Methodenartikel

Schaalbare fabricage van rekbare, Dual Channel, Microfluidic orgel Chips

19.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/58151

⸱

20 oktober 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Wyss Institute for Biologically Inspired Engineering, Harvard University, 2Apple, Inc, 3Harvard John A. Paulson School of Engineering and Applied Sciences, Harvard University, 4Vascular Biology Program and Department of Surgery, Boston Children's Hospital and Harvard Medical School

* These authors contributed equally

In dit artikel

Erratum-melding

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol dat beschrijft de fabricage van rekbare, dual channel, orgel chip microfluidic cel cultuur apparaten voor Recapitulerend orgel-niveau functionaliteit in vitro.

Samenvatting

Een aanzienlijk aantal loodverbindingen mislukken in de farmaceutische pijpleiding omdat dierproeven niet vaak te voorspellen klinische reacties in menselijke patiënten. Menselijke orgel-on-a-Chip (orgel Chip) microfluidic cel cultuur apparaten, waarmee een experimentele in vitro -platform voor de beoordeling van de werkzaamheid, toxiciteit en farmacokinetische (PK) profielen bij de mens, kunnen beter voorspellers van therapeutische werking en veiligheid in de kliniek ten opzichte van dierproeven. Deze apparaten kunnen worden gebruikt voor de functie van vrijwel elk orgaan type model en fluidically kunnen worden gekoppeld door middel van gemeenschappelijke endotheel omzoomde microchannels in vitro studies uitvoeren op menselijke fysiologie van de orgel- en hele lichaam-niveau zonder naar uitvoering van experimenten op mensen. Deze fiches orgel bestaat uit twee geperfundeerd microfluidic kanalen gescheiden door een permeabel elastomere membraan met orgel-specifieke parenchymal cellen aan de ene kant en de microvasculaire endotheel anderzijds, die worden cyclisch uitgerekt kan te verstrekken orgel-specifieke mechanische signalen (b.v. ademhaling bewegingen in Long). Dit protocol gegevens de fabricage van flexibele, dual channel, orgel Chips door gieten van delen met behulp van 3D afgedrukt mallen, inschakelen van de combinatie van meerdere gieten en post-processing stappen. Poreuze poly (dimethyl siloxaan) (PDMS) membranen zijn uitgebracht met micrometer formaat via-holes met behulp van silicium pijler arrays onder compressie. Fabricage en assemblage van orgel Chips omvat apparatuur en stappen die kunnen worden uitgevoerd buiten een traditionele cleanroom. Dit protocol biedt onderzoekers toegang tot orgel chiptechnologie voor in vitro orgel - en lichaam-level studies drugontdekking, de veiligheid en de werkzaamheid te testen, alsook mechanistisch onderzoek van fundamentele biologische processen.

Inleiding

Hier beschrijven we de fabricage van dual-channel, gevacuoliseerd orgel-on-a-Chip (orgel Chip) microfluidic cultuur apparaten met behulp van een schaalbare protocol vatbaar voor gebruik door onderzoeksgroepen die geen toegang hebben tot cleanrooms en traditionele zachte lithografie hulpmiddelen. Deze apparaten zijn ontwikkeld om te recapituleren menselijke orgel-niveau functies voor begrip normale fysiologie van de ziekte, alsmede drug reacties in vitro1,2. Cruciaal belang voor engineering deze functionaliteit zijn twee geperfundeerd microfluidic kanalen gescheiden door een semi-permeabel membraan (Figuur 1). Dit ontwerp maakt recreatie van weefsel-weefsel interfaces tussen ten minste twee soorten weefsels, gewoonlijk orgel parenchymal cellen aan de ene kant van het poreuze membraan en vasculaire endotheel anderzijds, evenals hun blootstelling aan vloeistofstromen. Bovendien, omdat het elastomere polymeer, poly (dimethyl siloxaan) (PDMS), wordt gebruikt voor het fabriceren van het orgel Chip lichaam en membraan componenten, cyclische mechanische spanning kunnen worden toegepast op de gehele ontworpen weefsel-weefsel interface via de elastische membraan om na te bootsen de natuurlijke fysieke communicatie van levende organen, zoals de ademhaling van de bewegingen in de longen en de peristaltiek in de darm.

figure-introduction-1
Figuur 1: dwarsdoorsnede van de orgel Chip. Orgel Chips bestaan uit twee kanalen, gescheiden door een poreuze, elastisch membraan dat kan worden ontpit met cellen aan beide zijden. Bovenste kanaal kruissecties zijn 1 mm x 1 mm hoog, onderkant breed kanaal Kruis secties zijn 1 mm breed x 0,2 mm hoog en vacuüm kanalen in beide en onderste delen zijn 0.3 mm breed, 0,5 mm hoog, en spaced 0.3 mm van de fluidic kanalen. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Deze rekbare, dual channel, orgel Chips zijn gebruikt voor het aantonen van de invloed van ademhaling van motion op nanoparticle absorptie in de Long- en drug-geïnduceerde longoedeem3,4; effecten van de peristaltische beweging op differentiatie5 en bacteriële overgroei in de darm5,6,7; en invloed van cyclische vervormingen als gevolg van de pulsatie van het hart over differentiatie en rijping van glomerulaire podocytes in de nier8. Bovendien, in het geval van deze twee-lumen-apparaten die een vasculaire endotheel omzoomde-kanaal gescheiden door een extracellulaire matrix (ECM bevatten)-gecoate membraan van parenchymal cellen binnen een afzonderlijk toegankelijk kanaal zijn geschikt voor de karakterisatie van drug PK parameters en nieuwe ontdekking van de doelgroep, die heeft is beperkt in één perfusie channel-systemen. Bovendien meerdere orgel Chips kunnen aan elkaar worden gekoppeld via hun vasculaire kanalen effectief maken een menselijk lichaam-op-chips, die zou kunnen een aantrekkelijke menselijke in vitro -platform voor therapeutiek ontwikkeling9bieden, 10. In tegenstelling tot de meeste micro-fysiologische systemen (MPS)11,12,13bevatten de orgel-Chips twee microfluidic kanalen gescheiden door een poreuze membraan dat vasculaire-parenchymal interacties te vergemakkelijkt in vivo orgaanfunctie recapituleren. Dit vereenvoudigt niet alleen het koppelen van verschillende organen samen zoogdierlevercellen een gemeenschappelijk medium via de vasculaire kanalen, maar de compartimentering van de weefsels en vloeistoffen bootst in vivo functies en ondersteunt farmacokinetische experimenten en modelleren en in vitro-in vivo extrapolatie9,10 , dat is moeilijk of onmogelijk is in één kanaal MPS14,15,16. De populariteit van PDMS in microfluidic apparaten heeft geleid tot de ontwikkeling van instrumenten om te overwinnen de inherente vermogen van het materiaal om het absorberen van kleine molecules10,17. Echter noodzaakt het grote aantal chips vereist ter ondersteuning van biologische studies waar het gebruik van microbiële agentia en PDMS-absorberende stoffen maken hergebruik orgel Chips moeilijk een schaalbare productieproces zelfs voor kleine onderzoeksgroepen. Het protocol beschreven hier presenteert een methode voor het apparaat fabrikatie geschikt voor het gebruik in academische laboratoria, met inbegrip van die geen toegang hebben tot cleanrooms en zachte lithografie. Dit protocol is gericht op het verruimen van de toegang tot orgel Chips door een breed scala aan onderzoekers willen de rekbare, dual channel-apparaten gebruiken voor het verkennen van elementaire biologische processen, alsmede translationeel therapeutische ontwikkeling.

Leveraging best practices van micromanufacturing-velden gekoppeld met ontwerpen voor productie, werd een robuuste aanpak ontwikkeld voor het fabriceren van orgel Chip apparaten in grote hoeveelheden met hoge reproduceerbaarheid en rendement. Het hier beschreven fabricage-protocol biedt een schaalbare methode voor orgel Chip productie. We beschrijven het gebruik van een optionele schimmel-in-Place Jig (MiP; ontwerpdetails in Aanvullende materialen) in combinatie met polyurethaan pakking strips om schaalvergroting van het PDMS onderdelen gieten. De glanzende zijde van polyurethaan strips produceren optisch glad PDMS delen terwijl de gestructureerde kant demolding vergemakkelijkt. Ook beschrijven we het gebruik van een optionele geautomatiseerde membraan Fabricator (AMF) waarmee tijdens het genezen van membraan wafer mallen uniforme gecomprimeerd voor het fabriceren van maximaal 24 membranen per batch. Het ontwerp is breed toepasbare voor studies van organen die zijn samengesteld uit weefsels die ondervinden van mechanische spanning en perfusie, en deze chips kunnen worden geproduceerd met lage chip-op-Spaander variabiliteit in moet voldoen aan de behoeften van kleine en grote hoeveelheden onderzoeksgroepen gelijk. De werkstroom is vatbaar voor een batch- of assemblagelijn indeling en gemakkelijk compatibel is met kwaliteit beoordeling protocollen voor controle van productieprocessen, opleiding van personeel en responsieve probleemoplossing. Wij hopen dat dit protocol toegang uit te tot de mogelijkheden van dual-channel, rekbare, orgel Chips voor fundamenteel en translationeel onderzoek breiden zal.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. algemene voorbereiding

  1. Om te voorkomen dat vuil, schoon werkgebied met behulp van verpakkingstape en veeg vaststelling van gebied met een cleanroom wipe en isopropyl alcohol.
  2. Voor alle maatregelen waarvoor PDMS, meng PDMS op een 10:1-verhouding (10 g Kruis koppelen agent, 100 g van elastomeer base). Meng met de hand of met een commercieel beschikbare mixer. Gebruik maken van een planetaire centrifugaal mixer hier: mengen gedurende 2 minuten bij 2000 toeren per minuut, dan de PDMS ontgassing gedurende 2 minuten bij 2200 rpm.
  3. Schone all mallen met lucht pistool om te blazen uit puin voorafgaand aan gebruik.
    Let op: Gebruik geen metalen pincet voor het verwijderen van puin, zoals het aan het oppervlak van de mallen schade zal.

2. top Channel voorbereiding

  1. Veeg beneden de glanzende zijde van elk polyurethaan stuk met ethanol en cleanroom veegt af. Zorg ervoor dat alle resterende ethanol is gedroogd uit het polyurethaan oppervlak.
  2. De glanzende zijde van de polyurethaan op de open zijde van de MiP mal voor het maken van een zegel op de open zijde van de schimmel, waardoor alleen een goed lijkende opening aan de bovenkant van de mal voor gieten PDMS plaatst.
    Opmerking: Controleer dat elke schimmel is vallende veilig polyurethaan stuk of het PDMS zal lekken van mallen tijdens het gieten.
  3. Plaats de schimmel en polyurethaan vergaderingen in een MiP-mal, met de getextureerde kant tegen het einde van de MiP-mal. Blijven dit doen totdat alle mallen zijn geplaatst in de mal.
  4. Draai de MiP-mal door te draaien aan het handvat met behulp van een moersleutel totdat de mal afstand 25 mm breed is.
  5. Een boot van aluminiumfolie rondom de MiP mal om te voorkomen dat overtollige PDMS lekken op oppervlakken maken
  6. Giet PDMS in elk van de mallen goed tot volledig.
    Opmerking: Elke chip top component vereist ongeveer 3 mL PDMS.
  7. Zodra de gehele mal is gevuld, plaats de mal in de exsiccator vacuüm. Trek vacuüm bij-80 kPa voor 1 h tot ontgas PDMS.
  8. Na 1 h, verwijder de MiP-mal uit de exsiccator en zet in de oven 60 ° C gedurende ten minste 4 uur om te genezen PDMS.
  9. Demonteren van de mal van de MiP met behulp van een moersleutel, los van de mal door te draaien aan het handvat tegen de klok. Zodra de mallen zijn vrij van compressie, verwijder mallen uit jig.
  10. Verwijderen van de polyurethaan strips uit elke schimmel en gooi deze weg.
  11. Zorgvuldig-schimmel PDMS delen van hun mallen en leg ze functie-kant naar boven.
  12. Het blad van Tegel schraper op einde tabblad inkeping line-up en weggesneden elk uiteinde aan singulate de top componenten.
  13. Onderdelen gecontroleerd voor een van de volgende modi van de mislukking en negeren onbevredigend delen: krassen in het belangrijkste kanaal, grote puin boven het kanaal gebied, grote bubbels, vervormd vacuüm kanalen.
  14. Afgewerkte onderdelen in vierkante petrischalen binnen druk positieve kasten bij kamertemperatuur worden opgeslagen.

3. onder kanaal voorbereiding

  1. Giet ongeveer 10.5 gram PDMS in mallen totdat het PDMS de top van de spouw bereikt.
    1. Inspecteer de onderkant kanaal mal voor PDMS genezen naar de bodem van schimmel.
    2. Als vies, schraap oude PDMS vanaf de onderkant van de schimmel, aangezien een oneffen oppervlak op de bodem van de mal leiden ongelijke dikte van de laatste delen tot kan.
      Opmerking: voor kleine < 2 cm2 gebieden die onthuld worden, de lucht pistool heel zachtjes kunnen worden gebruikt voor het verplaatsen van PDMS over de ruimte.
  2. Plaats mallen in vacuüm exsiccator gedurende 1 uur.
  3. Na 1 h, verplaatsen de mallen in een oven van level 60 ° C voor > 4 h.
  4. Plaats mal op tafel laminaire flow Hood. Los PDMS van een van de randen van de mal.
  5. Greep van een hoek en zachtjes schil terug het PDMS van het oppervlak van de schimmel.
  6. Wanneer volledig verwijderd, leg op werkvlak, zodat kanaal functies gezicht zijn.
  7. Geknipte onderdelen langs de buitenranden met tegel scharen, plaatsen van Tegel cutter blade in ingekeepte PDMS zoals in stap 2.12.
  8. Leg delen functie kant omhoog op tape te verwijderen elke puin.
  9. Deel van de verpakking van de tape verwijderen. Sleep het losse einde van het gedeelte over de dia. Het losse einde zal laminaat met het glas.
    Opmerking: Het is van cruciaal belang om te voorkomen dat zich uitstrekt van het deel terwijl het vaststelling van. Als bubble tussen deel en glas opgesloten ligt, zachtjes heffen van het deel met de pincet en opnieuw leggen.
  10. Uitvoeren inspectie van de kwaliteitscontrole van de onderdelen. Onderdelen gecontroleerd voor elke mislukking modi en negeren onbevredigend delen, met inbegrip van degenen die krassen in de belangrijkste kanaal, grote puin, grote bubbels of misvormde vacuüm kanalen bevatten.
  11. Dekking van functies met tape.
  12. Onderdelen in een positieve druk kabinet bij kamertemperatuur worden opgeslagen.

4. PDMS membraan voorbereiding

  1. Controleer of de wafels kosteloos voor PDMS achterop zijn.
  2. Plaats elk membraan wafer in de aangewezen "slots" in de AMF-vakken.
  3. Gebruik de 1 mL spuit om 0.09 milliliters PDMS in het midden van elk membraan wafer postserie. Laat PDMS zitten voor een minimum van 5 min om PDMS om verspreid over de posten van de membraan wafer.
    Opmerking: Ga niet naar volgende stap verder totdat ten minste 75% van de postserie is bedekt met PDMS. De kwaliteit van membranen verbetert hoe langer de PDMS mag pit in post regio dus langere wachttijden in deze stap hebben de voorkeur.
  4. Plasma behandelen de polycarbonaat strip op 20 W voor 45 s, O2 gas bij 0.80 mbar in een plasma-machine.
  5. Verwijder het polycarbonaat blad uit de plasma-machine en gebruik van schaar te snijden van de polycarbonaat platen in 45 x 45 mm vierkanten.
    Opmerking: Minimaliseer contact met de plasma behandelde oppervlak om te voorkomen dat stof vasthouden aan de polycarbonaat.
  6. Voorzichtig leggen de plasma behandeld kant van de vierkanten polycarbonaat op de vloeibare PDMS gecentreerd op het membraan wafer. Ervoor zorgen dat de polycarbonaat en het PDMS in contact.
    Opmerking: Vermijd luchtzakken tussen de polycarbonaat en het PDMS.
  7. Plaats de voorgesneden PDMS spacer op het midden van het plein van polycarbonaat.
  8. Leg de voorgesneden getextureerde polycarbonaat vel op het PDMS blok te houden van de vergadering van de hechting aan de compressie-plaat.
  9. Schuif de lade zodat lade 3 in de rug is, lade 2 in het midden is en lade 1 aan de voorkant is. Lade 1 heeft een inkeping voor uitlijning.
  10. De output druk ventiel open en heel langzaam het invoeren druk ventiel. Alleen sluit de klep van de druk uitgang.
    Opmerking: Dit is zodat de output 4 kg van geweld is geleidelijk toegepast op elke membraan wafer in tegenstelling tot het direct, die de wafeltjes breken kan.
  11. Flip de AMF-schakelaar aan om te beginnen de uithardende cyclus. Genezen wafer onder 4 kg (16 kPa) compressie en een ramping temperatuur cyclus vermeld in tabel 1.
StapTemperatuur (° C)Duur (min)
12020
23510
34510
45060
560120
620Houd

Tabel 1 - membraan genezen voorwaarden

  1. Sluit de klep van de invoer druk en open het ventiel druk uitgang om los van de druk van de lucht-cilinders.
  2. Verwijder de schaaltjes en breng ze naar de laminaire flow kap.
  3. Zorgvuldig afschilferen van de getextureerde polycarbonaat en verwijder voorzichtig het PDMS tussenstuk.
    Opmerking: Bekijk de PDMS spacer om ervoor te zorgen dat het doet ook niet schil af de polycarbonaat vervoerder, in dat geval start peeling uit een andere hoek.
    1. Inspecteren van het membraan PDMS door de polycarbonaat drager voor gebieden met via-holes en gebruik een marker op te sporen van de omtrek van het gebied door middel van holes en markeren van eventuele gaten of gebreken in de membranen.
    2. Met behulp van wafer behandeling pincet, los in bladen, hosties uit de lade.
    3. Elke membraan uit de wafer verwijderen en plaatsen in een petrischaal.
      Opmerking: Het PDMS membraan zal de schimmel uit de wafer membraan en de polycarbonaat back-ups zal worden nageleefd. Als PDMS loskoppelen van de vervoerder van polycarbonaat begint, schil van een andere regio.
    4. Het opslaan van membranen en wafeltjes in petrischalen in een positieve druk kabinet bij kamertemperatuur.

5. top vergadering en voorbereiding

  1. Met behulp van matte tape, reinig de PDMS membranen, alsook de binnenkant van de petrischaal te verwijderen van puin.
  2. Grondig tape de kant van de functie van elke bovenste component verwijderen van puin.
  3. Plaats top kanaal deel ("boven") functie kant naar boven in de petrischaal met PDMS membraan.
    Opmerking: Let erop dat sommige membranen voor één of twee bovenste delen afhankelijk van de grootte van het bruikbare gebied kunnen worden gebruikt. De belangrijkste kanalen van elke bovenste gedeelte moeten passen binnen het gemarkeerde gebied van het membraan.
  4. Laad de petrischaaltjes in de plasma-machine.
  5. Plasma behandelen membraan en top 20 W voor 45 s, O2 gas bij 0.80 mbar.
  6. Zodra de hechting cycli heeft beëindigd, verwijderen van de gerechten en vast de geactiveerde delen functie kant bovenop het membraan en zorgen deel is volledig gelamineerd met membraan met geen bubbels.
  7. Plaats de delen in de oven 60 ° C gedurende ten minste 2 uur te ontharden.
  8. Met behulp van een scalpel, trace rond de omtrek van de gekleefde top om te scheiden van de top-membraan vergadering van de vervoersmaatschappij voor polycarbonaat.
    Opmerking: Dus knip de vervoerder niet af.
  9. Zodra het deel is getraceerd, schil de vergadering van de polycarbonaat. Het PDMS membraan dat is gebonden aan de top moet schil van de vervoerder.
  10. Met behulp van scherpe omver te werpen pincet, het membraan van de poorten die toegang het onderste kanaal tot verwijderen en Verwijder vuil of stof met een tang onder een stereoscoop.
    Opmerking: Laat niet enig deel van het membraan die betrekking hebben op de toegangspoort.

6. chip assemblage

  1. Functie kant naar boven, plasma traktatie samenstellingen met onderdelen van de bodem met behulp van de voorwaarden in stap 5.5.
  2. Onder een omgekeerde Microscoop, half de bovenste vergadering met microscoopglaasje naar de bodem uitlijnen
  3. Plaats in de oven 60 ° C gedurende ten minste 2 uur.
  4. Chip kwaliteitscontrole inspectie
    Opmerking: Nauwe aandacht besteden aan de mainports en kanaal van chip. Controleren op mislukte modi door oog en ook onder de Microscoop.
    1. Om te controleren dat de chip volledig is gebonden, sleepboot licht op elke hoek van de chip te controleren voor delaminating onderdelen.
    2. Kijk naar het kanaal van de chip te controleren voor een gerimpeld of slappe membraan, dat als een golvend patroon of een lichte vervorming in het kanaal verschijnt.
    3. Het uitvoeren van een inspectie van de Microscoop te inspecteren voor puin in het belangrijkste kanaal.
      Opmerking: Puin in niet-kritieke gebieden, zoals de vacuüm kanalen is aanvaardbaar.
    4. Inspecteer de belangrijkste kanaal en vacuüm kanalen voor delaminatie met de chip nog steeds op de omgekeerde Microscoop.
      Opmerking: Delaminatie in niet-kritische gebieden (bijvoorbeeld de rand van de chip) is aanvaardbaar.
    5. Controleer of de belangrijkste kanalen, worden uitgelijnd naar binnen 50-60 µm (1-2 membraan poriën).
      Opmerking: Het is cruciaal dat de kanalen niet met vacuüm kanalen overlappen.
    6. Controleer of het membraan tussen de belangrijkste kanalen en de inlaat en uitlaat kanalen intact zonder enige schijnbare gaten is.
      Opmerking: Een gat in het membraan kan leiden tot een lekkende chip of de celgroei buiten de kanalen.
  5. Winkel fiches in petrischalen in een positieve druk kabinet bij kamertemperatuur.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het hier gepresenteerde protocol beschrijft de schaalbare fabricage van PDMS orgel Chips. Deze apparaten inschakelen cultuur van twee verschillende geperfundeerd weefseltypes (HLA) op een elastische poreuze membraan (Figuur 1). De PDMS kanalen worden gegoten met behulp van 3D gedrukte mallen, die versnelt prototyping van nieuwe ontwerpen (figuur 2A en 2B). Top kanalen zijn gegoten in mallen onder compressie tegen...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De productie-procédé berust op hoge resolutie 3D gedrukte mallen naar het patroon van de PDMS boven- en onderkant orgel Chip lichaam componenten in combinatie met micromolded poreuze PDMS membranen. Deze kritische benadering werd geselecteerd moeten verlichten van prototyping gecombineerd met de snelle overgang naar schaal van fabricage en vervanging van tooling. De bovenste component mallen zijn bedoeld om patroon havens in exacte locaties met gedefinieerde verticale profielen tijdens het gieten stap. Dit vermijdt niet ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

D.E.I. is een van de oprichters en houdt van de "equity" in emuleren, Inc., en stoelen van haar wetenschappelijke adviesraad. J.P. is momenteel een medewerker van emuleren, Inc. R.N., Y.C., J.P., en D.E.I. zijn uitvinders op intellectuele eigendom dat is gelicentieerd te emuleren, Inc.

Dankbetuigingen

Wij danken M. Rousseau en S. Kroll voor hulp met fotografie en videografie en M. Ingram, J. Nguyen, D. Shea en N. Wen voor bijdrage aan initiële fabricage protocol ontwikkeling. Dit onderzoek werd gesponsord door het Instituut Wyss voor biologisch geïnspireerde Engineering aan de Harvard University en het Defense Advanced Research Projects Agency onder coöperatieve overeenkomsten #W911NF-12-2-0036 en #W911NF-16-C-0050, en FDA verlenen # HHSF223201310079C, NIH verleent #R01-EB020004 en #UG3-HL141797-01 en Bill en Melinda Gates Foundation verleent #OPP1163237 en #OPP1173198 DEI. De standpunten en conclusies in dit document zijn die van de auteurs en moet niet worden geïnterpreteerd als het vertegenwoordigen van het officiële beleid, hetzij expliciet of impliciet, van de Defense Advanced Research Projects Agency, Food en Drug Administration, de National Institutes of Health, of de Amerikaanse regering.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Persoonlijke beschermingsmiddelen
HairnetVWR89107-770
Tyvek laboratoriumjasVWR13450-506
Handschoenen met verlengde manchettenVWR89521-898
Materiaal
SnijmatVWR102096-430
TegelsnijderMcMaster-Carr26765A31
Mold-in-place (MIP) bovenmalenProtolabs, Inc.customgedrukt in Prototherm 12120
Mold-in-place (MIP) ondermalenProtolabs, Inc.customgedrukt in Prototherm 12121
Eendenbek gebogen pincettenVWR63041-864
Pincet met scherpe puntElectron Microscopy Sciences72700-D
Metalen spatelVWR 82027-528
Deep reactive ion etch (DRIE)  zuilenarray wafersSensera, Inc.customVier 50 x 50 mm zuilenarrays per wafer; zuilen 7 um breed, 50 um hoog, hexagonaal 40 um uit elkaar geplaatst
Getextureerde polycarbonaat .01” dikMcMaster-Carr85585K33gesneden tot 45 mm vierkant
PDMS blokken (40 x 40 x 5 mm)n/acustom
Laminair flow kapGermfreeBVBIin-house gegoten
Luchtpistool
60°C vlakoven
Vacuum drooggeschikt
Massabalansnauwkeurigheid tot 0,1 g
Plasma machineDienerNanozuurstofplasma mogelijkheid is cruciaal
Benodigdheden
Sylgard 184 poly (dimethylsiloxaan) (PDMS) basis/uitharder kitEllsworth Adhesives 4019862
MengbekerZorg voor voldoende ventilatie bij het hanteren van prepolymer vanwege lage niveaus van ethylbenzeen
1 mL spuitVWR10099-395
ReinigloogdoekjesVWRTWTX1080
25 x 75 mm glazen microscoopglaasjesVWR48311-703
VerpakkingstapeVWR500043-724
Scotch tapeVWR500026-873
Gestanzde Polyurethaan (PU) stripsAtlantic Gasket, Inc.custom: AGWI2X3 1/8” dik; 60 Durometer Black Polyurethaan; 2” x 3”
Polycarbonaat film.005” dikMcMaster-Carr85585K102
100 x 100 x 15 mm vierkante raster petrischalenVWR60872-480
 Aluminiumfolie
Optioneel Materiaal
Thinky PDMS MixerThinkyARE-310
Mold-in place (MIP) jigin-houseschroefklem compressie jig
Automatische membraanfabrikant (AMF)in-housepneumatisch compressie zuigerarray met programmeerbare verwarmer

Referenties

  1. Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic organs-on-chips. Nature Biotechnology. 32 (8), 760-772 (2014).
  2. Benam, K. H., et al. Engineered In vitro Disease Models. Annual Review of Pathology Mechanisms of Disease. 10 (1), 195-262 (2015).
  3. Huh, D., et al. A Human Disease Model of Drug Toxicity-Induced Pulmonary Edema in a Lung-on-a-Chip Microdevice. Science Translational Medicine. 4 (159), 159ra147(2012).
  4. Huh, D., et al. Reconstituting Organ-Level Lung Functions on a Chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  5. Kim, H. J., Huh, D., Hamilton, G., Ingber, D. E. Human gut-on-a-chip inhabited by microbial flora that experiences intestinal peristalsis-like motions and flow. Lab on a Chip. 12 (12), 2165-2174 (2012).
  6. Kim, H. J., Ingber, D. E. Gut-on-a-Chip microenvironment induces human intestinal cells to undergo villus differentiation. Integrative Biology. 5 (9), 1130-1140 (2013).
  7. Kim, H. J., Li, H., Collins, J. J., Ingber, D. E. Contributions of microbiome and mechanical deformation to intestinal bacterial overgrowth and inflammation in a human gut-on-a-chip. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (1), E7-E15 (2016).
  8. Musah, S., et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nature Biomedical Engineering. 1 (5), s41551-017-0069–017(2017).
  9. Somayaji, M. R., Das, D., Przekwas, A. Computational approaches for modeling and analysis of human-on-chip systems for drug testing and characterization. Drug Discovery Today. 21 (12), 1859-1862 (2016).
  10. Prantil-Baun, R., et al. Physiologically Based Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis Enabled by Microfluidically Linked Organs-on-Chips. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 58 (1), 37-64 (2018).
  11. Mahler, G. J., Esch, M. B., Stokol, T., Hickman, J. J., Shuler, M. L. Body-on-a-chip systems for animal-free toxicity testing. Alternatives to laboratory animals: ATLA. 44 (5), 469-478 (2016).
  12. Miller, P. G., Shuler, M. L. Design and demonstration of a pumpless 14 compartment microphysiological system. Biotechnology and Bioengineering. 113 (10), 2213-2227 (2016).
  13. Coppeta, J. R., et al. A portable and reconfigurable multi-organ platform for drug development with onboard microfluidic flow control. Lab Chip. 17 (1), 134-144 (2016).
  14. Wikswo, J. P., et al. Scaling and systems biology for integrating multiple organs-on-a-chip. Lab on a Chip. 13 (18), 3496-3511 (2013).
  15. Sung, J. H., et al. Using PBPK guided "Body-on-a-Chip" Systems to Predict Mammalian Response to Drug and Chemical Exposure. Experimental biology and medicine (Maywood, N.J.). 239 (9), 1225-1239 (2014).
  16. Stokes, C., Cirit, M., Lauffenburger, D. Physiome-on-a-Chip: The Challenge of "Scaling" in Design, Operation, and Translation of Microphysiological Systems. CPT: Pharmacometrics & Systems Pharmacology. 4 (10), 559-562 (2015).
  17. Shirure, V. S., George, S. C. Design considerations to minimize the impact of drug absorption in polymer-based organ-on-a-chip platforms. Lab Chip. , (2017).
  18. Huh, D., et al. Microfabrication of human organs-on-chips. Nature Protocols. 8 (11), 2135-2157 (2013).
  19. Tran, T. T., et al. Exact kinetic analysis of passive transport across a polarized confluent MDCK cell monolayer modeled as a single barrier. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (8), 2108-2123 (2004).
  20. Henry, O. Y. F., et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).
  21. Maoz, B. M., et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).
  22. Benam, K. H., et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Erratum


Formal Correction: Erratum: Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips
Posted by JoVE Editors on 5/08/2019. Citeable Link.

An erratum was issued for: Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips.  The Representative Results, Discussion, and References sections have been updated.

In the Representative Results section, the legend for Figure 5 has been updated from:

Figure 5: Permeability of inert tracer Cascade Blue through the microporous PDMS membrane. Cascade Blue hydrazide dye in medium was loaded into the top channel of the Organ Chip and perfused at 60 µL/h to measure the flux of the dye across the membrane into the bottom channel containing medium. Empty chips were compared to Gut Chips with Caco2-BBe1 cells in the apical channel and human vascular endothelial cells (HUVEC) in the basal channel cultured for 6 days. Error bars indicate standard error of the mean.

to:

Figure 5: Permeability of inert tracer Cascade Blue through the microporous PDMS membrane. Cascade Blue hydrazide dye in medium was loaded into the top channel of the Organ Chip and perfused at 60 µl/h to measure the flux of the dye across the membrane into the bottom channel containing medium. Empty chips were compared to Gut Chips with Caco2-BBe1 cells in the apical channel and human vascular endothelial cells (HUVEC) in the basal channel cultured for 6 days. The apparent permeability (Papp, cm/s) of the microporous PDMS membrane was determined using the dye concentration in the outlet channels. The gut chip cell layers provide a significantly increased barrier to permeability. Error bars indicate standard error of the mean.

In the Discussion section, the fourth paragraph has been updated from:

Troubleshooting the resulting Organ Chips takes place at two levels: during the fabrication process and during Organ Chip culture. We have developed a visual method for quality assurance (QA) of through-hole formation in the cast membranes that greatly accelerates the production process while improving the quality and reliability of assembled Organ Chips. This QA method allows for process troubleshooting, and we recommend keeping a record of process conditions to enable tracking fabrication problems that may occur during cell culture. During Organ Chip culture, inert tracer dyes are the simplest method of measuring barrier function to troubleshoot the fabrication process and cell culture steps. Lucifer Yellow has been used historically due to its small molecular mass and innate fluorescence, but Cascade Blue offers similar properties with a narrower emission spectrum that is less likely to interfere with downstream assays. Larger molecules, such as poly-ethyleneglycol (PEG)- or dextran-conjugated fluorophores are larger and consequently result in lower permeability overall and lower sensitivity. The apparent permeability (Papp, cm/s) of tracer dyes can be used to determine barrier function properties of organs or tissues (Figure 4). The following equation can be used to calculate Papp between the dosing channel and receiving channel and is derived from equations used primarily for Transwell studies19,20 and corrects for tracer dye loss caused by absorption into PDMS by comparing the two output flows and not relying on mass balance assumptions at the outflow.

Papp formula for permeation rate analysis in a scientific study, featuring equation variables.

to:

Troubleshooting the resulting Organ Chips takes place at two levels: during the fabrication process and during Organ Chip culture. We have developed a visual method for quality assurance (QA) of through-hole formation in the cast membranes that greatly accelerates the production process while improving the quality and reliability of assembled Organ Chips. This QA method allows for process troubleshooting, and we recommend keeping a record of process conditions to enable tracking fabrication problems that may occur during cell culture. During Organ Chip culture, inert tracer dyes are the simplest method of measuring barrier function to troubleshoot the fabrication process and cell culture steps. Lucifer Yellow has been used historically due to its small molecular mass and innate fluorescence, but Cascade Blue offers similar properties with a narrower emission spectrum that is less likely to interfere with downstream assays. Larger molecules, such as poly-ethyleneglycol (PEG)- or dextran-conjugated fluorophores are larger and consequently result in lower permeability overall and lower sensitivity. The apparent permeability (Papp, cm/s) of tracer dyes can be used to determine barrier function properties of organs or tissues (Figure 5). The following equation derived by Tran, et al.19 can be used to calculate Papp between the dosing channel and receiving channel, which partially corrects for tracer dye loss caused by absorption into PDMS by averaging the two output flows and not relying on mass balance assumptions at the outflow.

Permeability coefficient equation, Papp, showing variables for diffusion analysis.

The References section has been updated from:

  1. Blaser, D.W. Determination of drug absorption parameters in Caco-2 cell monolayers with a mathematical model encompassing passive diffusion, carrier-mediated efflux, non-specific binding and phase II metabolism. at <http://edoc.unibas.ch/655/1/DissB_7998.pdf> (2007).
  2. Hubatsch, I., Ragnarsson, E.G.E., Artursson, P. Determination of drug permeability and prediction of drug absorption in Caco-2 monolayers. Nature Protocols. 2 (9), 2111-2119 (2007).
  3. Henry, O.Y.F. et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).
  4. Maoz, B.M. et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).
  5. Benam, K.H. et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466.e4 (2016).

to:

  1. Tran, T.T. et al. Exact kinetic analysis of passive transport across a polarized confluent MDCK cell monolayer modeled as a single barrier. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (8), 2108–2123 (2004).
  2. Henry, O.Y.F. et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).
  3. Maoz, B.M. et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).
  4. Benam, K.H. et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466.e4 (2016).

Trefwoorden

Orgaan op een chipmicroflu disch apparaatPDMS membraan3D geprinte mallencyclische rekweefsel weefselinteractievacu mactuatieporeus membraangeneesmiddelenontwikkeling

Gerelateerde artikelen