Methodenartikel

Fabriceren van een nier Cortex extracellulaire Matrix afkomstige Hydrogel

DOI:

10.3791/58314

⸱

13 oktober 2018

 ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, University of Washington, 2Department of Bioengineering, Center for Cardiovascular Biology, Institute for Stem Cell and Regenerative Medicine, University of Washington, 3Department of Medicine, Kidney Research Institute, University of Washington

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een protocol om een nier cortex extracellulaire matrix afkomstige hydrogel te behouden van de inheemse nier extracellulaire matrix (ECM) structurele en biochemische samenstelling. Het fabricageprocédé en de toepassingen daarvan worden beschreven. Tot slot, een perspectief over het gebruik van deze hydrogel ter ondersteuning van de nier-specifieke cellulaire en weefsels regeneratie en bioengineering wordt besproken.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Extracellulaire matrix (ECM) biedt belangrijke biofysische en biochemische signalen te handhaven van de weefsel homeostase. Huidige synthetische hydrogels bieden robuuste mechanische ondersteuning voor in vitro cultuur van de cel, maar gebrek aan de nodige eiwitten en ligand samenstelling om te ontlokken fysiologische gedrag uit cellen. Dit manuscript wordt een fabricage methode voor een nier cortex ECM-afgeleide hydrogel beschreven met goede mechanische robuustheid en ondersteunende biochemische samenstelling. De hydrogel is vervaardigd door mechanisch homogenisatie en solubilizing decellularized menselijke nieren cortex ECM. De matrix behoudt inheemse nier cortex ECM eiwit ratio's, maar ook het inschakelen van gelering aan fysiologische mechanische stiffnesses. De hydrogel fungeert als een substraat op welke nier cortex-afgeleide cellen onder fysiologische omstandigheden kunnen worden gehandhaafd. Bovendien kan de hydrogel samenstelling worden gemanipuleerd om het model van een zieke omgeving waarmee de toekomstige studie van nierziekten.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Extracellulaire matrix (ECM) biedt belangrijke biofysische en biochemische signalen te handhaven van de weefsel homeostase. De complexe moleculaire samenstelling regelt zowel structurele en functionele eigenschappen van weefsel. Structurele proteïnen cellen voorzien van ruimtelijke bewustzijn en zorgen voor de hechting en migratie1. Afhankelijke liganden interactie met cel oppervlakte receptoren waarmee cel gedrag2. Nier ECM bevat een overvloed aan moleculen waarvan de samenstelling en structuur hangt af van de anatomische locatie, ontwikkelingsstadium en ziekte staat3,4. De complexiteit van ECM Recapitulerend is een belangrijk aspect bij het bestuderen van de nier-afgeleide cellen in vitro.

Eerdere pogingen om het repliceren van de ECM microenvironments hebben gericht op decellularizing hele weefsel maken steigers staat recellularization. Decellularization is uitgevoerd met chemische schoonmaakmiddelen zoals natrium dodecyl sulfaat (SDS) of niet-ionogene schoonmaakmiddelen, en het maakt gebruik van beide hele orgel perfusie of onderdompeling en agitatie methoden5,6,7 ,8,9,10,11,12,13. De steigers die hier gepresenteerd behouden de signalen van het structurele en biochemische gevonden in native weefsel ECM; Bovendien, recellularization met donor-specifieke cellen heeft klinische relevantie van reconstructieve chirurgie14,15,16,17,18, 19. echter deze steigers ontbreken van structurele flexibiliteit en zijn daarom niet compatibel met vele huidige apparaten die worden gebruikt voor in vitro studies. Om deze beperking te overwinnen, hebben vele groepen decellularized ECM verder verwerkt tot hydrogels20,21,22,23,24. Deze hydrogels zijn compatibel met spuitgieten en bioink en micrometer schaal ruimtelijke beperkingen die decellularized steigers plaats op cellen te omzeilen. Bovendien zijn moleculaire samenstelling en ratio's gevonden in native ECM3,25bewaard. Hier tonen we een methode om een hydrogel afgeleid van nier cortex ECM (kECM).

Het doel van dit protocol is voor de productie van een hydrogel die de communicatie van de corticale nier-regio repliceert. Cortex nierweefsel is decellularized in een oplossing van de SDS 1% onder constante agitatie verwijderen van cellulaire zaak. SDS wordt vaak gebruikt voor decellularize weefsel vanwege de mogelijkheid om snel te verwijderen immunologische cellulaire materiële6,7,9,26. De kECM is vervolgens onderworpen aan mechanische homogenisering en lyofilisatie5,6,9,11,26. Solubilisatie in een sterk zuur met pepsine resulteert in een definitieve hydrogel stockoplossing20,27. Inheemse kECM eiwitten die belangrijk voor structurele zijn steun en signaal transductie3,25worden bewaard. De hydrogel kan ook worden gegeleerde naar binnen één orde van grootte van inheemse menselijke nieren cortex28,29,30. Deze matrix biedt een fysiologische omgeving die is gebruikt om de onbeweeglijkheid van nier-specifieke cellen in vergelijking met hydrogels van andere matrix-proteïnen. Bovendien, matrix samenstelling kan worden gemanipuleerd, bijvoorbeeld door de toevoeging van collageen-I model ziekte omgevingen voor de studie van de renale fibrose en andere nier ziekten31,32.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Menselijke nieren waren geïsoleerd door LifeCenter Northwest na ethische richtsnoeren die door de vereniging van orgel aanbestedingen organisaties. Dit protocol volgt dierlijke zorg en cel cultuur richtsnoeren door de Universiteit van Washington.

1. bereiding van menselijke nierweefsel

  1. Bereiding van de oplossing van de decellularization
    1. Steriliseren een 5000 mL-bekerglas en een roer-bar van 70 x 10 mm.
    2. Meng 1:1000 (gewicht: volume) natrium dodecyl sulfaat (SDS) in de gesteriliseerde met autoclaaf gedeïoniseerd water in het bekerglas. Laat de oplossing op een bord roer bij ongeveer 200 omwentelingen per minuut gedurende 24 uur of totdat de SDS volledig is opgelost.
      Opmerking: 2500 mL 1% SDS oplossing is meestal voldoende om een enkele menselijke nier decellularize.
    3. Breng de oplossing over in een 500 mL steriele vacuüm filter en het filter in gesteriliseerde afsluitbare containers.
  2. Verwerking van nierweefsel
    1. Wassen en autoclaaf een paar pincet, twee hemostat klemmen, een paar algemene dienst rang schaar, twee scalpel blad handvaten, een bekerglas van 1000 mL, bedekt met aluminiumfolie en een bar van de roer 36 x 9 mm.
    2. Lijn de kap van een weefselkweek met underpad. Plaats het bekerglas, een steriele weefselkweek schotel (150 x 25 mm), en de hele nier-orgel in de kap. Vul het bekerglas met 500 mL van 1% SDS-oplossing.
      Opmerking: De menselijke nieren werden ontvangen op ijs vanuit het noordwesten van de LifeCenter.
    3. Plaats de nier in de steriele weefselkweek schotel (figuur 1A). Verwijder alle perirenal vet door licht scheren rond de renale capsule met een scalpel (figuur 1B).
    4. Maak een incisie ondiepe 8-10 cm met de scalpel, gewoon diep genoeg open te breken de renale capsule zonder beschadiging van het onderliggende weefsel van de cortex, over de superieure einde van de nier. Verwijder de renale capsule door het uit de buurt van het weefsel van de cortex peeling met twee hemostat klemmen (Figuur 1 c).
    5. Bisect de nieren langs de coronale vlak met behulp van de scalpel langs de laterale kant van de nier (Figuur 1 d). Isoleren cortex weefsel van beide helften door houtsnijwerk uit de medullar regio met de scalpel (figuur 1E) en het weefsel van de cortex dobbelstenen in 0.5 cm3 stukken (figuur 1F). Verwijder geen grote zichtbaar schepen.
  3. Isolatie van extracellulaire matrix
    1. In de kap van een weefselkweek, vul in een bekerglas van 1000 mL met 500 mL van 1% SDS-oplossing. De blokjes cortex weefsel en roer de staaf van de plaats af in het bekerglas met SDS oplossing. Dek het bekerglas af met gesteriliseerde met autoclaaf aluminiumfolie en plaats deze op een bord roer van ongeveer 400 toeren per minuut buiten de weefselkweek kap.
    2. Nadat de cortex weefsel op de roer plaat voor 24u is, het bekerglas brengen een weefselkweek kap en voeg een 40 µm steriele cel zeef gemaakt met nylon gaas. Vul een aparte 1000 mL-bekerglas met 200 mL bleekwater en plaats deze in de weefselkweek kap.
    3. Pipetteer uit de SDS-oplossing door de zeef van de cel in het bekerglas van bleekmiddel. Pipetteer uit alle SDS oplossing totdat alleen decellularized weefsel en de cel zeef in het bekerglas overblijven.
      Opmerking: De cel zeef moet voorkomen dat elk weefsel wordt verwijderd tijdens de oplossing streven.
    4. Laat de zeef van de cel in het bekerglas en de opvulling met 500 mL verse SDS oplossing. Dek het bekerglas af met de dezelfde aluminiumfolie en plaats op een bord roer met dezelfde snelheid als vóór.
    5. Herhaal stappen 1.3.1-1.3.3 elke 24 uur met verse SDS oplossing voor een totaal van vijf dagen.
    6. Spoel decellularized weefsel met gesteriliseerde met autoclaaf DI water elke 24u voor 3 dagen totaal, volgend op de beschreven in stappen 1.3.1-1.3.3 techniek.
    7. Spoel decellularized weefsel met cel cultuur rang water elke 24u voor totaal in 2 dagen, volgend op de beschreven in stappen 1.3.1-1.3.3 techniek.
    8. Herhaal stappen 1.3.1-1.3.2. Breng het decellularized weefsel (hierna aangeduid als kECM vanaf dit punt op) in een 30 mL zelf permanent conische buis en vullen met cel cultuur rang water totdat al het weefsel ondergedompeld.

2. fabricage van Hydrogel Stock oplossing

  1. Machinale verwerking van decellularized weefsel
    1. In de kap van een weefselkweek, mechanisch Meng de kECM binnen de conische buis met een homogenizer weefsel gedurende 2 minuten.
      Opmerking: Gehomogeniseerde kECM moet lijken op een ondoorzichtige oplossing met geen zichtbare stukken voor ECM.
    2. Het onderdompelen van de conische buis met de kECM in vloeibare stikstof tot koken rond de buis niet langer aanhoudt. Slaan de kECM op-4 ˚C's nachts.
  2. Lyofilisatie van bevroren decellularized weefsel
    1. Iets los de conische buis dop toestaan voor gasuitwisseling en plaats de buis in een lyofilisatie machine. Lyophilize de kECM gedurende drie dagen of totdat het lijkt op een fijn wit poeder. Winkel op-4 ˚C.
  3. Chemische spijsvertering en solubilisatie van gel
    1. Autoclaaf een flesje van 20 mL Scintillatie en GLB, een 15,9 x 7.9 mm roer bar, en een paar van de verlostang fine-tip.
    2. Wegen van het gelyofiliseerd kECM en berekenen van het volume van HCl en massa van pepsine die nodig zijn om de solubilize van de kECM tot een oplossing van 3% (30 mg/mL) met behulp van de volgende vergelijkingen, waar mpepsine is de massa van pepsine, m,weefsel is de massa van gelyofiliseerd weefsel, en VHCl is het volume 0,01 N HCl:
      figure-protocol-1
      figure-protocol-2
    3. In de kap van een weefselkweek, varkens maagzuur-pepsine, 0,01 N HCl en de roer-bar aan de Scintillatie flacon toevoegen, en laat het op een bord roer bij ongeveer 500 omwentelingen per minuut totdat alle de pepsine heeft opgelost. De gelyofiliseerd kECM overbrengen in de flacon Scintillatie en laat de oplossing op een bord roer bij ongeveer 500 t/min voor drie dagen.

3. Hydrogel gelering

  1. Nier ECM hydrogel voorbereiding
    1. De hydrogel door het mengen van de kECM hydrogel stockoplossing met 1 N NaOH, 10 x Media Supplement (M199), gel en cel voedingsbodems. Houd alle oplossingen op het ijs.
      Opmerking: Definitieve gel concentraties van 7,5 mg/mL werden gebruikt voor de cultuur van de cel. 1 mL van kECM gel volstond voor cel cultuur experimenten gepresenteerd.
    2. Bepalen van de hoeveelheid werkbare kECM gel geproduceerd en volume van voorraad kECM hydrogel nodig met behulp van de volgende vergelijking, waar laatste V = het volume van gel gemaakt, Vvoorraad kECM is de omvang van de voorraad kECM hydrogel nodig, Cvoorraad kECM is de concentratie van de voorraad kECM hydrogel en definitieve C is de concentratie van de uiteindelijke gel:
      figure-protocol-3
    3. Bepalen van de omvang van de reagentia die nodig zijn met behulp van de volgende vergelijkingen, waar VNaOH is het volume van 1 N NaOH te neutraliseren, 10 X V = het volume van M199 10 X media aanvullen en V1 X is de volume van cel-cultuur-media:
      figure-protocol-4
      figure-protocol-5
      figure-protocol-6
    4. Pipetteer in een weefselkweek kap, de neutraliserende reagentia (NaOH, M199 en cel voedingsbodems) in een steriele 30 mL zelf permanent conische buis. Meng de neutraliserende reagens-oplossing met een microspatula.
    5. Gebruik een steriele 1 mL spuit om de juiste hoeveelheid voorraad kECM hydrogel naar de neutraliserende reagens oplossing. Gebruik een microspatula om de oplossing voorzichtig mengen totdat een homogene in kleur hydrogel oplossing wordt verkregen.
      Opmerking: Vermijd invoering van luchtbellen door langzaam en voorzichtig roeren.
    6. Als u wilt nemen de cellen in de kECM hydrogel, aftrekken 10 µL van cel voedingsbodems (V1 X) van de neutraliserende oplossing volume berekeningen in stap 3.1.1.3.
      1. Cellen in 10 µL van cel voedingsbodems opschorten. Bepaal het aantal cellen worden opgeschort door met de volgende vergelijking, waar #cellen impliceert het aantal cellen op te schorten enlaatste V = het volume van gel gemaakt:
        figure-protocol-7
        Opmerking: 300.000 cellen/mL is de concentratie van cellen die gebruikt worden in de kECM gel.
      2. Pipetteer de 10 µL van cel geschorst oplossing in de laatste kECM gel nadat de stockoplossing van kECM heeft vermengd met het neutraliseren van reagens oplossing. Roer de oplossing om met een microspatula totdat de cellen zijn gelijkmatig verdeeld.
  2. Gebruik een 1 mL spuit te vullen een gewenste cel cultuur apparaat met de kECM hydrogel.
  3. Laat de gel op 37 ˚C gedurende 1 uur vóór de overdracht of plating cellen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De kECM hydrogel biedt een matrix voor cultuur van de cel van de nier met dezelfde chemische samenstelling als de inheemse nier-communicatie. Om de hydrogel, is cortex nierweefsel mechanisch geïsoleerd uit een hele nier orgel en in blokjes gesneden (Figuur 1). Decellularization met een chemische schoonmaakmiddel (figuur 2A.1-A.3) gevolgd door spoelen met water om detergent deeltjes (figuur 2A...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Matrices bieden belangrijke mechanische en chemische signalen die cel gedrag. Synthetische hydrogels kunnen ondersteunen complexe 3-dimensionale patronen, maar niet aan de uiteenlopende extracellulaire aanwijzingen gevonden in fysiologische matrix microenvironments geven. Hydrogels afgeleid van inheemse ECM zijn ideale materialen voor zowel in vivo en in vitro studies. Eerdere studies hebben gebruikt decellularized ECM hydrogels jas synthetische biomaterialen om te voorkomen dat de host immunologische r...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs wil erkennen de Lynn en Mike Garvey Imaging laboratorium op het Instituut voor regeneratieve geneeskunde, stamcel en LifeCenter NorthWest. Zij wil ook de financiële steun van de National Institutes of Health subsidies, UH2/UH3 TR000504 (naar J.H.) en DP2DK102258 (voor Y.Z.), NIH T32 opleiding subsidie DK0007467 (R.J.N.) en een onbeperkte geschenk van de Northwest nier centra aan de Nier onderzoek instituut.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Voorbereiding van nierweefsel
5000 mL BekerSigma-AldrichZ740589
Sodium Dodecyl Sulfaat (SDS)Sigma-Aldrich436143
Steriel H2OAutoclaved DI H2O
Roerbar (70 x 10 mm)Fisher Science14-512-128
500 mL VacuümfilterVWR97066-202
RoerplaatSigma-AldrichCLS6795420D
1000 mL BekerSigma-AldrichCLS10031L
PincetSigma-AldrichF4642Elk soortgelijk pincet kan worden gebruikt
Hemostattang met schaargreepSigma-AldrichZ168866
DissectieschaartSigma-AldrichZ265977
Scalpelgreep, Nr. 4VWR25859-000Elke soortgelijke scalpelgreep kan worden gebruikt
Scalpelmes, Nr. 20VWR25860-020Elke soortgelijke scalpelmes kan worden gebruikt
Roerbar (38,1 x 9,5 mm)Fisher Science14-513-52
Absorbeerbare onderleggerVWR82020-845
Petrischaal (150 x 25 mm)Corning430597
Autoclaveerbare biogevarenzakVWR14220-026
Steriel celzeefje (40 µm)Fisher Science22-363-547
Water van celkweekkwaliteitHyCloneSH30529.03
30 mL Vrijstaande buisVWR89012-778
Fabricage van ECM-gel
WeefselhomogenisatorPolytronPCU-20110
VriesdrogerLabconco7670520
20 mL glazen scintillatieviaal en dopSigma-AldrichV7130
Roerbar (15,9 x 8 mm)Fisher Science14-513-62
Pepsine uit varkensmaagslijmvliesSigma-AldrichP7012
0,01 N HClSigma-Aldrich320331Verdun tot 0,01 N HCl met cell cultuur water
Nier-ECM-gelatinisatie
1 N NaOH (Steriel)Sigma-Aldrich415413Verdun tot 1 N in celkweekkwaliteit water
Medium 199Sigma-AldrichM4530
15 mL Conische buisThermoFisher339651
CelkweekmediumThermoFisher11330.032Dulbecco's Modified Eagle Medium: Nutrient Mixture F-12 (DMEM/F12)
Foetaal bovien serum (FBS)Gibco10082147
Antibioticum-antimycoticum 100XLife Technologies15240-062
Insulin, Transferrin, Selenium, Natriumpyruvaat oplossing (ITS-A) 100XLife Technologies51300-044
1 mL SpuitSigma-AldrichZ192325
MicrospatuleSigma-AldrichZ193208

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lelongt, B., Ronco, P. Role of extracellular matrix in kidney development and repair. Pediatric Nephrology. 18 (8), 731-742 (2003).
  2. Yue, B. Biology of the Extracellular Matrix: An Overview. Journal of Glaucoma. 23, S20-S23 (2014).
  3. Miner, J. H. Renal basement membrane components. Kidney International. 56 (6), 2016-2024 (1999).
  4. Petrosyan, A., et al. Decellularized Renal Matrix and Regenerative Medicine of the Kidney: A Different Point of View. Tissue Engineering Part B. 22 (3), 183-192 (2016).
  5. Caralt, M., et al. Optimization and Critical Evaluation of Decellularization Strategies to Develop Renal Extracellular Matrix Scaffolds as Biological Templates for Organ Engineering and Transplantation. American Journal of Transplantation. 15 (1), 64-75 (2015).
  6. Nakayama, K. H., Batchelder, C. A., Lee, C. I., Tarantal, A. F. Decellularized rhesus monkey kidney as a three-dimensional scaffold for renal tissue engineering. Tissue Engineering Part A. 16 (7), 2207-2216 (2010).
  7. Nakayama, K. H., Lee, C. C. I., Batchelder, C. A., Tarantal, A. F. Tissue Specificity of Decellularized Rhesus Monkey Kidney and Lung Scaffolds. Public Library of Science ONE. 8 (5), (2013).
  8. Orlando, G., et al. Production and implantation of renal extracellular matrix scaffolds from porcine kidneys as a platform for renal bioengineering investigations. Annals of Surgery. 256 (2), 363-370 (2012).
  9. Sullivan, D. C., et al. Decellularization methods of porcine kidneys for whole organ engineering using a high-throughput system. Biomaterials. 33 (31), 7756-7764 (2012).
  10. Choi, S. H., et al. Development of a porcine renal extracellular matrix scaffold as a platform for kidney regeneration. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 103 (4), 1391-1403 (2015).
  11. Ross, E. A., et al. Mouse stem cells seeded into decellularized rat kidney scaffolds endothelialize and remodel basement membranes. Organogenesis. 8 (2), 49-55 (2012).
  12. Nagao, R. J., et al. Decellularized Human Kidney Cortex Hydrogels Enhance Kidney Microvascular Endothelial Cell Maturation and Quiescence. Tissue Engineering Part A. 22 (19-20), 1140-1150 (2016).
  13. Gupta, S. K., Mishra, N. C., Dhasmana, A. Decellularization Methods for Scaffold Fabrication. Methods in Molecular Biology. , 1-10 (2017).
  14. Hudson, T., et al. Optimized Acellular Nerve Graft is Immunologically Tolerated and Supports Regeneration. Tissue Engineering. 10 (11), 1641-1651 (2004).
  15. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).
  16. Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: using nature's platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14 (2), 213-221 (2008).
  17. Uygun, B., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularied liver graft using decellularized liver matrix. Nature Medicine. 16 (7), 814-820 (2010).
  18. Nagao, R. J., et al. Preservation of Capillary-beds in Rat Lung Tissue Using Optimized Chemical Decellularization. Journal of Materials Chemistry B. 1 (37), 4801-4808 (2013).
  19. Song, J. J., et al. Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney. Nature Medicine. 19 (5), 646-651 (2013).
  20. Freytes, D. O., Martin, J., Velankar, S. S., Lee, A. S., Badylak, S. F. Preparation and rheological characterization of a gel form of the porcine urinary bladder matrix. Biomaterials. 29 (11), 1630-1637 (2008).
  21. Wolf, M. T., et al. A hydrogel derived from decellularized dermal extracellular matrix. Biomaterials. 33 (29), 7028-7038 (2012).
  22. Fisher, M. B., et al. Potential of healing a transected anterior cruciate ligament with genetically modified extracellular matrix bioscaffolds in a goat model. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 20 (7), 1357-1365 (2012).
  23. Ghuman, H., et al. ECM hydrogel for the treatment of stroke: Characterization of the host cell infiltrate. Biomaterials. 91, 166-181 (2016).
  24. Rijal, G. The decellularized extracellular matrix in regenerative medicine. Regenerative Medicine. 12 (5), 475-477 (2017).
  25. Lennon, R., et al. Global Analysis Reveals the Complexity of the Human Glomerular Extracellular Matrix. Journal of the American Society of Nephrology. 25 (5), 939-951 (2014).
  26. Bonandrini, B., et al. Recellularization of Well-Preserved Acellular Kidney Scaffold Using Embryonic Stem Cells. Tissue Engineering Part A. 20 (9-10), 1486-1498 (2014).
  27. O'Neill, J. D., Freytes, D. O., Anandappa, A. J., Oliver, J. A., Vunjak-Novakovic, G. V. The regulation of growth and metabolism of kidney stem cells with regional specificity using extracellular matrix derived from kidney. Biomaterials. 34 (38), 9830-9841 (2013).
  28. Streitberger, K. -J., et al. High-resolution mechanical imaging of the kidney. Journal of Biomechanics. 47 (3), 639-644 (2014).
  29. Bensamoun, S. F., et al. Stiffness imaging of the kidney and adjacent abdominal tissues measured simultaneously using magnetic resonance elastography. Clinical Imaging. 35 (4), 284-287 (2011).
  30. Moon, S. K., et al. Quantification of Kidney Fibrosis Using Ultrasonic Shear Wave Elastography. Journal of Ultrasound in Medicine. 34, 869-877 (2015).
  31. Genovese, F., Manresa, A. A., Leeming, D. J., Karsdal, M. A., Boor, P. The extracellular matrix in the kidney: a source of novel non-invasive biomarkers of kidney fibrosis? Fibrogenesis & Tissue Repair. 7 (1), (2014).
  32. Hewitson, T. D. Fibrosis in the kidney: is a problem shared a problem halved? Fibrogenes & Tissue Repair. 5 (1), S14(2012).
  33. Wolf, M. T., et al. Polypropylene surgical mesh coated with extracellular matrix mitigates the host foreign body response. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 102 (1), 234-246 (2014).
  34. Faulk, D. M., et al. ECM hydrogel coating mitigates the chronic inflammatory response to polypropylene mesh. Biomaterials. 35 (30), 8585-8595 (2014).
  35. Jeffords, M. E., Wu, J., Shah, M., Hong, Y., Zhang, G. Tailoring Material Properties of Cardiac Matrix Hydrogels To Induce Endothelial Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells. ACS Applied Materials & Interfaces. 7 (20), 11053-11061 (2015).
  36. Kim, M. -S., et al. Differential Expression of Extracellular Matrix and Adhesion Molecules in Fetal-Origin Amniotic Epithelial Cells of Preeclamptic Pregnancy. Public Library of Science ONE. 11 (5), e0156038(2016).
  37. Paduano, F., Marrelli, M., White, L. J., Shakesheff, K. M., Tatullo, M. Odontogenic Differentiation of Human Dental Pulp Stem Cells on Hydrogel Scaffolds Derived from Decellularized Bone Extracellular Matrix and Collagen Type I. Public Library of Science ONE. 11 (2), e0148225(2016).
  38. Viswanath, A., et al. Extracellular matrix-derived hydrogels for dental stem cell delivery. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 105 (1), 319-328 (2017).
  39. Uriel, S., et al. Extraction and Assembly of Tissue-Derived Gels for Cell Culture and Tissue Engineering. Tissue Engineering Part C Methods. 15 (3), 309-321 (2009).
  40. Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
  41. Faust, A., et al. Urinary bladder extracellular matrix hydrogels and matrix-bound vesicles differentially regulate central nervous system neuron viability and axon growth and branching. Journal of Biomaterials Applications. 31 (9), 1277-1295 (2017).
  42. Pouliot, R. A., et al. Development and characterization of a naturally derived lung extracellular matrix hydrogel. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 104 (8), 1922-1935 (2016).
  43. Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nature Communications. 5, 3935(2014).
  44. Pati, F., et al. Biomimetic 3D tissue printing for soft tissue regeneration. Biomaterials. 62, 164-175 (2015).
  45. Wang, R. M., Christman, K. L. Decellularized myocardial matrix hydrogels: In basic research and preclinical studies. Advanced Drug Delivery Reviews. 96, 77-82 (2016).
  46. Jang, J., et al. 3D printed complex tissue construct using stem cell-laden decellularized extracellular matrix bioinks for cardiac repair. Biomaterials. 112, 264-274 (2017).
  47. Frantz, C., Stewart, K. M., Weaver, V. M. The extracellular matrix at a glance. Journal of Cell Science. 123 (Pt 24), 4195-4200 (2010).
  48. Mouw, J. K., Ou, G., Weaver, V. M. Extracellular matrix assembly: a multiscale deconstruction. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 771-785 (2014).
  49. Bonnans, C., Chou, J., Werb, Z. Remodelling the extracellular matrix in development and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 786-801 (2014).
  50. Hinderer, S., Layland, S. L., Schenke-Layland, K. ECM and ECM-like materials - Biomaterials for applications in regenerative medicine and cancer therapy. Advanced Drug Delivery Reviews. 97, 260-269 (2016).
  51. Uriel, S., et al. The role of adipose protein derived hydrogels in adipogenesis. Biomaterials. 29 (27), 3712-3719 (2008).
  52. Singelyn, J. M., et al. Naturally derived myocardial matrix as an injectable scaffold for cardiac tissue engineering. Biomaterials. 30 (29), 5409-5416 (2009).
  53. Medberry, C. J., et al. Hydrogels derived from central nervous system extracellular matrix. Biomaterials. 34 (4), 1033-1040 (2013).
  54. Loneker, A. E., Faulk, D. M., Hussey, G. S., D'Amore, A., Badylak, S. F. Solubilized liver extracellular matrix maintains primary rat hepatocyte phenotype in-vitro. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 104 (4), 957-965 (2016).
  55. Hill, R. C., Calle, E. A., Dzieciatkowska, M., Niklason, L. E., Hansen, K. C. Quantification of extracellular matrix proteins from a rat lung scaffold to provide a molecular readout for tissue engineering. Molecular & Cellular Proteomics. 14 (4), 961-973 (2015).
  56. Li, Q., et al. Proteomic analysis of naturally-sourced biological scaffolds. Biomaterials. 75, 37-46 (2016).
  57. Tanaka, T., Yada, R. Y. N-terminal portion acts as an initiator of the inactivation of pepsin at neutral pH. Protein Engineering. 14 (9), 669-674 (2001).
  58. Ligresti, G., et al. A Novel Three-Dimensional Human Peritubular Microvascular System. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (8), 2370-2381 (2016).
  59. Mozes, M. M., Böttinger, E. P., Jacot, T. A., Kopp, J. B. Renal expression of fibrotic matrix proteins and of transforming growth factor-beta (TGF-beta) isoforms in TGF-beta transgenic mice. Journal of the American Society of Nephrology. 10 (2), 271-280 (1999).
  60. Romanowicz, L., Galewska, Z. Extracellular matrix remodeling of the umbilical cord in pre-eclampsia as a risk factor for fetal hypertension. Journal of Pregnancy. 2011, 542695(2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Niercortex ECMextracellulaire matrix hydrogelgedecellulariseerd weefselweefselhomogenisatielyofilisatieprocespepsine digestiegelatieprotocoldetectie van collageen IVmenselijke niercellenmicrofysiologische systemen

Gerelateerde artikelen