Varkens als een Module van de opleiding voor hoofd en nek microvasculaire wederopbouw

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor het gebruik van de varken superieure epigastrische artery perforator flap als een lesmodule voor hoofd en nek microvasculaire wederopbouw.

Samenvatting

Levende modellen die vergelijkbaar zijn met chirurgische omstandigheden van de mens zijn nodig voor opleiding gratis-flap oogsten en anastomose. Dierlijke modellen voor opleidingsdoeleinden zijn jarenlang in veel chirurgische velden beschikbaar geweest. We gebruikten het vrouwtje (omdat ze gemakkelijk te hanteren voor de procedure) Yorkshire varkens voor de wederopbouw van hoofd en nek door de diep inferieur epigastrische artery perforator of de superieure epigastrische artery perforator flap te oogsten. De site van de wapendrager (nek huid defect of tracheale muur defect) werd bereid via de dissectie van de gemeenschappelijke halsslagader en de interne halsslagader, in welke 3.5 × loupe vergroting werd gebruikt voor wapendrager zoals we op gevallen van de mens in het echte leven gebruiken. Deze procedure toont een nieuwe trainingsmethode met behulp van een betrouwbare leren model en biedt een gedetailleerde anatomie in een levende scenario. We gericht op het moment van ischemie, oogsten, vaartuig anastomose, en het ontwerpen van de flap aan de defect-site. Dit model verbetert weefsel behandeling en met het gebruik van de juiste instrumenten kan vele malen worden herhaald zodat de chirurg volledig vertrouwen is voordat de operatie op de mens.

Inleiding

Wederopbouw na chirurgie voor het hoofd en de nek kwaadaardige ziekten is een ingewikkelde procedure geassocieerd met significante morbiditeit. Microvasculaire gratis-flap reconstructie is goed opgezet als de standaard benadering van wederopbouw voor meer dan 20 jaar^1,-^2,3. Gratis-flap overdracht speelt een belangrijke rol in de verbetering van het beheer van het hoofd en de nek bij kankerpatiënten en in post-traumatische verwondingen waardoor het verleggen van grenzen van chirurgische excisie van ziekte dan vorige technieken, wat resulteert in grotere patiënt kwaliteit van leven en langer overleven tarieven^1,2,3. De verschillende kleppen voor wederopbouw opnemen rotatie, enten en gratis kleppen.

De rol van vrije kleppen in het hoofd en de nek wederopbouw is uitgebreid. Het is de moeilijkste klep te werken, bekwaam en delicate behandeling vereisen. Klep mislukking is een catastrofale gebeurtenis, met significante morbiditeit^4,5. Dus is aanzienlijke trainingstijd nodig voor het ontwikkelen van de precisie die nodig zijn voor de succesvolle chirurgische resultaten^{3,4,5,6,7,8, 9}. De steile het leren kromme die is gekoppeld aan een dergelijke operatie kan beïnvloeden het resultaat voor patiënten en behandeling beheer^{3,4,5,6,7, van invloed zijn op 8,9}. Om de trainingstijd en het leren kromme voor nieuwe chirurgen, een model van de opleiding is nodig dat de Nabootsers van de menselijke biologie en biedt soortgelijk chirurgische veld voorwaarden⁸.

Het doel van deze studie is om te laten zien van de zichtbaarheid van Porcine als een goede opleiding module voor het hoofd en de nek microvasculaire wederopbouw die lijkt op de menselijke geval met verbeterde vaardigheden in de actieve mode.

Deze studie onderzocht het gebruik van een varkens model voor opleiding nieuwe collega's in het hoofd en de nek microvasculaire wederopbouw voor gratis-flap overdracht te bieden een kosteneffectieve en minder stressvol aanvulling op betrouwbare wijze aan de opleiding klinische veld met soortgelijke functies voor gratis-flap procedures. Varkens hebben gebruikt voor vele studies en als het onderwijzen van modellen voor verschillende chirurgische reconstructies, bijvoorbeeld borstreconstructie; ⁵ echter varkens zijn nooit gebruikt voor hoofd en nek wederopbouw behalve in onze studie voor tracheale wederopbouw als gevolg van de trachea stenose¹⁰.

Het idee werd gestart na Frederic Bodin⁷, die beschrijven de soortgelijke klep voor borstreconstructie. Het belangrijkste voordeel voor de studie over de andere module van microvasculaire opleiding is de actieve livening module met een echte direct resultaat van de procedure.

Protocol

Deze studie werd geleid en goedgekeurd door het departement van laboratorium dier middelen, Yonsei biomedische Research Institute, Yonsei University College of Medicine, geaccrediteerd door de vereniging voor de beoordeling en de accreditatie van Laboratory Animal Care International. Deze studie volgde de richtsnoeren voor de zorg en het gebruik van proefdieren van het Instituut van laboratorium dier middelen Commissie op biowetenschappen National Research Council. Alle varkens werden acclimated gedurende één week vóór de bewerking.

1. voorbereiding

1. Houd de varkens zonder voedsel voor meer dan 12 h voor narcose met gratis toegang tot water.
   Opmerking: Zes vrouwelijke Yorkshire varkens werden gebruikt met een gewicht van 25 – 30 kg per stuk.
2. Gebruik een 16 Gauge naald van 1 cm lengte te injecteren intramuscularly alfaxan (1 mg/kg), xylazine (2 mg/kg) en azaperone (2 mg/kg) achter en onder het oor tot inleiding van de anesthesie.
3. Scheren de anterior middellijn van de nek en de buikwand van het varken met behulp van een chirurgische hair removal scheerapparaat.
4. Veilig een intraveneuze (IV) route door de centrale of marginale oor ader aan de posterieure zijde van de oorschelp met een naald van 22-G. Injecteren Ketorolac (1 mg/kg) via een IV-lijn.
5. Vervolgens spuiten intramuscularly zoals beschreven in 1.2 atropine (0,04 mg/kg). Injecteren intramuscularly zoals beschreven in 1.2 cefazolin (30 mg/kg).
6. Zet het varken liggen in een liggende positie boven de tafel van de operatiekamer.
7. Laat het varken naar adem 2 L van zuurstof met 5% van Isofluraan door varkens verdoving maskeren spontaan.
8. De stembanden via de mond met behulp van een Laryngoscoop bloot en spuiten ze met twee soezen van 2% lidocaïne actueel oplossing om te voorkomen dat intubatie-geïnduceerde laryngospasm.
9. Intubate met een 6.5 mm buis, opblazen van de buis manchet met 3-5 mL lucht met behulp van een injectiespuit zonder naald eraan verbonden zijn.
   Opmerking: Capnometry om ervoor te zorgen dat de tracheale buis, die een deel van de verdoving machine uitmaakt, in de juiste positie is en er CO₂ terug naar de machine als indicatie van goede oxygenatie is uitvoeren
10. Het handhaven van de narcose na de intubatie met 2% Isofluraan.
11. Gebruik maken van de dierenarts zalf op pig's ogen en sluit deze met een oog cover patch.

2. procedure: Ontvangst Site

1. Desinfecteer de nek en de buikwand met de scrub jodium gebaseerde oplossing 1%.
2. Start een verticale middellijn incisie in de voorste hals met behulp van blade No. 23 tot het borstbeen.
3. Ontleden van de spieren van de riem en lateraal met Kelly weefsel schaar en Lahey oprolmechanisme intrekken.
4. De luchtpijp van de eerste ring aan de inlaat van de thoracale bloot.
5. Vervolgens, bloot de gemeenschappelijke halsslagader en de interne halsslagader voor de anastomose.
6. Het maken van een venster in het tweede of derde tracheale kraakbeen, ~ 1 cm breed met mes nr. 11.
7. Kijk voor de Endotracheale tube via de trachea defect gemaakt, en zorg ervoor dat de beluchting door de buis wordt voortgezet met behulp van de ventilator zonder een lek.

3. procedure: Klep Site

Opmerking: De superieure epigastrische artery perforator (SEAP) klep oogst kan worden uitgevoerd, volgens de methode beschreven door Frederic Bodin⁷.

1. Het ontwerp van een flap aan de bovenbuik door een chirurgische viltstift (figuur 1A).
2. Maak een elliptische huid incisie 4 x 3 cm met behulp van een scalpel No. 23 naar de voorste schede van de buikwand aan de mediale zijde van de getrokken flap (figuur 1B).
3. Verheffen (peel) de klep van de musculus rectus abdominis schede op zoek naar de perforators gaat de klep van de huid terwijl de fascia door de allis.
4. De intramusculaire dissectie uitvoeren en volg de perforators voor de superieure epigastrische vaartuigen (figuur 1B)
5. Nu het uitvoeren van de laterale huid incisie op de ontworpen klep (figuur 1A) met behulp van een scalpel No. 23 (Figuur 1 c)
6. Klem de superieure epigastrische vaartuigen en de venae comitantes met de hemostat superiorly en gebruik van Kelly weefsel schaar te knippen onder de hemostat en afbinden van het vaartuig boven de hemostat door de 3-0 hechtdraad. Vervolgens opstijgen naar de hemostat.

4. anastomosis en sluiting

1. Zet op een chirurgische loep.
2. Klem de halsslagader slagader met behulp van twee hemostats met 1-2 cm afstand tussen hen.
3. Gebruik micro-schaar te knippen tussen de halsslagader en de superieure onderdeel koppelen door dubbele hechtdraad verzekeren geen lekt.
4. Gebruik de dubbele klem zonder het frame tussen de halsslagader en de klep slagader.
5. Anastomosis start met 10-0 hechtdraad eenvoudige volledige dikte geïnterpreteerd.
6. Plaats de eerste twee verblijf hechtingen ongeveer 120 graden uit elkaar op het schip de omtrek dan tussen plaats 2-3 steken.
7. Laat de klem. Als er doen bloed lekt de soortgelijke hechtdraad op de druipende site.
8. Kijk voor de veneuze terug stroom van venae comitantes.
9. Anastomosis zoals beschreven in stap 4.1 tot 4,7 voor de interne halsslagader en de venae comitantes (Figuur 1 d) uitvoeren.
10. Gebruik een spuit breinaalden 18 naar de huid zodat de levensvatbaarheid van de klep door het zien van een druppel bloed prikken.
11. Sluit de tracheale venster en flap met de fascia van de spier van de SEAP met 3-0 hechtdraad hechtdraad.
12. Exteriorize en suture van een peddel van de huid van de SEAP klep aan de cervicale middellijn huid incisie (figuur 2A).
13. Sluit de buikhuid incisie (figuur 2B).

5. post-operatieve zorg

1. Het varken terug in de vatbaar positie krijgen.
2. Stop de Isofluraan en spenen van het varken van de ventilator.
3. Laat het varken te herstellen in de dierlijke kooi en nauw zodat haar vlotte herstel van de procedure te volgen.
4. Kijk voor de klep op de site van de wederopbouw na genezing (figuur 2C).
5. Kijk op de site van de donor in het dier na genezing (figuur 2D).
6. Ringer's lactaat debiet van 150 mL/h start tot volledig herstel en 0.3 mg buprenorfine voor analgesie beheren.
7. Na de extubation, het varken nauwlettend volgen totdat het voldoende bewustzijn te handhaven positie en ademhaling heeft herwonnen en is in staat om te drinken spontaan.
8. Houd de na chirurgie varkens gescheiden plaats van geen bediende dieren.
9. Start intramusculaire amoxicilline-clavulanate (14 mg/kg) voor 1 week.
10. Start intramusculaire Meloxicam (0,2 mg/kg) voor 1 week.

6. euthanasie

1. Start anesthesie voor het varken door het injecteren van propofol via i.v. (5-10 mL) en het onderhouden met Isofluraan 5%.
2. Intubate van het varken zoals beschreven op stap (1.1, 1.2, 1.6-1.10).
3. De hartstilstand veroorzaken door intraveneuze injectie van 40 mmol KCl.

Resultaten

Wij de procedure uitgevoerd op zes varkens: cervicale huid defect wederopbouw op twee varkens, tracheale wederopbouw op twee varkens en gratis klep testen vasculaire anastomosis apparaat in twee varkens. De varkens werden gecontroleerd voor 3 maanden en er was geen klinische teken van neurologische tekort.

De gemiddelde tijd voor ischemie was 50 min (bereik, 35-80 min); de tijd gedaald als de procedure werd herhaald. De gemiddel...

Discussie

Significante morbiditeit en defecten kunnen optreden in hoofd en nek maligniteit patiënten tijdens chirurgische beheer. Microvasculaire gratis weefsel overdracht is essentieel voor de wederopbouw in de meeste gevallen geworden. De levensvatbaarheid van de klep is een kritieke kwestie, die van standvastigheid, nauwkeurige afhandeling van de stam, tactiele gevoel, visueel-ruimtelijke vermogen en uitstekende operationele kasstroom uit de chirurg⁸. Om deze vaardigheden te ontwikkelen, moet een uitgebr...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Pigs XP Bio, Seoul, South Korea
Surgical Hair Removal shaver	3M
22 gage catheter	B.BRAUN
syring with needle size 18	Jung Rim Medical
Intramuscular alfaxan	Careside		10ml/VAL
Intramuscularxylazine	Bayer
Intramuscular azaperone	Sigma-aldrich		34223
Intramuscular atropine	Daewon		0.5mg/A
Intramuscular cefazolin	Yuhan		1g
intravenous Ketorolac	Hana Pharm		30mg
Swine ansthesia mask	DRE		1392
endotracheal cuff tube 6.5 mm	SMITH medical		100/150/065
ansthesia Machine	Dräger		PRIMUS IE
2% lidocaine topical solution	Taejoon
vet ointment	Pfizer		terramycin
eye cover patch	Innomed		S-universal010S
betadine solution 1%.	Korea Pharma
gauze 4*4	First Medical		22*30CM 320S
blade No. 23	Paragon		23
lahey retractor	V.Mueller		SU3960
kelly tissue scissors	SOLCO		05-1990
blade No. 11	Paragon		11
surgical marking pen	Aspen Surgical		Regular #2750
allis	V.Mueller		SU4055
tie suture	Covidein		non-needle
3.5× surgical loupe	zeiss		eyemag smart
double clamp without frame	V.Mueller		CH7155
microscissors	AESCULAP		FD038R
Ringer's lactate	Daehan		500ml/1bag
amoxicillin–clavulanate	Ilsung		0.6g/V
Meloxicam	Samil		7.5mg
propofol	Dong Kook		120mg/V
intravenous KCl solution	Daehan		20ml/50P
mosquito curved	SOLCO		013-0111
mosquito straight	SOLCO		05-1050
ethilone 10-0 suture	ethicone		10/0W1756
Vicryl 3-0.	ethicone		3/0W9890
buprenorphine	Hanlim		0.3mg