Methodenartikel

Een invasieve methode voor de activatie van de muis getand Gyrus door hoogfrequente stimulatie

7.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/57857

⸱

2 juni 2018

 , 
1Department of Neurobiology, Beijing Institute of Basic Medical Sciences, 2Key Laboratory of Neuroregeneration, Co-innovation Center of Neuroregeneration, Nantong University

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol laat zien hoe u een betrouwbare HFS-methode in muizen. Neuronen in de hippocampal getand gyrus zijn elektrisch gestimuleerd door HFS direct en niet indirect in vivo. Neuronale activiteit en moleculaire signalering zijn onderzocht door c-fos en Notch1 immunefluorescentie kleuring, respectievelijk; neurogenese wordt gekwantificeerd door bromodeoxyuridine labeling assay.

Samenvatting

Elektrische hoogfrequente stimulatie (HFS), met behulp van geïmplanteerde elektroden targeting verschillende hersengebieden, heeft bewezen als een effectieve behandeling voor verschillende neurologische en psychiatrische aandoeningen. HFS diepe regio van de hersenen, diepe hersenstimulatie (DBS), ook wel genoemd wordt steeds belangrijker in klinische proeven. Recente vooruitgang op het gebied van hoge-frequentie DBS (HF-DBS) chirurgie is begonnen met het verspreiden van de mogelijkheid van het gebruik van deze invasieve techniek naar andere situaties, zoals de behandeling van ernstige depressie stoornis (MDD), obsessief-compulsieve stoornis (OCS), en zo op.

Ondanks deze groeiende aanwijzingen blijven de onderliggende mechanismen van de positieve effecten van HF-DBS raadselachtige. Om aan deze vraag, is een benadering om het gebruik van geïmplanteerde elektroden die dun gedistribueerde subpopulaties van neuronen door HFS activeren. Er werd gemeld dat HFS in de voorste nucleus van de thalamus kan worden gebruikt voor de behandeling van refractaire epilepsie in de kliniek. De onderliggende mechanismen kunnen worden gerelateerd aan de verhoogde neurogenese en neuronale activiteit gewijzigd. Daarom zijn we geïnteresseerd in het verkennen van de fysiologische veranderingen door de detectie van neuronale activiteit, alsmede de neurogenese in de muis getand gyrus (DG) voor en na behandeling van HFS.

In dit manuscript beschrijven we methodologieën voor HFS te richten op de activering van het DG in muizen, direct of niet indirect en op een acute of chronische wijze. Daarnaast beschrijven we een gedetailleerd protocol voor de bereiding van hersenen segmenten voor c-fos en Notch1 immunefluorescentie kleuring voor het controleren van de neuronale activiteit en signalering van activering en bromodeoxyuridine (BrdU) labelen om vast te stellen de neurogenese na de inductie van de HF-DBS. De activering van de neuronale activiteit en neurogenese na de behandeling van de HF-DBS biedt direct neurobiologische bewijs en potentiële therapeutische voordelen. Bijzonder, kan deze methode worden aangepast en toegepast te richten op andere interesse hersengebieden zoals de basale ganglia en subthalamicus regio's voor specifieke hersenafwijkingen in de kliniek.

Inleiding

HF-DBS is een neurochirurgische technologie voor elektrische stimulatie in de hersenen, die sinds de jaren 1870-1heeft ontwikkeld. In de late jaren 1980, HFS werd voor het eerst gebruikt als een potentiële therapeutische interventie voor de ziekte van Parkinson en andere beweging stoornissen2. In de afgelopen decennia, HF-DBS heeft meer en meer wijd verbeid gebruikt in de behandeling van aandoeningen van de hersenen die momenteel onbehandelbaar zijn door een traditionele therapeutische strategie. In het bijzonder als gevolg van de verbetering van de nauwkeurigheid van de elektrode HFS, zeer effectieve resultaten en minimale bijwerkingen, het aantal hersenafwijkingen behandeld door HF-DBS aanzienlijk toegenomen in de afgelopen decennia3,4, 5. Bijvoorbeeld, is HF-DBS goedgekeurd door de Amerikaanse Food and Drug Administration (FDA) voor de behandeling van de ziekte van Parkinson (PD), Alzheimer type dementie, essentiële tremor en andere soorten verkeer stoornissen2,6, 7. bij PD-patiënten, de Dopaminerge medicatie is teruggebracht tot 50% tijdens de HF-DBS8. Naast de succesvolle behandeling van bewegingsstoornissen, heeft HF-DBS ook aangetoond zijn krachtige effecten in de behandeling van psychiatrische ziekten in de kliniek, en voor de vergroting van het cognitieve als goed2,9, 10 , 11. opgemerkt moet worden dat het onderzoek van HFS voor de behandeling van andere psychiatrische stoornissen zijn in verschillende stadia, het aanbieden van veel beloven voor patiënten12.

Hoewel tal van studies hebben aangetoond dat een focale HFS zowel de lokale als de externe effecten gedurende de hersenen13 heeft, blijven de neurologische en moleculaire mechanismen van de effecten elusive2,14. In de kliniek, wordt therapeutische HF-DBS meestal toegepast op wijze op lange termijn voor de behandeling van de ziekte van Parkinson en chronische pijn, etc. die vele adviezen worden verhoogd om uit te leggen van de verbetering die zijn gegenereerd door een HF-DBS behandeling, onder welke één mogelijkheid dat de huidige HFS de neuronale netwerkactiviteit, waarschijnlijk door een repetitieve depolarisatie van de axonen in de nabijheid van de geïmplanteerde HFS-elektrode moduleert. Of, HF-DBS kan de snelheid van de geen kwijting van de neuronen van de uitvoer en de geschatte doelstellingen wijzigen. Ook HF-DBS kan leiden synaptic veranderingen op lange termijn, met inbegrip van lange termijn potentiëring (LTP) en op lange termijn depressie (LTD), die kan bijdragen aan een symptomatische verbetering. Tot nu toe, het is nog onduidelijk of HFS influences de belangrijkste moleculaire gebeurtenissen die regelen van cellulaire processen zoals als volwassen neurogenesis in vivo. Verschillende lijnen van studies hebben aangetoond dat HFS bij knaagdieren soortgelijke neurale reacties klinisch toegepaste DBS15,16kan nabootsen. Om te begrijpen van de cellulaire mechanismen voor HF-DBS, in deze studie, instellen we eerst een in vivo HFS methodologie in muizen in een acute (één dag) of chronische (vijf dagen) wijze. Ten tweede, we instellen een activering analyse methodologie om de wijziging van de neuronale activiteit en neurogenese na een HF-DBS-levering

Gezien het feit dat de neuronale productie van neurale stamcellen overvloedig tijdens de embryonale ontwikkeling is maar gedurende het hele volwassen leven blijft, is de hippocampal subgranular zone een van de belangrijkste gebieden waar de neurogenese plaatsvindt. Het proces van neurogenese is beïnvloed door vele fysiologische en pathologische factoren. In bepaalde gevallen epileptische is de hippocampal neurogenese drastisch verminderde17,18. Daarnaast kan een enkele elektroconvulsieve therapie de neuronale productie in de getand gyrus19aanzienlijk verhogen. Deze opmerkingen suggereren dat het elektrofysiologische activiteit een cruciale rol in de regulatie van volwassen neurogenesis en synaptische plasticiteit in hippocampal neuronen speelt. Daarom, om te verder demonstreren de effecten van HF-DBS op Neuronale activiteit en neurogenese, eerst voeren we een immunokleuring kwantitatieve analyse van de onmiddellijke vroege gen (IEG) c-fos is een bekende marker van kortlopende Neuronale activiteit als gevolg van ervaring van20. Notch1 signalering wordt ook gedetecteerd om te controleren de signalering activeren na de HFS levering21,22. Bovendien, we ook detecteren de neuronale productie door een BrdU labeling analyse na de inductie van de HF-DBS op verschillende manieren, hoewel BrdU kleuring ook een marker voor gliogenesis kunnen.

In de huidige studie zijn twee HFS methodologieën aangepast aan de doelgroep van de activering van het hippocampal DG, direct en indirect. De elektrode is geïmplanteerd in het DG direct of het mediale perforant pad (PP) die prognoses stuurt te activeren van de DG neuronen ingeplant. Voor de inductie van de HF-DBS, wordt een programmeerbare stimulator gepresenteerd voor een continu stimulatie via de vaste elektrode aan het hoofd van de muis. Om te bepalen van de effecten van HFS op neuronale activering en neurogenese, ontdekken we de expressie van c-fos en Notch1 door immunefluorescentie kleuring en het aantal positieve neuronen BrdU-opgenomen in de hippocampal DG regio, respectievelijk, na de behandeling van HFS. In het bijzonder worden de effecten van de HF-DBS op de neurogenese in de DG vergeleken tussen een acute en een chronische stimulering wijze, of tussen een directe en indirecte stimulatie wijze, respectievelijk.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dierlijke experimentele procedures gevolgd de institutionele richtlijnen van de Beijing Institute van fundamentele medische wetenschappen (Peking, China) en de Chinese gouvernementele verordeningen voor de zorg en het gebruik van proefdieren. De muizen (volwassen mannelijke, 26 ~ 30 g) waren gehuisvest en gehouden op een constante temperatuur van 23 ° C, met water en voedsel ad libitum, onder een donkere 12-h licht/12-h cyclus (licht op om 7:00 uur). Alle experimentele procedures werden uitgevoerd tijdens de lichte cyclus.

1. chirurgische voorbereiding

Opmerking: Een aangepaste elektrode was zelfgemaakte met behulp van de methode aangepast ten opzichte van de Halpern verslag23.

  1. 2 koperen micro-draden (met een buitendiameter van 200 µm) als de parallelle bipolaire elektrode gebruiken. Wikkel de elektroden rond elkaar vormen cilindrische elektroden voor de stimulatie.
    Opmerking: Hier, de elektrode lengte binnen de PP of DG was gevarieerd volgens de anatomische diepte van de kern.
  2. Het steriliseren van de elektroden met behulp van een ethyleen oxide Desinfectie kabinet. Hanteren en opslaan van de zelfgemaakte 2-kanaals micro-draad elektroden zonder enige verontreiniging. De elektroden moeten strikt worden gesteriliseerd voordat eventuele chirurgische implantatie.
  3. Autoclaaf de chirurgische instrumenten.
  4. Vóór de operatie, injecteren de muis met pentobarbital (20-50 mg/kg) intraperitoneally, om een chirurgische vliegtuig van de verdoving.
  5. Injecteer de muis met een steriele penicilline G novocaïne vering (75.000 U, I.M.) en een pijnstillende agent (carprofen, 0.05 - 1 mg/kg, SC) te verminderen het risico van infecties en pijn, respectievelijk24.
  6. Na de dierlijke anesthesie, een oog-smeermiddel van toepassing op beide ogen ter voorkoming van droogheid van de ogen. Zorgen voor de inductie van de sedatie en de diepte van de narcose door van het dier reflexen in reactie op Teen knijpen en doorgaan met de bewerking alleen als geen reactie optreedt.
    Opmerking: Dierenarts zalf is een andere optie om te voorkomen dat oog droogheid.
  7. Allermeest naar de vacht op de bovenkant van de muis hoofd scheren met elektrische tondeuses of een scheermesje, steriliseren van de geschoren zone met drie afwisselende scrubs van 70% alcohol en betadine oplossing en doorgaan met de bewerking na de betadine op de huid is opgedroogd.

2. hoogfrequente stimulatie chirurgie25,26

Opmerking: In deze stap is een elektrode eenzijdig geïmplanteerde in de dorsale DG of mediale PP gebied, een deel van de hippocampus met kritieke taken in de episodische leren en geheugen.

  1. Plaats de narcose muis op het stereotactische frame. Om te houden van de muis hoofd onbeweeglijk, uitlijnen van de oor-bars en snel installeren. Draai zachtjes de oor-bars zodat ze het gecentreerd hoofd steunen en de muis enigszins veilig.
  2. Gebruik een thermostatische pad te handhaven van de lichaamstemperatuur van het dier bij 37 ± 0,5 ° C.
  3. Gebruik pincet begrijpen de huid anterior to de muis oren te knippen met een gesteriliseerde schaar te verwijderen over 1 cm2 -gebied van de huid op de bovenkant van de schedel van de muis.
    Opmerking: Een kleine hoeveelheid bloeden kon worden waargenomen langs de randen van de uitgesneden huid.
  4. Verwijder de spier en andere bijlage overliggende de schedel met een wattenstaafje om de oppervlakte van de schedel bloot te stellen. Gebruik een wattenstaafje en ontleden beitel te reinigen van alle beenvlies, de pezen en de bindweefsel van de de schedel volledig te identificeren de Sagittaal oppervlak en lambda hechtingen lijnen.
  5. Identificeer de bregma en de lambda punt. De doorsnede van de coronale hechtdraad en de Sagittaal hechtdraad op het superieure midden gedeelte van de snuituil is waar de bregma zich bevindt. Het snijpunt van de lambdoid hechtdraad door de Sagittaal hechtdraad is waar de lambda zichtbaar. Gebruik de bregma als het oorspronkelijke punt de andere positie van de nucleus instellen.
  6. Na de identificatie van de bregma en lambda positie op de schedel, pas deze twee punten in het horizontale niveau. Zorg ervoor dat de hoogte van deze twee punten bijna het zelfde in de richting van de dorsale-ventrale is (eventuele fouten moet < 0.05 mm). Zorg er ook voor dat de schedel niveau in de mediale-laterale richting in de dezelfde manier26 is.
  7. Voor een eenzijdige operatie, monteren een zelfgemaakte 2-kanaals koperen micro-draads elektrode in de roterende elektrode-houder op het stereotactische chirurgische frame.
  8. Plaats van de elektrode verticaal boven het punt van de bregma aanvankelijk en instellen als de oorspronkelijke site. Gebruik de digitale weergegeven stereotactische chirurgische frame om aan te geven de anterior-posterior (AP), mediale-en laterale (ML), en plaatst u dorso-ventrale (DV).
    Opmerking: Om te verhinderen dat de elektrode krijgen gebogen, raak niet aan het uiteinde van de elektrode op de schedel tijdens de operatie.
  9. De elektrode zachtjes te verplaatsen naar de juiste positie (figuur 1A, AP-2.1/ML ± 1.0 voor DG en AP-3,8/ML ± 3.0 voor PP, respectievelijk)27 boven de schedel zonder elke aanraking. Wanneer de gewenste site werd geïdentificeerd voor elektrode inbrengen, gebruik van de dorsoventral-stereotactische aanpassingen aan hogere de houder van de elektroden en markeer de positie met een zwarte marker.
    Opmerking: De exacte locatie met betrekking tot de stereotaxic coördinaten kan variëren door muis stam, gewicht en geslacht. Volwassen muizen van hetzelfde geslacht moeten worden gebruikt om te minimaliseren van elke wijziging in de locatie. Indien mogelijk, moeten preoperationele anatomische scans worden gebruikt ter identificatie van de locatie op een individuele certificaathouder basis27.
  10. Gebruik een hand-held micromanipulator-bijgewoonde boor (burr grootte = 0,5 mm) te maken van burr gaten op de gemarkeerde positie juist. Steriliseren het puntje van de burr met 70% ethanol vóór het boren. Omhoog naar de mini boor via de schedel langs de z-as 0,8 - 1,0 mm zonder de X-en Y-positie te veranderen. Gebruik een steriel katoenen om te stoppen met elke bloeden tijdens de operatie.
    Opmerking: Om te voorkomen dat overdreven boren en buitensporige warmte genereren tijdens het boren, zorg ervoor de boren snelheid is 15.000-18.000 omwentelingen per minuut (RPM), en vaak trekken de boor uit burr gat elke 8-10-s.
  11. Houd boren totdat de dura wordt blootgesteld. Gebruik een gebogen naald te verwijderen elke bot kladjes die worden gegenereerd tijdens het boren en maak een gaatje op de dura zonder beschadiging van de onderliggende zachte hersenweefsel.
    Opmerking: Om te voorkomen beschadiging van het hersenweefsel, de gebogen botte naald kan ook worden vervangen door een fijne botte pincet.
  12. Om te bevestigen dat de burr gaten hebben geboekt naar behoren op de gewenste positie, verminderen door de hoogte van de elektrode door een aanpassing van de stereotactische operatie frame en ervoor te zorgen dat de elektrode kan worden ingevoegd soepel door het burr gat zonder eventuele obstakels te raken. Zo ja, langzaam plaats de elektroden tot een diepte van 1,8 mm voor het directoraat-generaal (of 3.0 mm voor de PP) van het oppervlak van de schedel gelegen aan de mediale PP aan het DG (PP-DG).
    Opmerking: Vegen cerebrospinaal vocht of bloed uitstroom uit de burr gaten met steriele katoen tijdens het proces van de innesteling van de elektrode.
  13. Na het plaatsen van de micro-draads elektrode in het gat van de schedel, het op zijn plaats houden met voldoende tandheelkundige cement met een kleine spatel. Als het cement dikker, schimmel het rond de ingevoegde elektrode en de schroeven aan het vormen van een mooie gladde Pet. Debride en Desinfecteer de wond randen.
  14. Losraken van de elektrode van de elektrode-houder. Verwijder de muis uit het stereotactische frame en terug te sturen naar een warme kooi.
    Opmerking: Na de operatie, wachten met de terugzending van de dieren naar hun kooien, totdat zij hebben volledig hersteld van de narcose met voldoende bewustzijn.
  15. Laat de muis zich vrij bewegen en laat ze herstellen voor 2 dagen in de kooi. Sluit vervolgens de geïmplanteerde elektrode in de muis hersenen naar een programmeerbare stimulator via leidt. De software-interface instellen als weergegeven in Figuur 2. De HFS-parameters instellen als 6-serie van 6 treinen van 6 pulsen bij 400 Hz (Figuur 1B, 100 ms tussen de treinen, 20 s tussen de reeksen)28. De intensiteit van de stimulatie tot 200 μA instellen
  16. Leveren een HFS voor de gewenste periode als set. Leveren van de stimulatie 2 x per dag om 8:00 uur en om 8:00 uur
  17. Implantaat elektroden in de muizen en voer geen een stimulatie voor de controlegroep.
  18. Voor de c-fos kleuring, stimuleren de experimentele muizen acuut (2 x per dag). Voor de BrdU labeling, verdeel de experimentele muizen in een acute stimulatie-groep (toegepast 2 x per dag) en een groep chronische stimulering (toegepast 10 x in 5 dagen, 2 x per dag). In de loop van de stimulatie, zorg ervoor dat de muis wakker. Vergeet niet om dat de leads worden niet gedraaid.
    Opmerking: Op de laatste dag van de procedure, de muizen in de acute stimulatie-groep werden gestimuleerd gelijktijdig.
  19. Wanneer de stimulatie klaar is, zorgvuldig verbreken de elektrode pin de elektrode-houder en de aansluiting van het registratiesysteem.

3. immunofluorescentie kleuring en Bromodeoxyuridine Labeling van29

  1. Voor de c-fos en Notch1 kleuring, anesthetize ongeveer 3 uur na de laatste HF-DBS stimulatie, de muizen door het injecteren van pentobarbital (20-50 mg/kg, I.P.) om een chirurgische vliegtuig van de verdoving.
  2. Voor de BrdU labeling, ongeveer 12 uur na de laatste HF-DBS stimulatie, geven 6 injecties van BrdU de controle en de gestimuleerd muizen om 2 uur (50 mg/kg in een zoutoplossing 0,9%, I.P.). 36 uur na de laatste injectie, anesthetize de muizen door het injecteren van pentobarbital (20-50 mg/kg, I.P.) om een chirurgische vliegtuig.
  3. Maak insnijdingen met behulp van een scalpel via de ribbenkast bloot van het hart en vervolgens een naald van 22-gauge botte perfusie moet doorgeven aan het linkerventrikel. Maak een kleine incisie in de juiste atrium. Transcardially perfuse het met 50 mL koud-fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) gevolgd door 50 mL koude 4% paraformaldehyde (PFA) in 1 x PBS (pH 7.4).
    Opmerking: Schakel de PBS naar de PFA wanneer de muis bloed in vivo wordt vervangen en de vloeistof duidelijk loopt. Een goede perfusie kan worden beoordeeld door de verrekening van de lever. De perfusie moet worden gestopt zodra fixatie tremoren30zijn waargenomen.
  4. Decapitate de muis met een oogheelkundige schaar, maken van een sneetje op de huid en de schedel blootstellen. Met behulp van Tang, chip uit de schedel licht en zorgvuldig ontleden de hele muis hersenen. Post-fix de hersenen in 4% paraformaldehyde voor een extra 2 dagen en het overbrengen naar een 30% sacharoseoplossing bij 4 ° C's nachts.
  5. Met behulp van een cryostaat, snijd de hersenen in 20-µm coronale secties. Overdracht en monteren van de secties aan de glasplaatje met een borstel en bewaar ze bij-20 ° C.
    Opmerking: Dieren met elektrode misplacements of overmatige mechanische schade zal worden uitgesloten van de daaropvolgende analyse.
  6. Breng de dia's in de normale PBS (0,1 M, pH 7.4) met geen fixeerspray. Wassen van de plakjes met PBS voor 3-4 x voor elke te verwijderen alle overtollige fixeerspray 5 min. Voor de Fractie BrdU-label, Incubeer de secties in 2-N HCl gedurende 30 minuten bij 37 ° C, en spoel ze af in een buffer van 0.1-M boraat (pH 8.4; 10 min). Daarna wassen de plakjes 2 x gedurende 5 min. in PBS.
    Opmerking: Immunokleuring wordt vervolgens uitgevoerd.
  7. Behandelen segmenten door incubatie in het blokkeren van de oplossing (1% normale geit serum, 3% bovien serumalbumine < BSA > 0,5% Triton X-100 en 0,02% natriumazide in 1 x PBS) gedurende 1 uur bij kamertemperatuur (RT).
  8. Incubeer de plakjes met anti -c-fos polyclonal antilichaam (1:500; konijn), anti-Notch1 antistof (1:50; geit) of anti-BrdU antilichaam (1:800; rat) in de blokkerende oplossing bij 4 ° C's nachts.
  9. Wassen van de segmenten 3 x in PBS, broeden ze vervolgens met Alexa Fluor 568-geconjugeerde anti-konijn (1:500), Alexa Fluor 488-geconjugeerde anti-geit (1:1, 000), of de secundair antilichaam Alexa Fluor 488-geconjugeerde anti-rat (1:500) voor 1 h op RT.
  10. Wassen van de monsters 3 x in PBS (telkens met 10 min). De secties van de immuno-geëtiketteerden hersenen met behulp van een anti-fade reagens montage medium met DAPI dekken. Laat de plakjes drogen en bewaar ze beschermd tegen licht bij 4 ° C.
  11. Beelden van de hippocampal gebieden van de gestimuleerd en ongestimuleerde kanten van de hersenen met een hoge resolutie multi-kanaals (sequentieel) scannen van de confocal microscoop te verwerven. De imaging parameters consequent tussen het besturingselement en de experimentele groepen instellen.
  12. Uitvoeren van een mozaïek geschikt zijn met behulp van een high-vergroting doelstelling (20 X lucht doelstelling, NB 0,45) te verwerven continu 3D (XYZ) beelden van aangrenzende gezichtsveld met behulp van de gemotoriseerde fase en gebruik maken van de juiste software om steek ze elkaar zodat grote composiet beelden.
    Opmerking: Tegels functies omvatten ware stiksels en opties voor verbeterde naadloze afbeeldingen gladmaken. Samengestelde afbeeldingen zijn snel en gemakkelijk bereid met de stitching functie, een beeld vormen over een groot gebied.
  13. Voor c-fos en Notch1 kleuring, een positieve kernen kwantitatieve analyse van de immunefluorescentie dichtheid21 van de gestikte beelden uit te voeren. Willekeurig 3 gebieden selecteren in de rostraal dorsale en ventrale hippocampal DG subregio's en meet de immunefluorescentie dichtheid in een dubbel-blind wijze met behulp van Image J software (http://rsb.info.nih.gov/ij/)31.
  14. Voor een BrdU labeling, de plakjes rond het boren punt via de dorsale hippocampus (-1,7 mm tot-2.7 mm ten opzichte van de bregma) in een dubbel-blind wijze te analyseren.
  15. Tellen alleen BrdU-positieve neuronen in de DG. Voorzien van de cellen liggen binnen 2-cel diameters van de submodule-cel in de telling.
    Opmerking: Hier tellen werd uitgevoerd met een 40 X lucht doelstelling. Willekeurig, 3-5 secties per dier werden geteld, en de graven werden gemiddeld en uitgedrukt als middel per DG19.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Na de stimulatie van de HF-DBS de hippocampal DG subregio direct of de subregio PP te activeren van het DG niet indirect via ingevoegd elektroden met behulp van de stereotactische aanpassingen, de knaagdieren werden verdoofd met pentobarbital en bemonsterd 3 h na de laatste HF-DBS stimulatie voor de c-fos en Notch1 immunokleuring. Voor de BrdU kleuring, 36 uur na de laatste injectie BrdU na 1 dag of 5 dagen van HF-DBS stimulatie, waren de knaagdieren verdoofd met pentoba...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De HF-DBS techniek heeft wijd gebruikt als een krachtig hulpmiddel voor de behandeling van veel neurologische aandoeningen sinds de jaren 1990. Tot nu toe is de mijlpaal werk van HF-DBS voor de behandeling van de ziekte van Parkinson en essentiële tremor, die heeft aangetrokken veel aandacht en belangstelling voor zowel in de kliniek en de wetenschappelijke gemeenschap. Er zijn verschillende soorten van lopende HF-DBS studies door vele groepen voor HF-DBS therapeutische toepassing in bepaalde neurologische en psychiatris...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te verklaren.

Dankbetuigingen

Ondersteund door de nationale natuurlijke Science Foundation van China subsidies 31522029, 31770929 en 31371149 (aan Haitao Wu), Program 973 (2014CB542203) van het programma staat belangrijke ontwikkeling voor fundamenteel onderzoek van China (aan Haitao Wu) en Grant Z161100000216154 van de Beijing gemeentelijke wetenschap en technologie Commissie (Haitao Wu). De auteurs bedanken alle leden van het laboratorium Haitao Wu voor hun aanmoediging en discussies. De auteurs zijn Zhenwei Liu zeer dankbaar voor zijn hulp bij het debuggen van het apparaat.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Stereotaxisch breininstrumentStoelting51730DStereotactische intracraniale implantatie voor muis
StimulatorA-M systemsModel 3800MultiStim 8-kanaals programmeerbare stimulator
TandartsboorSaeshin Precision Co., LtdSTRONG 90Voor boren en craniotoom 
BoorMeisingerHM1 005#Voor boren en craniotoom 
Digidata 1550 DigitizerMolecular DevicesAXON 1550Gegevensverwerving met hoge resolutie
CryotoomThermo Fisher ScientificThermo Cryotome FSESnijden van bevroren secties van specimens
Confocale microscoopOlympusFV-1200Japan, met 20x Objectief (NA 0.45)
MuisoperatiehulpmiddelenF.S.T.14084-08,11254-20,16109-14Scharen, pincetten, botmes, houders enz.
Pentobarbital natriumR&D systems457920-50mg/kg voor i.p. injectie
Penicilline G Sigma-AldrichP303275.000 U voor i.m. injectie
CarprofenSigma-AldrichSML17135-10mg/kg, voor s.c. injectie
4% Paraformaldehyde (PFA)Beijing Solarbio Sci-Tech Co. P1110voorraadoplossing voor weefselfixatie
Fosfaatbuffer (PBS)Invitrogen10010023pH7.4, 500ml in voorraad
Tissue-Tek O.C.T. compoundSakura4583Formulering van wateroplosbare glycolen en harsen
anti-BrdU antilichaamAbcamab6326Verdunning: 1/800
anti-c-fos antilichaamAbcamab209794Verdunning: 1/500
Geit Anti-Konijn IgG (Alexa Fluor 568)Thermo Fisher ScientificA11036Verdunning: 1/500
Ezel Anti-Ratten IgG (Alexa Fluor 488)Jackson ImmunoResearch712-546-150Verdunning: 1/500
Antifade montagemedium met DAPIVector LaboratoriesH-1200Tegenkleuring met DAPI
anti-Notch1 antilichaam (C-20)Santa Cruz Biotechsc-6014Verdunning: 1/50
Ezel Anti-Geit IgG (Alexa Fluor 488)Abcamab150073Verdunning: 1/1000

Referenties

  1. Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep brain stimulation. Annual Review of Neuroscience. 29, 229-257 (2006).
  2. Lozano, A. M., Lipsman, N. Probing and regulating dysfunctional circuits using deep brain stimulation. Neuron. 77 (3), 406-424 (2013).
  3. Kohl, S., et al. Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review. BMC Psychiatry. 14, 214(2014).
  4. Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., Madler, B., Coenen, V. A. Rapid effects of deep brain stimulation for treatment-resistant major depression. Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).
  5. Fisher, R., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).
  6. Greenberg, B. D., et al. Deep brain stimulation of the ventral internal capsule/ventral striatum for obsessive-compulsive disorder: worldwide experience. Molecular Psychiatry. 15 (1), 64-79 (2010).
  7. Kalia, S. K., Sankar, T., Lozano, A. M. Deep brain stimulation for Parkinson's disease and other movement disorders. Current Opinion in Neurology. 26 (4), 374-380 (2013).
  8. Garcia, L., D'Alessandro, G., Bioulac, B., Hammond, C. High-frequency stimulation in Parkinson's disease: more or less. Trends in Neurosciences. 28 (4), 209-216 (2005).
  9. Guercio, L. A., Schmidt, H. D., Pierce, R. C. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cue-induced reinstatement of both cocaine and sucrose seeking in rats. Behavioural Brain Research. 281, 125-130 (2015).
  10. Bossert, J. M., Marchant, N. J., Calu, D. J., Shaham, Y. The reinstatement model of drug relapse: recent neurobiological findings, emerging research topics, and translational research. Psychopharmacology (Berlin). 229 (3), 453-476 (2013).
  11. Grubert, C., et al. Neuropsychological safety of nucleus accumbens deep brain stimulation for major depression: effects of 12-month stimulation. The World Journal of Biological Psychiatry. 12 (7), 516-527 (2011).
  12. Lyons, M. K. Deep brain stimulation: current and future clinical applications. Mayo Clinic Proceedings. 86 (7), 662-672 (2011).
  13. McIntyre, C. C., Hahn, P. J. Network perspectives on the mechanisms of deep brain stimulation. Neurobiology of Disease. 38 (3), 329-337 (2010).
  14. Kringelbach, M. L., Green, A. L., Owen, S. L., Schweder, P. M., Aziz, T. Z. Sing the mind electric - principles of deep brain stimulation. European Journal of Neuroscience. 32 (7), 1070-1079 (2010).
  15. Toda, H., Hamani, C., Fawcett, A. P., Hutchison, W. D., Lozano, A. M. The regulation of adult rodent hippocampal neurogenesis by deep brain stimulation. Journal of Neurosurgery. 108 (1), 132-138 (2008).
  16. Selvakumar, T., Alavian, K. N., Tierney, T. Analysis of gene expression changes in the rat hippocampus after deep brain stimulation of the anterior thalamic nucleus. Journal of Visualized Experiments. (97), e52457(2015).
  17. Hattiangady, B., Shetty, A. K. Implications of decreased hippocampal neurogenesis in chronic temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 49, Suppl 5 26-41 (2008).
  18. Hattiangady, B., Rao, M. S., Shetty, A. K. Chronic temporal lobe epilepsy is associated with severely declined dentate neurogenesis in the adult hippocampus. Neurobiology of Disease. 17 (3), 473-490 (2004).
  19. Madsen, T. M., et al. Increased neurogenesis in a model of electroconvulsive therapy. Biological Psychiatry. 47 (12), 1043-1049 (2000).
  20. Feldman, L. A., Shapiro, M. L., Nalbantoglu, J. A novel, rapidly acquired and persistent spatial memory task that induces immediate early gene expression. Behavioral and Brain Functions. 6, 35(2010).
  21. Feng, S., et al. Notch1 deficiency in postnatal neural progenitor cells in the dentate gyrus leads to emotional and cognitive impairment. The FASEB Journal. 31 (10), 4347-4358 (2017).
  22. Alberi, L., et al. Activity-induced Notch signaling in neurons requires Arc/Arg3.1 and is essential for synaptic plasticity in hippocampal networks. Neuron. 69 (3), 437-444 (2011).
  23. Halpern, C. H., Attiah, M. A., Tekriwal, A., Baltuch, G. H. A step-wise approach to deep brain stimulation in mice. Acta Neurochirurgica.(Wien). 156 (8), 1515-1521 (2014).
  24. Batra, V., Guerin, G. F., Goeders, N. E., Wilden, J. A. A General method for evaluating deep brain stimulation effects on intravenous methamphetamine self-administration. Journal of Visualized Experiments. (107), e53266(2016).
  25. Fluri, F., Bieber, M., Volkmann, J., Kleinschnitz, C. Microelectrode guided implantation of electrodes into the subthalamic nucleus of rats for long-term deep brain stimulation. Journal of Visualized Experiments. (104), e53066(2015).
  26. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nature Protocols. 11 (3), 566-597 (2016).
  27. Paxinos, G., Franklin, K. The mouse brain in stereotaxic coordinates. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates, 3rd edition. 28 (03), 6(2007).
  28. McHugh, T. J., et al. Dentate gyrus NMDA receptors mediate rapid pattern separation in the hippocampal network. Science. 317 (5834), 94-99 (2007).
  29. Gonzalez, C., et al. Medial prefrontal cortex is a crucial node of a rapid learning system that retrieves recent and remote memories. Neurobiology of Learning and Memory. 103, 19-25 (2013).
  30. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564(2012).
  31. Tse, N., et al. The neuromuscular junction: measuring synapse size, fragmentation and changes in synaptic protein density using confocal fluorescence microscopy. Journal of Visualized Experiments. (94), e52220(2014).
  32. Pizzolato, G., Mandat, T. Deep brain stimulation for movement disorders. Frontiers in Integrative Neuroscience. 6, 2(2012).
  33. Tierney, T. S., Sankar, T., Lozano, A. M. Some recent trends and further promising directions in functional neurosurgery. Acta Neurochirurgica Supplement. 117 (117), 87-92 (2013).
  34. Laxton, A. W., et al. A phase I trial of deep brain stimulation of memory circuits in Alzheimer's disease. Annals of Neurology. 68 (4), 521-534 (2010).
  35. Min, H. K., et al. Deep brain stimulation induces BOLD activation in motor and non-motor networks: an fMRI comparison study of STN and EN/GPi DBS in large animals. NeuroImage. 63 (3), 1408-1420 (2012).
  36. Kukurba, K. R., Montgomery, S. B. RNA sequencing and analysis. 2015 (11), Cold Spring Harbor Protocols. 951-969 (2015).
  37. Kawashima, T., Okuno, H., Bito, H. A new era for functional labeling of neurons: activity-dependent promoters have come of age. Frontiers in Neural Circuits. 8, 37(2014).
  38. Liu, J., Solway, K., Messing, R. O., Sharp, F. R. Increased neurogenesis in the dentate gyrus after transient global ischemia in gerbils. Journal of Neuroscience. 18 (19), 7768-7778 (1998).
  39. Kuhn, H. G., Dickinson-Anson, H., Gage, F. H. Neurogenesis in the dentate gyrus of the adult rat: age-related decrease of neuronal progenitor proliferation. Journal of Neuroscience. 16 (6), 2027-2033 (1996).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Diepe hersenstimulatieneuronale activiteitdetectie van neurogenesepreparatie van hersenplakjesimmunofluorescenti le kleuringBrdU labelingstereotactische chirurgiec fos Notch1 analyse

Gerelateerde artikelen