knaagdier gedrag kern voor zijn leiding in het ontwerpen en testen van knaagdier gedrags protocollen. De auteurs wil ook James Drake en Kevin Talbot van het CWRU departement van mechanische en luchtvaart-en Ruimtevaarttechniek bedanken voor hun hulp bij het ontwerpen en produceren van detest knaagdier ladder.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Sprague Dawley ratten, mannelijk, 201-225gCharles RiverCD
Compac5 anesthesiesysteemVetequip901812
Elektrische trimmersWahl9918-6171
Stereotaxisch frameDavid Kopf Instruments1760
Gaymar verwarmd waterkussen en pompBraintree Scientific Inc TP-700
Vetbond weefselkleefstof3M07-805-5031
TandboormachinePearson DentalO60-0045
Dura pickFine Science Tools10064-14
Micro-elektrode met siliconenschachtGemaakt in-house bij Cleveland VA Medical CenterN/A
KwikCast siliconen elastomeerWorld Precision InstrumentsKWIK-CAST
Teets tandheelkundig cement A-M Systems525000
Webcam HD Pro c920Logitec960-000764
GripsterktemeterHarvard Apparatus565084
Minitab 17 statistische softwareMinitab Inc
Open veld rastertestGemaakt in-house bij Case Western Reserve UniversityN/A
LaddertestGemaakt in-house bij Case Western Reserve UniversityN/A
Konijn anti rat IgG antilichaamBio-Rad618501

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Donoghue, J. P. Bridging the brain to the world: a perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  2. McFarland, D. J., Sarnacki, W. A., Wolpaw, J. R. Electroencephalographic (EEG) control of three-dimensional movement. Journal of Neural Engineering. 7 (3), 036007(2010).
  3. Wolpaw, J. R., McFarland, D. J. Control of a two-dimensional movement signal by a noninvasive brain-computer interface in humans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (51), 17849-17854 (2004).
  4. Bell, C. J., Shenoy, P., Chalodhorn, R., Rao, R. P. Control of a humanoid robot by a noninvasive brain-computer interface in humans. Journal of Neural Engineering. 5 (2), 214-220 (2008).
  5. Collinger, J. L., et al. High-performance neuroprosthetic control by an individual with tetraplegia. The Lancet. 381 (9866), 557-564 (2013).
  6. Hochberg, L. R., et al. Reach and grasp by people with tetraplegia using a neurally controlled robotic arm. Nature. 485 (7398), 372-375 (2012).
  7. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 389 (10081), 1821-1830 (2017).
  8. Bowsher, K., et al. Brain-computer interface devices for patients with paralysis and amputation: a meeting report. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 023001(2016).
  9. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Direct cortical control of 3D neuroprosthetic devices. Science. 296 (5574), 1829-1832 (2002).
  10. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Information conveyed through brain-control: cursor versus robot. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (2), 195-199 (2003).
  11. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001(2015).
  12. Anderson, D. J. Penetrating multichannel stimulation and recording electrodes in auditory prosthesis research. Hearing Research. 242 (1-2), 31-41 (2008).
  13. Pourfar, M., et al. Assessing the microlesion effect of subthalamic deep brain stimulation surgery with FDG PET. Journal of Neurosurgery. 110 (6), 1278-1282 (2009).
  14. Hermann, J. K., et al. Inhibition of the cluster of differentiation 14 innate immunity pathway with IAXO-101 improves chronic microelectrode performance. Journal of Neural Engineering. , (2018).
  15. Bedell, H. W., et al. Targeting CD14 on blood derived cells improves chronic intracortical microelectrode performance in chronic modified state of neuroinflammation. Biomaterials. 163, 163-173 (2018).
  16. Kozai, T. D. Y., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 48-67 (2015).
  17. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  18. Saxena, T., et al. The impact of chronic blood-brain barrier breach on intracortical electrode function. Biomaterials. 34 (20), 4703-4713 (2013).
  19. Kozai, T. D., et al. Effects of caspase-1 knockout on chronic neural recording quality and longevity: insight into cellular and molecular mechanisms of the reactive tissue response. Biomaterials. 35 (36), 9620-9634 (2014).
  20. Biran, R., Martin, D., Tresco, P. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195 (1), 115-126 (2005).
  21. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. Journal of Neural Engineering. 9 (4), 046020(2012).
  22. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
  23. Gunasekera, B., Saxena, T., Bellamkonda, R., Karumbaiah, L. Intracortical recording interfaces: current challenges to chronic recording function. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 68-83 (2015).
  24. Villalobos, J., et al. Preclinical evaluation of a miniaturized Deep Brain Stimulation electrode lead. Conference Proceedings: Annual International Conferences of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2015, 6908-6911 (2015).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106 (3), 309-318 (2005).
  26. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), e3565(2012).
  27. Goss-Varley, M., et al. Microelectrode implantation in motor cortex causes fine motor deficit: implications on potential considerations to brain computer interfacing and human augmentation. Scientific Reports. 7, 15254(2017).
  28. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  29. Bailey, K. R., Crawley, J. N. Anxiety-related behaviors in mice. Methods of Behavior Analysis in Neuroscience. Buccafusco, J. J. , CRC Press. Boca Raton, FL. chapter 5 (2009).
  30. Prut, L., Belzung, C. The open field as a paradigm to measure the effects of drugs on anxiety-like behaviors: a review. European Journal of Pharmacology. 463 (1-3), 3-33 (2003).
  31. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy procedure: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. , (2017).
  32. Dona, K. R., et al. A novel single animal motor function tracking system using MATLAB's computer vision toolbox to assess functional deficits. Journal of Visualized Experiments. , Under Review (2018).
  33. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. , (2018).
  34. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. , (2017).
  35. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 0142-9612 (35), 8049-8064 (2014).
  36. Potter-Baker, K. A., et al. A comparison of neuroinflammation to implanted microelectrodes in rat and mouse models. Biomaterials. 34, 5637-5646 (2014).
  37. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  38. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry B. 2, 2517-2529 (2014).
  39. Potter, K. A., Simon, J. S., Velagapudi, B., Capadona, J. R. Reduction of autofluorescence at the microelectrode-cortical tissue interface improves antibody detection. Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 96-105 (2012).
  40. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically-adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2209-2222 (2014).
  41. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014(2014).
  42. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34, 7001-7015 (2013).
  43. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003(2009).
  44. Hamm, R. J., Pike, B. R., O'Dell, D. M., Lyeth, B. G., Jenkins, L. W. The rotarod test: an evaluation of its effectiveness in assessing motor deficits following traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 11 (2), 187-196 (1994).
  45. Teuber, H. L. Recovery of function after brain injury in man. Ciba Foundation Symposium. (34), 159-190 (1975).
  46. Carmel, J. B., Kimura, H., Martin, J. H. Electrical stimulation of motor cortex in the uninjured hemisphere after chronic unilateral injury promotes recovery of skilled locomotion through ipsilateral control. Journal of Neuroscience. 34 (2), 462-466 (2014).
  47. Hayn, L., Koch, M. Suppression of excitotoxicity and foreign body response by memantine in chronic cannula implantation into the rat brain. Brain Research Bulletin. 117, 54-68 (2015).
  48. Marklund, N. Rodent models of traumatic brain injury: methods and challenges. Methods in Molecular Biology. 1462, 29-46 (2016).
  49. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. The ladder rung walking task: a scoring system and its practical application. Journal of Visualized Experiments. (28), e1204(2009).
  50. Pajoohesh-Ganji, A., Byrnes, K. R., Fatemi, G., Faden, A. I. A combined scoring method to assess behavioral recovery after mouse spinal cord injury. Neuroscience Research. 67 (2), 117-125 (2010).
  51. Chesler, E. J., Wilson, S. G., Lariviere, W. R., Rodriguez-Zas, S. L., Mogil, J. S. Influences of laboratory environment on behavior. Nature Neuroscience. 5 (11), 1101-1102 (2002).
  52. Crabbe, J. C., Wahlsten, D., Dudek, B. C. Genetics of mouse behavior: interactions with laboratory environment. Science. 284 (5420), 1670-1672 (1999).
  53. Richter, S. H., Garner, J. P., Auer, C., Kunert, J., Wurbel, H. Systematic variation improves reproducibility of animal experiments. Nature Methods. 7 (3), 167-168 (2010).
  54. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  55. Osier, N. D., Dixon, C. E. The controlled cortical impact model: applications, considerations for researchers, and future directions. Frontiers in Neurology. 7, 134(2016).
  56. Harrison, F. E., Hosseini, A. H., McDonald, M. P. Endogenous anxiety and stress responses in water maze and Barnes maze spatial memory tasks. Behavioural Brain Research. 198 (1), 247-251 (2009).
  57. Jackson, J. R., et al. Reduced voluntary running performance is associated with impaired coordination as a result of muscle satellite cell depletion in adult mice. Skeletal Muscle. 5, 41(2015).
  58. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily anti-oxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046002(2015).
  59. Ware, T., Simon, D., Rennaker, R. L., Voit, W. Smart polymers for neural interfaces. Polymer Reviews. 53 (1), 108-129 (2013).
  60. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302 (2), 160331(2017).
  61. Kozai, T., et al. Reduction of neurovascular damage resulting from microelectrode insertion into the cerebral cortex using in vivo two-photon mapping. Journal of Neural Engineering. 7 (4), 046011(2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Implantatie in de motorische cortexopen field rastertestladderoversteektestgripkrachtmetinggedragsmatige motorische beoordelingstereotactische chirurgiehistologische correlatiepermeabiliteit van de bloed hersenbarri refijne motorische functie

Gerelateerde artikelen