Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Volledige en gedeeltelijke aorta occlusie voor de behandeling van hemorragische schok in varkens

10.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/58284

⸱

24 augustus 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Michigan, 2Hays Innovations

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol aan te tonen een hemorragische schok model in varkens die gebruikmaakt van de aorta occlusie als brug naar de definitieve zorg in trauma. Dit model heeft toepassing in het testen van een breed scala van chirurgische en farmacologische therapeutische strategieën.

Samenvatting

Bloeding blijft de belangrijkste oorzaak van vermijdbare sterfgevallen in trauma. Endovasculaire beheer van niet-samendrukbaar romp bloeding is in de voorhoede van trauma zorg in de afgelopen jaren. Aangezien volledige aorta occlusie ernstige bedenkingen presenteert, heeft het concept van gedeeltelijke aorta occlusie een groeiende aandacht gekregen. Hier presenteren we een grote diermodel van hemorragische schok te onderzoeken van de effecten van een roman gedeeltelijke aorta ballon occlusie katheter en vergelijk het met een katheter die op de beginselen van volledige aorta occlusie werkt. Varkens zijn verdoofd en geïnstrumenteerd om te voeren gecontroleerde vast volume bloeding en hemodynamische en fysiologische parameters worden gecontroleerd. Na de bloeding, aorta ballon occlusie katheters worden ingevoegd en opgeblazen in de aorta supraceliac voor 60 min, gedurende welke de dieren volbloed reanimatie als 20% van het totale bloed volume (TBV) ontvangen. Na ballon deflatie, de dieren worden gecontroleerd in de setting van een kritieke zorgen voor 4 uur, gedurende welke zij ontvangen vloeistof reanimatie en vasopressors zo nodig. De gedeeltelijke aorta ballon occlusie verbeterde distale gemiddelde arteriële druk (MAPs) toonde tijdens de ballon inflatie daalde markers van ischemie en vloeistof reanimatie en doser gebruik verminderd. Als varkens fysiologie en homeostatische reacties na bloeding goed gedocumenteerd zijn en zoals die bij de mens, een zwijn hemorragische zijn kan schok model worden gebruikt voor het testen van verschillende behandelingsstrategieën. Naast behandeling van bloeding, hebben aorta ballon occlusie katheters populair voor hun rol in de hartstilstand, cardiale en vasculaire chirurgie en andere risicovolle electieve chirurgische ingrepen.

Inleiding

Bloeding is nog steeds de dominante oorzaak van vermijdbare sterfgevallen in patiënten die een traumatische gebeurtenissen, goed voor 90% van trauma-gerelateerde sterfgevallen in de instelling van de militaire en 40% van posttraumatische sterfgevallen in de burgerbevolking1, 2. Hoewel directe druk comprimeerbare bloeding behandelen kunt, niet-samendrukbaar romp bloeding nog steeds moeilijk te behandelen en dodelijk zonder prompt hemostatische controle kunnen zijn. De historische benadering van resuscitative Thoracotomie of laparotomie met aorta Kruis-klemmen is gebleken zeer invasieve3,4. Deze interventie vereist ook een complexe selectie algoritme om te bepalen van de kandidatuur van patiënten die een traumatische beledigingen5hebben ondergaan.

In de afgelopen jaren is er een opleving van de belangstelling voor een eerder beschreven aanpak — resuscitative endovasculair ballon occlusie van de aorta (REBOA)6,7,8. Hoewel REBOA heeft een korte termijn voordelen van het overleven in bloeding toegekend, vormt een langdurige volledige occlusie van de aorta tijdens de ballon inflatie ernstige bezorgdheid waarin onomkeerbare einde-orgel ischemie9,10. In een poging om het overwinnen van deze mogelijke morbiditeit, zijn alternatieve endovasculair strategieën voor het beheer van de bloeding worden bedacht. Een dergelijke strategie heeft gezien dat een toenemende aandacht is een gedeeltelijke occlusie van de aorta11,12. Het idee van gedeeltelijke aorta ballon occlusie biedt de perfusie van vasculaire bedden distale op de site van occlusie, verbeterde fysiologische proximale aorta kaarten en een vermindering van de geleidelijke afterload na de ballon deflatie. Deze veranderingen in de parameters zijn gewenste wijzigingen in de fysiologische kenmerken van een bloedende dier. Voorafgaand aan deze methode de vertaling voor de mens, volledige en gedeeltelijke aorta ballon occlusie katheters zwaar zijn getest in varkens modellen van hemorragische schok11,12,13.

Varkens zijn gebruikt in studies waarbij hemorragische schok voor vele jaren. De meeste van de huidige kennis van de pathofysiologie van hemorragische schok is afgeleid van studies die dierlijke modellen, met inbegrip van varkens hebben gebruikt. Hun fysiologie en homeostatische reacties in de omgeving van pathologische volume uitputting volgende bloeding, vooral die met betrekking tot bloed bloedstolling en cardiovasculaire reacties, zijn goed gedocumenteerd en zijn zoals die in mensen14. Varkens modellen van hemorragische schok bieden ook mogelijkheden te onderzoeken van behandelingsstrategieën voor hemorragische schok en andere traumatische verwondingen.

In deze studie tonen wij een klinisch realistisch model van hemorragische schok in varkens te evalueren endovasculaire behandelingsstrategieën, met inbegrip van volledige en gedeeltelijke aorta ballon occlusie. We veronderstellen dat een gedeeltelijke occlusie van de aorta in een beter fysiologische resulteert en laboratorium profiel in vergelijking met een volledige occlusie van de aorta in varkens ondergaan een gecontroleerde vast volume bloeding.

We gericht op de fysiologische effecten van gedeeltelijke en volledige aorta occlusie vergelijken als een behandeling voor hemorragische schok in een varkens-model. Gedeeltelijke aorta occlusie werd bereikt met behulp van een selectieve aorta ballon occlusie in trauma (SABOT) katheter (Figuur 1). De SABOT katheter is een twee-ballon systeem waarmee intra-luminal doorbloeding, waardoor een gedeeltelijke aorta doorstroming naar de vasculaire bedden distale aan de occlusie. Volledige aorta occlusie werd bereikt met behulp van een katheter de aorta occlusie single-ballon (bijvoorbeeldCODA) (Figuur 1). Behandeling in groepen werden gerandomiseerd te ondergaan resuscitative aorta occlusie met de volledige of de gedeeltelijke aorta ballon occlusie katheters (n = 2/groep).

De hoofdstappen van het model omvatten de inductie van de anesthesie en intubatie, het onderhoud van anesthesie, instrumentatie, 35% TBV bloeding (20 min totaal; half over de eerste 7 min, en half over de resterende 13 min), de ballon van de aorta occlusie en volbloed reanimatie (60 min van occlusie; 20% volbloed reanimatie tijdens de laatste 20 min van de occlusie), spoedeisende hulp (240 min) bewaking met hemodynamische waarneming, en euthanasie met weefsel oogsten. Figuur 2 toont het model gebruikt in dit experiment.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

In een onderzoek met behulp van dieren, de onderzoekers gehandeld naar de Animal Welfare Act verordeningen en andere federale statuten met betrekking tot dieren en experimenten met dieren en de beginselen uiteengezet in de huidige versie van de gids voor zorg en gebruik van proefdieren van de National Research Council. Dit protocol studie werd goedgekeurd door de Universiteit van Michigan institutionele Animal Care en gebruik Comité (IACUC). De experimenten werden uitgevoerd met inachtneming van alle verordeningen en richtsnoeren met betrekking tot het welzijn van dieren in het onderzoek.

1. dierlijke selectie en acclimatisering

  1. Gebruik vrouwelijke Yorkshire-landras gekruist varkens (n = 2/groep, leeftijd: 5-6 maanden, gewicht bereik: 40-60 kg) voor het experiment.
  2. Na hun aankomst in de faciliteit, huis van de dieren afzonderlijk in kooien maar zorgen dat er voldoende interactie tussen de dieren in het naburige kooien.
  3. Het huis van de dieren voor ten minste 5 d zodat ze zijn volledig acclimated voordat u het experiment uitvoert. Gedurende deze periode, het voeden van de dieren met een standaard dieet en observeren om na te gaan ze in een goede staat van gezondheid.
  4. De dieren houden van eten en drinken na middernacht voordat de operatie ter voorkoming van het risico op aspiratie tijdens de intubatie.

2. narcose en intubatie

  1. Verdoven het dier met 5 mg/kg tiletamine/zolazepam intramuscularly gegeven (IM) in de Musculus gluteus terwijl het dier op het gebied van huisvesting is. Gelijktijdig, 0,05 mg/kg atropine IM als een anticholinergica agent om te minimaliseren van afscheidingen tijdens de intubatie geven.
  2. Vervoer van het dier uit het gebied van de huisvesting op de operatiekamer en plaatst u deze in de liggende positie op een operatietafel.
  3. Gebruik ingeademd Isofluraan (2% - 5%) voor het opwekken van de verdoving. 21% zuurstof (0.4 L/min) gemengd met lucht (4 L/min) als de vervoerder gassen te leveren van de geïnhaleerde verdoving gas gebruiken.
  4. Terwijl de gewenste diepte van de verdoving wordt bereikt, plaats een 20 G perifere intraveneuze (IV) katheter in de ader van de oor voor het beheer van de IV van vloeistoffen, drugs of anesthesie, als nodig.
  5. Als het dier de gewenste diepte van anesthesie verwerft, zachtjes afwassen afval en puin van operatieve archeologische vindplaatsen, waaronder de links en rechts inguïnale regio's, links en rechts van de nek en de buik. Gebruik een elektrische haartrimmer al haar uit de operationele sites verwijderen. Het beoordelen van de diepte van de verdoving door knijpen de hind-limb van het dier en observeren de reactie van haar (gebrek aan).
  6. Beveilig het dier naar de operatietafel met behulp van chirurgische katoenen touwen rond elke extremiteit, voorafgaand aan de intubatie.
  7. Gebruik een korte stuk van chirurgische katoen touw op te heffen van de onderkaak samen met de tong te openen van de mondelinge opening. Gebruik een ander stuk van katoen touw te trekken van de maxilla naar beneden. In het geval de ontspanning van kaak onvoldoende is of de vocal folds zijn samengevouwen, verhogen het niveau van Isofluraan kort en herhaal deze stap.
  8. Gebruik de niet-dominante hand te houden van het handvat van een conventionele Laryngoscoop uitgerust met een 12 in verlichte Miller blade. De tip van het blad van de Miller via de orofarynx doorgeven. Praktijk voorzichtigheid te behouden van de tanden en de mondelinge mucosa terwijl het manoeuvreren van het mes in de mondholte. Langzaam verder de blade tip totdat het strotklepje kan duidelijk worden gevisualiseerd en vooraf voorbij de laryngeal inlaat. Met behulp van de pols, til het blad, verheffen het strotklepje, zodanig dat een duidelijk beeld van het strottenhoofd wordt verkregen.
  9. Plaats een 6.5 Fr of 7 Fr Endotracheale tube (ETT) met een stilet tussen de plooien van de zang in de luchtpijp. In geval van laryngospasm als gevolg van de mucosal irritatie, 2% lidocaïne op de vocal folds en het mediane glosso-epiglottic veld toepassen en evalueren.
  10. Verwijder de stilet voordat het volledig het bevorderen van de buis in de luchtpijp terwijl het houden van een stevige grip op de buis. Opblazen van de ballon manchet met 10-15 cm3 van lucht om te voorkomen dat eventuele lucht lekkage rond de manchet en aspiratie van maag inhoud.
  11. De ETT verbinden met de mechanische ventilator door een filter van de ademhaling (warmte- en vochtigheidsmanagement exchanger). Beveilig de ETT door koppelverkoop van de katoen tape rond de snuit (maxilla).
  12. In het geval van een mislukte intubatie, laat de dierlijke oxygenate en ventileren kort vóór elke extra poging.
  13. Controleer de juiste mechanische ventilator-instellingen: een mengsel van 21% zuurstof en lucht; een ademhalingsvolume van 7-10 mL/kg lichaamsgewicht; een respiratoire snelheid van 10-15 adem/min te handhaven van een einde-getijde pCO2 van 40 mmHg ± 2 mmHg.
  14. Plaats een Pulsoximeter op het oor, tong, of staart de oxygenatie van het bloed en de hartslag te meten. Verder een rectale sonde via de anale opening voor voortdurende temperatuurbewaking.
    Opmerking: De temperatuur van het dier moet worden gehandhaafd tussen de 38 ° C tot 40 ° C met een verwarmde temperatuur-gereglementeerde operatietafel, warmte mat of Verwarming Deken.
  15. Isofluraan (1% - 3%) gebruiken voor het onderhoud van anesthesie tijdens de gehele procedure. Gedurende deze tijd, beoordelen de diepte van de verdoving door te testen voor reflexen van de pijn met behulp van een snuifje hind-limb. Daarnaast, bewaakt het respiratoire tarief op de ventilator om te zien als het overeenkomt met het tarief van de geprogrammeerde ventilator.
    Opmerking: Overmatig ademhaling geeft een onvoldoende diepte van de verdoving.

3. de chirurgische Site sterilisatie (voorbereiding en draperen)

  1. De insnijding sites, evenals een uitgebreide omgeving van hen voor de experimentele procedures voor te bereiden. De insnijding sites voor het experiment zijn bilaterale inguïnale, de bilaterale nek, Regio'sen de onderbuik. Desinfecteer de operationele sites door schrobben met een overvloedige hoeveelheid Povidon-jodium voor 5 min.
  2. Gebruik droog, steriel gaas te verwijderen van de zeep Povidon-jodium uit de huid.
  3. Steriele chirurgische handdoeken rond de operationele sites te handhaven van de steriele chirurgische velden plaatsen. Handdoek pincet gebruiken teneinde de handdoeken in plaats. Dekking van het dier met een steriele draperen om verontreiniging van de chirurgische sites te voorkomen.

4. cannulation

  1. Femorale slagader en ader cannulation
    Opmerking: Een cannulation van de juiste femorale slagader, linker femorale slagader en linker femorale ader wordt uitgevoerd. De juiste femorale slagader is gecanuleerd met behulp van een 14 Fr invoeging schede voor het aorta ballon occlusie katheter inbrengen. De linker femorale slagader is gecanuleerd met behulp van een 5 Fr katheter voor het distale toezicht op kaart. Een 8 Fr katheter wordt geplaatst in de linker femorale ader voor de vlotte administratie en bloed terugtrekking. De open Seldingertechniek is werkzaam vasculaire toegang voor alle cannulations15.
    1. Alvorens de incisie, beoordelen van de diepte van de verdoving door te knijpen de hind-limb van het dier.
    2. Met behulp van een scalpel uitgerust met een steriele chirurgische mes nummer 10, maken een verticale insnijding van de 8-cm in de rechter Lies 4 cm boven en 4 cm onder het recht lies kreukt.
    3. Ontleden door middel van het onderhuids weefsel en spieren en gebruik van oprolmechanismen met twee Weitlaner voor het verkrijgen van de juiste belichting. Gebruik een oprolmechanisme Army-Navy voor extra retractie indien nodig.
    4. Gebruik Mixter rechte hoek pincet en elektrocauterisatie te ontleden door middel van bindweefsels totdat de neurovasculaire bundel is duidelijk aangetoond.
    5. Voorzichtig ontleden de slagader. De zenuw, die de laterale-meeste structuur is behouden.
    6. Zorgvuldig ontleden de ader, die meest mediaal, uit de buurt van de slagader ligt.
    7. Proximale en distale controle krijgen over de slagader met behulp van 2-0 zijden dassen.
    8. Gebruik een naald van 20 G schuine introducer aan het doorprikken van de slagader. Zorgen voor een juiste positie in het lumen van het schip door het observeren van de gepulseerde bloed stroom via de andere kant van de naald.
    9. Verder een ronde-tipped 0.35 in guidewire door het lumen van de schuine naald.
    10. Het terugtrekken van de naald over de guidewire. Zorg ervoor u geen migratie van de guidewire door het bedrijf dat in de plaats.
    11. Een 10 Fr dilator voorbij de guidewire de opening in de ader te verwijden. Verwijder de 10 Fr dilator. Plaats een 14 Fr invoeging omhulsel over de guidewire.
    12. Verwijder voorzichtig de dilator uit de schede invoeging samen met de guidewire, houden van de canule binnen de slagader.
    13. Spoel de invoeging schede om ervoor te zorgen haar positie binnen het schip lumen.
    14. Beveilig het einde van de katheter op zijn plaats met een 3-0 polyglactin hechtdraad.
    15. Gebruik een 3-0 nylon Sutuur (geologie) voor het uitvoeren van een lopende tijdelijke sluiting van de bovenliggende huid.
    16. Herhaal de bovengenoemde stappen voor de cannulation van de linker femorale slagader met behulp van een 5 Fr katheter (geen initiële dilatatie). De linker femorale ader op een soortgelijke manier isoleren en cannulate met behulp van een 8 Fr katheter. Gebruik een 3-0 nylon Sutuur (geologie) voor het uitvoeren van een lopende tijdelijke sluiting van de bovenliggende huid.
  2. Halsslagader en externe halsslagader cannulation
    Opmerking: Een cannulation van de bilaterale externe jugular veins en linker gemeenschappelijke halsslagader wordt uitgevoerd. Een 5 Fr katheter wordt geplaatst in de linker gemeenschappelijke halsslagader voor proximale toezicht op de kaart, en een 8 Fr katheter in de linker externe halsslagader extra centraal veneuze toegang voor vlotte administratie en doser infusie. Een 9 Fr katheter wordt geplaatst in de juiste externe halsslagader voor longslagader catheterisatie met een longslagader (bijvoorbeeldSwan-Ganz) katheter, terwijl een carotis stroom sonde is geplaatst rond de juiste gemeenschappelijke halsslagader voor carotis debiet toezicht. De aanpak van de Seldinger wordt gebruikt om vasculaire toegang voor alle cannulations te krijgen.
    1. Een 10-blade scalpel Maak met een 6 cm verticale incisie ongeveer 2 cm laterale aan de middellijn aan de linkerkant van de nek.
    2. Gebruik elektrocauterisatie te ontleden door middel van subcutane weefsel tot sternocleidomastoideus (SCM) spier wordt blootgesteld.
    3. Plaats Weitlaner OPROLMECHANISMEN op de proximale en distale aspecten van de incisie voor een volledige retractie.
    4. Langs de laterale rand van de SCM-spier bloot de linker externe halsslagader te ontleden.
    5. Cannulation van het vaartuig kan worden bereikt door stap 4.1.8 - 4.1.14. Invoegen, spoel, en veilig een 8 Fr katheter in de ader.
    6. Ontleden voor linker gemeenschappelijke halsslagader blootstelling, de mediale rand van de SCM-spier. Plaats een oprolmechanisme Weitlaner ter verbetering van de blootstelling.
    7. Ontleden door middel van het bindweefsel lengterichting langs de laterale rand van de luchtpijp. De zwezerik klieren behouden als ze worden aangetroffen.
    8. Bloot de carotis driehoek, waarin de halsslagader, de interne halsslagader en de nervus vagus. De gemeenschappelijke halsslagader om te bepalen zijn traject palperen.
    9. Zorgvuldig ontleden de gemeenschappelijke halsslagader uit de buurt van de ader en de zenuw.
    10. De carotis cannulation door stap 4.1.8 - 4.1.14 uitvoeren Invoegen, spoel, en veilig een 5 Fr katheter in de ader zoals eerder is beschreven.
    11. Herhaal stap 4.1. voor de dissectie en de isolatie van het recht externe halsslagader en rechts gemeenschappelijke halsslagader.
    12. Plaats een 4 mm halsslagader stroom sonde rond de juiste gemeenschappelijke halsslagader. Transducer gel tussen de sonde van de stroom en het schip voor een optimale flow signalering van toepassing, en vast te leggen.
    13. Cannulate na het stappen-4.1.8-4.1.14, het recht externe halsslagader met behulp van een 9 Fr introducer schede. Spoel en beveiligen van de katheter op zijn plaats. Gebruik een 3-0 nylon Sutuur (geologie) voor het uitvoeren van een lopende tijdelijke sluiting van de bovenliggende huid.

5. PA katheter inbrengen

  1. Spoel de injectie-poort, de proximale poort, en de distale poort van de katheter met normale zout (NS) en sluit ze aan op de transducer buis. De distale poort wordt aangewezen als de poort van de longslagader (PA), terwijl de proximale poort wordt aangewezen als de poort van centraal veneuze druk (CVP).
  2. Selectievakje voor artefact tracering op de monitor door het bewegen van de katheter. Dit wordt gedaan om ervoor te zorgen dat de katheter functioneert.
  3. Verder de PA katheter via de steriele mouw.
  4. Met behulp van een spuit 3 cm3 , het opblazen van de ballon van de katheter PA met niet meer dan 1,5 cm3 van lucht om te testen voor de inflatie. Het leeglopen van de ballon om de katheter in de schede van de invoegpositie invoegen.
  5. Invoegen van de PA-katheter via de 9 Fr invoeging schede. Zodra de katheter PA wordt ingevoegd voor ten minste 18 cm, opblazen van de ballon met niet meer dan 1,5 cm3 van lucht.
  6. Langzaam verder van de PA-katheter en controleert u de monitor voor ritmestoornissen tijdens het inbrengen. In het geval van ventriculaire ectopy, opblazen en laten leeglopen van de ballon om te voorkomen dat de progressie. Als de invoegpositie moeilijk op enigerlei wijze wordt, de ballon moet worden gedefleerd aan de hand en de katheter moet worden ingetrokken en opnieuw opgenomen.
  7. Observeer de monitor om te evalueren van de overgang van het juiste atrium (RA) naar het rechterventrikel (RV) aan de PA naar de longslagader wig druk (PWP).
  8. Laat de ballon leeglopen en bevestig dat een PA-trace keert terug naar de monitor.
    Opmerking: De juiste lengte van de katheter via de site van de invoegpositie in het recht externe halsslagader is ongeveer 45-55 cm.
  9. Sluit het uiteinde van de steriele mouw aan de invoegpositie schede teneinde de positie van de katheter binnen de PA.
  10. De havens van inbrengen van de katheter PA verbinden met de opname-eenheid te verkrijgen van de cardiale output (CO) en de verzadiging van veneuze zuurstof (SVO2).
  11. Kalibreren van de PA-katheter monitoringsysteem. Met behulp van de lichaamslengte en gewicht van het dier, voeren een in vivo kalibratie van de PA-katheter controlesysteem voor het dier. Een veneuze bloed gas te gebruiken voor een verdere kalibratie met behulp van zuurstof saturatie en hemoglobine niveaus.

6. cystostomy buis plaatsing

  1. Maak een lagere buik incisie van 5 cm in de schouderstreek met behulp van een scalpel 10-blade.
  2. Met behulp van elektrocauterisatie, ontleden door middel van subcutane weefsel en de linea alba. Elke laag tijdens dissectie visualiseren.
  3. Extracorporealize de urineblaas.
  4. Met twee DeBakey pincet, begrijpen de urineblaas op het ventrale oppervlak van de ureterale openingen.
  5. Met behulp van elektrocauterisatie, maken een kleine opening in de blaas, bloot de innerlijke lumen.
  6. Gebruik zuiging te verwijderen urine uit binnen de blaas lumen. Chirurgische sponzen kunnen worden gebruikt voor elke onbedoelde morsen van urine buiten de blaas.
  7. Gebruik een 4-0 polypropyleen Sutuur (geologie) voor het uitvoeren van een sluiting van de tijdelijke portemonnee-tekenreeks van de blaas.
  8. Plaats een 18 Fr Foley katheter in de blaas lumen en gebruik van een 10 cm3 spuit om de ballon opblazen. Een afvoer van de urine zak sluit aan op de Foley katheter en veilig naar de kant van de operatietafel.
  9. De 4-0 van polypropyleen hechtdraad om veilig de Foley katheter in de blaas lumen te binden.
  10. Gebruik een 3-0 nylon Sutuur (geologie) voor het uitvoeren van een lopende tijdelijke sluiting van de bovenliggende huid van de buikwand.

7. volledige en gedeeltelijke aorta ballon katheter inbrengen

  1. Randomize dieren om te ontvangen van of de volledige of gedeeltelijke aorta ballon occlusie katheters.
  2. Plaats een 0,035 in, 260 cm stijf Guidewire van de Amplatz door de 14 Fr-invoeging schede in de juiste femorale slagader, en begeleiden het in de aorta supraceliac (Zone 1) met behulp van Ultrasonografie van de abdominale en thoracale aorta.
  3. Plaats de ballon occlusie katheter via de guidewire in Zone 1 van de aorta uit te voeren van de occlusie na de bloeding.
  4. Bevestig de definitieve plaatsing van de aorta ballon occlusie katheter in Zone 1 van de aorta met Ultrasonografie.

8. intraoperatieve hemodynamische en laboratorium Monitoring

  1. Verzeker u van de aansluiting van de invasieve katheters tot het monitoringsysteem met behulp van buizen naar de hemodynamische monitoren en buizen, omvormers. Invasieve monitoring systemen moeten worden 'nulpunt' op het niveau van het dier hart om ervoor te zorgen nauwkeurige controle.
  2. Fysiologische recordgegevens gedurende het gehele experiment, met inbegrip van de proximale en de distale kaart, hartslag (HR), de CVP, de CO, de PA-druk, de SVO-2, eind-getijde CO2en de lichaamstemperatuur.
  3. Opnemen deze variabelen elke 5 min tijdens de bloeding en de ballon inflatie fase, zo goed als elke 15 min tijdens de rest van het experiment.
  4. Verzamelen van bloedmonsters bij 4 tijd-punten: basislijn (BL), na schok (PS), na reanimatie (PR), en aan het eind (E) van het experiment. 10 mL bloed wordt verzameld voor zowel plasma en serum analyse op elk tijdstip.
  5. Arteriële bloedmonsters voor gas (ABG) door het verzamelen van maximaal 1 mL bloed in de spuit ABG uitvoeren Uitvoeren van ABG bemonstering op elk van de genoemde tijdstippen, en ook wanneer nodig tijdens het experiment. Een blood gas analyzer gebruiken voor de analyse.
    Opmerking: Elk monster moet worden geanalyseerd binnen 10 min van het tekenen van het bloed omdat de vertragingen langer dan 10 min de efficiëntie van de resultaten-16kunnen afnemen.

9. bloeding

  1. Bereken de TBV.
    TBV in mL = gewicht in g × 0,06 + 0.77
  2. Bloeding van 35% van de TBV met behulp van een geautomatiseerde pomp gedurende 20 min. verwijderen helft over de eerste 7 min, en de andere helft over de volgende 13 min.
  3. Het verzamelen van het bloed in standaard bloedzakjes collectie. Bewaar ze bij 4 ° C in afwachting van een toekomstige transfusies.
  4. Indien de kaart onder 30 mmHg daalt, stoppen van de bloeding, de Isofluraan uitschakelen en beheren van 50-100 mL bolussen van NS.
  5. Start opnieuw de bloeding als de kaart naar 30 mmHg terugkeert.

10. aorta ballon occlusie katheter inflatie en de volbloed reanimatie

  1. Opblazen van de ballon van de aorta occlusie katheter met 9-12 cm3 van lucht of tot geen verdere daling in de distale kaart volgende die een extra ballon inflatie wordt opgemerkt.
  2. Verwijder de draad van de gedeeltelijke aorta ballon occlusie katheter ter vergemakkelijking van de distale aorta stroom, terwijl het voor de volledige aorta ballon occlusie katheter. Controleer de plaatsing van de aorta ballon occlusie katheter in Zone 1 met behulp van Ultrasonografie uitsluiten van migratie van de katheter.
  3. Beveilig de katheter aan de huid met behulp van een onderbroken 3-0 nylon hechtdraad.
  4. Na 40 min van de aorta occlusie, door het dier met volbloed in volume gelijk aan 20% van de TBV via de linker femorale veneuze katheter te reanimeren gedurende 20 min met behulp van de automatische pomp. Gebruiken van een warmere bloed voor transfusie, gericht op een temperatuur van 40 ° C.
  5. Na de reanimatie, leeglopen van de ballon stapsgewijs meer dan 5 min.
  6. Verwijder de aorta ballon occlusie katheter uit de 14 Fr invoeging schede.
  7. Nauwlettend de hemodynamica gedurende deze tijd, vanwege het bekende risico van ischemie-reperfusie letsel met de bijbehorende hypotensie.

11. kritieke zorg, waarneming en herstel

  1. Observeer de dieren gedurende 4 uur met een continue bewaking van de parameters van hun fysiologische en laboratorium.
  2. Bieden onderhoud intraveneuze vloeistoffen (NS infusie 50 ml/uur).
  3. Doel een CVP van 6 mmHg door het toedienen van 30 ml/kg bolussen voor NS gevolgd door 20 ml/kg bolussen als de CVP onder de doelstelling valt. Evalueren de vloeistof responsiviteit per uur.
  4. Richten op een kaart van 60 mmHg door middel van een infusie van noradrenaline (0.024 mg/ml).
  5. Het handhaven van een fysiologische temperatuur van 38-40 ° C met behulp van een Verwarming Deken.
  6. Aan het einde van de periode van 4 uur, euthanaseren de dieren met een injectie van natrium pentobarbital (100 mg/kg).

12. necropsie

  1. Verwijder alle essentiële regels en buizen van het dier.
  2. Een container met regelmatige ijs bereiden en plaats deze naast de operatietafel te bevriezen van het orgel weefsel onmiddellijk na de verwijdering uit het lichaam.
  3. Een scalpel gebruik te maken van een lange verticale incisie van 6 cm langs de sternale linkerrand, ontleden via de huid, subcutaan weefsel pectoralis spieren en ribben kraakbeen. Voer de borstholte om het hart en de longen bloot te stellen.
  4. Verwijder het pericardvocht membraan uit het hart door het maken van een incisie met de scalpel en pak de apex van het hart met pincet. Gebruik een scalpel te snijden een 5 x 5 cm-sectie van het hart aan de top.
  5. Gebruik schaar te snijden een 5 x 5 cm-sectie van de longen van de voorste rand van de basis van de Long.
  6. Uitbreiden van de Thoracotomie incisie in de voorste middellijn van de buik, de ingewanden van de buik bloot.
  7. Gebruik pincet te houden van de linker kwab van de lever en een sectie van 5 x 5 cm snijden.
  8. Herhaal het zelfde proces voor het krijgen van monsters van de milt.
  9. Gebruik de rechterhand te maken van een venster Voer de linker retroperitoneum te grijpen van de nier. Nadat de renale parenchym geschiedt, transect de renale slagader ader en de ureter. Verwijder de renale capsule.
  10. Zachtjes knijp kruk uit de buurt van een 5 cm lang stuk van de kleine darm en gebruik van schaar te knippen van een 5 cm lang stuk van de darm uit het mesenterium.
  11. Gebruik de scalpel te snijden een 5 x 2 cm lange sectie van Musculus quadriceps spier van de dij.
  12. Verwerken deze monsters verder door snijden ze in kleine secties in microcentrifuge buizen worden geplaatst. Flash-freeze deze weefselsteekproeven door het plaatsen van de buizen in droog ijs of vloeibare stikstof.
  13. Gebruik 50 ml conische buizen met een formaline-oplossing voor positiebepaling 3 cm lang, fijn gesneden secties van weefsel voor een histologische evaluatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Hemodynamische en fysiologische Parameters:

De kaart daalde onmiddellijk na de bloeding (cijfers 3A - 3D). Tijdens de fase van de inflatie ballon ervaren dieren in de groep volledige occlusie een hogere proximale kaart ten opzichte van de dieren in de groep van de gedeeltelijke occlusie (figuren 3A en 3B). De gemiddelde distale kaart tijdens de ballon inflatie was ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In dit protocol, we gewezen op een hemorragische schok model in varkens. Dit model heeft aangetoond dat zowel betrouwbaar en reproduceerbaar16,17,18,19. Modellen gelijkend op dit zijn tewerkgesteld in verschillende wetenschappelijke studies, onderzoek naar de effecten van hemorragische schok op Dierenfysiologie16,20. Bovendien, dit mode...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Dit werk wordt ondersteund door de ons leger medisch onderzoek en materieel commando onder Contract nr. W81XWH-16-C-0102. De meningen, de adviezen en/of de bevindingen in dit verslag zijn die van de auteur (s) en moeten niet worden opgevat als een officiële afdeling van het leger positie, beleid of besluit tenzij dus aangewezen door andere documentatie.

Dankbetuigingen

Wij willen erkennen van Rachel O'Connell en Jessica Lee voor hun hulp bij de dierproeven. Wij willen ook te erkennen van majoor generaal Harold Timboe, MD, MPH, US Army (Ret.), die al een adviseur en mentor voor dit project.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Yorkshire-Landrace SwineMichigan State University Veterinary Farm
Anesthesia: TelazolPfizerDose: 2-8 mg/kg; IM
Anti-cholinergisch: AtropinePfizerDose: 1mg, IM
Anesthesie: IsofluraanBaxterDose: 1-5%, INH
BetadineHumco
Alcohol 70%HumcoNDC 0395-4202-28
Datex-Aespire Anesthesie ApparaatGE Healthcare7900
Endotracheale tubeDEE Veterinary20170518Appropriate maat voor dier (6.5 of 7.0F)
LaryngoscoopMiller85-0045
StyletHudson RCI5-151--1
Jelco 20G IV CatheterSmiths Medical4054
Operatiekamer Monitor (Vitale Tekenen Monitor)SurgiVet AdvisorV9201Kan minimaal 2 vereisen
Chirurgische kledijKimberly Clark90142Gebruik geschikte maat voor chirurg.
Steriele chirurgische handschoenenCardinal Health (Allegiance)22537-570Gebruik geschikte maat voor chirurg.
Cautery PenMedlineESPB 2000
ZuigbuisMedlineDYND50251
Zuigtip: YankauerMedlineDYND50130
Bovie Aaron 1250 Electrocautery UnitBovie Medical Co. FLBOV-A1250U
Scalpel Blad - Grootte #10Cardinal Health (Allegiance)32295-010
Scalpel HandgreepMartin10-295-11
Debakey PincettenRobozRS-7562
Weitlander RetractorRobozRS-8612
Mayo SchaarRobozRS-76870SC
Army-navy RetractorTeleflex164715
Mixter Rechthoekige PincettenTeleflex175073
5F (1,7 mm) 11 cm Inbrengingsschede met 0,35" LeidraadBoston Scientific16035-05B
8F (2,7 mm) 11 cm Inbrengingsschede met 0,35" LeidraadBoston Scientific16035-08B
20G gebogen Introducer NaaldArrowAK-09903-S
14F (4,78 mm) 13 cm Inbrengingsschede met 10F dilatorCook MedicalG08024
2-0 Zijde 18" 45 cmEthiconA185H
3-0 Vicryl 36" 90 cmEthiconJ344H
3-0 Nylon 18" 45 cmEthicon663G
4-0 Prolene 30" 75 cmEthicon8831H
20 ml spuitMetronic/Covidien8881512878
3 mL spuitMetronic/Covidien1180300555
6 mL spuitMetronic/Covidien1180600777
1000ml 0,9% SalineBaxter2B1324X
Foley Catheter (18F 30 cc)Bard0166V18S
Urinaire DrainagezakBard154002
9F 10 cm InbrengingsschedeArrowAK-09903-S
Swan-Ganz pulmonale arteriële katheter (8F)Edwards Lifesciences co. CA746F8
Carotid Flow Probe SysteemTransonic, Ithaca, NY3, 4, of 6 mm sondes
SABOT katheterHayes Inc.
CODA ballonkatheterCook Medical8379144
Ultrasone, M-TurboSonoSite
Amplatz Stijve Leidraad (0,035 inch, 260 cm)Cook MedicalG03460
Arterial Bloedgas SpuitenSmiths Medical4041-2
Arterial Bloedgas AnalyzerNova BiochemicalABL800
Masterflex PompCole PalmerHV-77921-75
Bloed Collectie ZakkenTerumo1BBD606A
Macro IV druppelsetHospira12672-28
PentobarbitalPfizerDose: 100 mg/kg; IV
EppendorfbuizenSorenson11590
50 cc conische buizenFalcon352097
FormalineFisherbrand431121
Bair Hugger Normothermie SysteemArizant Healthcare, Inc.

Referenties

  1. Kauvar, D. S., Lefering, R., Wade, C. E. Impact of hemorrhage on trauma outcome: an overview of epidemiology, clinical presentations, and therapeutic considerations. The Journal of Trauma: Injury, Infection and Critical. 60, S3-S11 (2006).
  2. Kauvar, D. S., Wade, C. E. The epidemiology and modern management of traumatic hemorrhage: US and international perspectives. Critical Care. 9, S1-S9 (2005).
  3. Mattox, K. L., Allen, M. K., Feliciano, D. V. Laparotomy in the emergency department. Journal of the American College of Emergency Physicians. 8 (5), 180-183 (1979).
  4. Pust, G. D., Namias, N. Resuscitative thoracotomy. International Journal of Surgery. 33 (Pt B), 202-208 (2016).
  5. Burlew, C. C., et al. Trauma Association critical decisions in trauma: resuscitative thoracotomy. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 73 (6), 1359-1363 (2012).
  6. DuBose, J. J., et al. The AAST prospective Aortic Occlusion for Resuscitation in Trauma and Acute Care Surgery (AORTA) registry: Data on contemporary utilization and outcomes of aortic occlusion and resuscitative balloon occlusion of the aorta (REBOA). Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 81 (3), 409-419 (2016).
  7. Biffl, W. L., Fox, C. J., Moore, E. E. The role of REBOA in the control of exsanguinating torso hemorrhage. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 78 (5), 1054-1058 (2015).
  8. Manzano Nunez, R., et al. A meta-analysis of resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) or open aortic cross-clamping by resuscitative thoracotomy in non-compressible torso hemorrhage patients. World Journal of Emergency Surgery. 12, 30(2017).
  9. Gupta, B. K., et al. The role of intra-aortic balloon occlusion in penetrating abdominal trauma. Journal of Trauma. 29 (6), 861-865 (1989).
  10. Inoue, J., et al. Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta might be dangerous in patients with severe torso trauma: A propensity score analysis. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 80 (4), discussion 378-380 559-566 (2016).
  11. Russo, R. M., et al. Extending the golden hour: Partial resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta in a highly lethal swine liver injury model. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 80 (3), 378-380 (2016).
  12. Russo, R. M., et al. Partial Resuscitative Endovascular Balloon Occlusion of the Aorta in Swine Model of Hemorrhagic Shock. Journal of the American College of Surgeons. 223 (2), 359-368 (2016).
  13. Williams, T. K., et al. Extending resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta: Endovascular variable aortic control in a lethal model of hemorrhagic shock. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 81 (2), 294-301 (2016).
  14. Hannon, J. P. Hemorrhage and hemorrhagic-shock in swine: A review. Swine as Models in Biomedical Research. Swindle, M. M. , Iowa State University Press. Ames, IA. 197-245 (1992).
  15. Garry, B. P., Bivens, H. E. The Seldinger technique. Journal of Cardiothorac Anesthesia. 2 (3), 403(1988).
  16. Halaweish, I., et al. Addition of low-dose valproic acid to saline resuscitation provides neuroprotection and improves long-term outcomes in a large animal model of combined traumatic brain injury and hemorrhagic shock. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 79 (6), 911-919 (2015).
  17. Alam, H. B., et al. Surviving blood loss without blood transfusion in a swine poly-trauma model. Surgery. 146 (2), 325-333 (2009).
  18. Jin, G., et al. Traumatic brain injury and hemorrhagic shock: evaluation of different resuscitation strategies in a large animal model of combined insults. Shock. 38 (1), Augusta, GA. 49-56 (2012).
  19. Nikolian, V. C., et al. Valproic acid decreases brain lesion size and improves neurologic recovery in swine subjected to traumatic brain injury, hemorrhagic shock, and polytrauma. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 83 (6), 1066-1073 (2017).
  20. Langeland, H., Lyng, O., Aadahl, P., Skjaervold, N. K. The coherence of macrocirculation, microcirculation, and tissue metabolic response during nontraumatic hemorrhagic shock in swine. Physiological Reports. 5 (7), (2017).
  21. Johnson, M. A., et al. The effect of resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta, partial aortic occlusion and aggressive blood transfusion on traumatic brain injury in a swine multiple injuries model. Journal of Trauma Acute Care Surgery. 83 (1), 61-70 (2017).
  22. Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Laboratory Animals. 43 (1), 96-101 (2009).
  23. Li, Y., Alam, H. B. Modulation of acetylation: creating a pro-survival and anti-inflammatory phenotype in lethal hemorrhagic and septic shock. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 523481(2011).
  24. Nikolian, V. C., et al. Valproic acid decreases brain lesion size and improves neurologic recovery in swine subjected to traumatic brain injury, hemorrhagic shock, and polytrauma. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 83 (6), 1066-1073 (2017).
  25. Dekker, S. E., et al. Normal saline influences coagulation and endothelial function after traumatic brain injury and hemorrhagic shock in pigs. Surgery. 156 (3), 556-563 (2014).
  26. Causey, M. W., McVay, D. P., Miller, S., Beekley, A., Martin, M. The efficacy of Combat Gauze in extreme physiologic conditions. The Journal of Surgical Research. 177 (2), 301-305 (2012).
  27. Frankel, D. A., et al. Physiologic response to hemorrhagic shock depends on rate and means of hemorrhage. The Journal of Surgical Research. 143 (2), 276-280 (2007).
  28. Morrison, J. J., et al. The inflammatory sequelae of aortic balloon occlusion in hemorrhagic shock. The Journal of Surgical Research. 191 (2), 423-431 (2014).
  29. White, J. M., et al. A porcine model for evaluating the management of noncompressible torso hemorrhage. Journal of Trauma. 71, S131-S138 (2011).
  30. Alam, H. B., et al. Putting life on hold-for how long? Profound hypothermic cardiopulmonary bypass in a Swine model of complex vascular injuries. Journal of Trauma. 64 (4), 912-922 (2008).
  31. Bebarta, V. S., Daheshia, M., Ross, J. D. The significance of splenectomy in experimental swine models of controlled hemorrhagic shock. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 75 (5), 920(2013).
  32. Georgoff, P. E., et al. Alterations in the human proteome following administration of valproic acid. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 81 (6), 1020-1027 (2016).
  33. Dekker, S. E., et al. Different resuscitation strategies and novel pharmacologic treatment with valproic acid in traumatic brain injury. Journal of Neuroscience Research. 96 (4), 711-719 (2017).
  34. Georgoff, P. E., et al. Safety and Tolerability of Intravenous Valproic Acid in Healthy Subjects: A Phase I Dose-Escalation Trial. Clinical Pharmacokinetics. 57 (2), 209-219 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Varkensmodelballonkatheterparti le occlusievolledige occlusiereanimatie bij hemorragiegemiddelde arteri le drukmonitoring op de intensive careendovasculaire reanimatie
Volledige en gedeeltelijke aorta occlusie voor de behandeling van hemorragische schok in varkens
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.