Methodenartikel

Protocol voor klinische adipeus weefsel afkomstige stromale vasculaire breuk oplevert potentiële regeneratie van het kraakbeen

DOI:

10.3791/58363

⸱

29 september 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Mipro Medical Clinic, 2National Leading Research Laboratory, Department of Biological Sciences, Myongji University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een protocol voor de productie van een adipeus weefsel afkomstige stromale vasculaire breuk en de toepassing ervan te verbeteren functies van de knie door het regenereren van kraakbeen-achtig weefsel in menselijke patiënten met artrose.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Osteoartritis (OA) is een van de meest voorkomende invaliderende aandoeningen. Onlangs, hebben talrijke pogingen gedaan om de functies van de knieën met behulp van verschillende vormen van mesenchymale stamcellen (MSCs). In Korea, het beenmerg concentraten en koord zijn bloed-afgeleide cellen van de stam goedgekeurd door de Korean Food and Drug Administration (KFDA) voor regeneratie van het kraakbeen. Daarnaast heeft een adipeus weefsel afkomstige stromale vasculaire breuk (SVF) gekregen door de KFDA voor gezamenlijke injecties in menselijke patiënten. Autologe adipeus weefsel afkomstige SVF bevat extracellulaire matrix (ECM) naast mesenchymale stamcellen. ECM excretes verschillende cytokines waarmee, samen met hyaluronzuur (HA) en platelet-rich plasma (PRP) geactiveerd door calciumchloride, MSCs te regenereren van kraakbeen en knie functies te verbeteren. In dit artikel presenteerden we een protocol ter verbetering van de functies van de knie door het regenereren van kraakbeen-achtig weefsel in menselijke patiënten met OA. Het resultaat van het protocol werd voor het eerst gemeld in 2011 gevolgd door een paar extra publicaties. Het protocol houdt liposuctie met het oog op autologe lipoaspirates die zijn vermengd met collagenase. Dit lipoaspirates-collagenase mengsel vervolgens gesneden en gehomogeniseerd Schakel grote vezelig weefsel dat de naald tijdens de injectie kan verstoppen. Daarna is het mengsel geïncubeerd om te verkrijgen van SVF adipeus weefsel-afgeleide. De resulterende adipeus weefsel afkomstige SVF, met zowel adipeus weefsel afkomstige MSCs en restanten van ECM, wordt geïnjecteerd in de knieën van patiënten, gecombineerd met HA en calciumchloride geactiveerd PRP. Opgenomen zijn drie gevallen van patiënten die werden behandeld met ons protocol leidt tot verbetering van de kniepijn, zwelling en bereik van de beweging samen met MRI bewijs van hyalien kraakbeen-achtig weefsel.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mesenchymale stamcellen (MSCs) is bekend dat er de mogelijkheid om te regenereren van kraakbeen1,2,3,4,5,6. Deze kunnen gemakkelijk worden verkregen uit verschillende bronnen: beenmerg, navelstrengbloed en vetweefsel onder vele anderen. Onder deze bronnen is adipeus weefsel de enige bron waar een voldoende aantal MSCs kan worden verkregen zonder een uitbreiding van de cultuur om te regenereren van kraakbeen in klinische instellingen7,8. Autologe beenmerg stromale vasculaire breuk (SVF) kan ook gemakkelijk worden verkregen. Het aantal cellen van de stam die zijn opgenomen in de niet-cultuur uitgebreide beenmerg is echter zeer laag7,8. Koord-bloed kan een voldoende aantal MSCs bevatten. Navelstrengbloed is echter niet een beschikbaar bron van autologe SVF.

Tal van methoden van verwerking adipeus weefsel te verkrijgen van SVF zijn beschikbaar voor klinische toepassingen. Onder deze, de methode voor het verkrijgen van MSCs uit vetweefsel met collagenase, ontwikkeld en bevestigd door Zuk et al. 5 , 6, wordt zeer goed geaccepteerd. Deze methode van het gebruik van collagenase is aangepast voor klinische toepassingen in orthopedie. Om te worden toegepast op klinische instellingen, moet het systeem een gesloten systeem te behouden de steriliteit terwijl het gemak. Één bepaalde wijziging gepresenteerd in dit artikel impliceert homogenisering van de lipoaspirates. Klein formaat lipoaspirates zijn relatief sneller dan grotere degenen die leiden de ongelijke verdeling van het vetweefsel tot verteerd. Bovendien kan deze grotere formaat lipoaspirates vezelig weefsels die verstoppen kunnen de spuiten en naalden tijdens het uitvoeren van gezamenlijke injecties9,10produceren. Om te voorkomen dat deze kwesties, kan de lipoaspirates worden gehomogeniseerd door snijden en hakken van de lipoaspirates voordat de incubatie met collagenase. De resulterende adipeus weefsel afkomstige SVF kan bevatten meer uniforme extracellulaire matrix (ECM) in vergelijking met lipoaspirates die niet gehomogeniseerde11. De achtergebleven ECM vervat in de SVF kan werken als een steiger12.

In 2009, heeft autologe adipeus weefsel afkomstige SVF gekregen door de Korean Food and Drug Administration (KFDA) wanneer verwerkt in een medische inrichting met minimale verwerking door een arts-13. Daarna is autologe adipeus weefsel afkomstige SVF gebruikt als een potentiële agent te knie functies bij osteoartritis (OA) patiënten te verbeteren door het potentieel het regenereren van kraakbeen-achtig weefsel10,14,15 , 16 , 17 , 18 .

In 2011 toonde Pak voor de eerste keer dat vetweefsel afkomstige stamcellen (ASC's) opgenomen in het adipeus weefsel afkomstige SVF knie functies mogelijk het regenereren van kraakbeen-achtig weefsel in menselijke OA patiënten wanneer geïnjecteerd met platelet-rich kan verbeteren plasma (PRP) 14. Daarnaast hebben Pak et al. veiligheidsgegevens in 2013 waarbij 91 patiënten gemeld. Het tarief van de gemiddelde werkzaamheid gemeld in deze veiligheidsgegevens was 67%15. Daarna aanvullend onderzoek door Pak et al. toonde verbeterde knie functies mogelijk als gevolg van kraakbeen-achtige weefselregeneratie bij patiënten met een meniscus scheuren en Patellofemoraal pijnsyndroom10,16,17 ,18. Op basis van artikelen gemeld, is het bekend dat het aantal cellen van de stam in 100 g adipeus weefsel verwerkt door het protocol gepresenteerd in dit artikel vervatte van 1.000.000-40.000.000 afhankelijk van patiëntenverenigingen kenmerken8, variëren kan 19 , 20 , 21 , 22 , 23.

Hier presenteren we een protocol voor klinische van menselijke knie OA met behulp van autologe adipeus weefsel afkomstige SVF met HA en PRP geactiveerd met calciumchloride. De eerste versie van dit protocol voor klinische, waarbij een gesloten, handmatige systeem om te handhaven de steriliteit, werd gemeld in 201114. De identieke protocol werd geoptimaliseerd, steriliteit, onderhouden en werd gemeld in 2013 en 201610,15. Hier, wordt het geoptimaliseerde protocol gepresenteerd. Het schematisch overzicht van het protocol is opgenomen in afbeelding 1.

figure-introduction-1
Figuur 1: het schematisch overzicht van het protocol. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De goedkeuring van en instemming met het verslag na Aanvraagrapporten waren afstand door de Myongji Universiteit institutionele Review Board Comité (MJUIRB). Verder was dit protocol voor klinische met inachtneming van de richtsnoeren van de verklaring van Helsinki en regulering van de KFDA. Voor de procedures, zijn geïnformeerde toestemming verkregen van de patiënten.

1. liposuctie

Opmerking: Presteren met steriele techniek.

  1. Gebruik de volgende criteria: (1) MRI bewijs van fase 3 OA; (2) hetzij mannelijk of vrouwelijk; (3) ouder dan 18 jaar; (4) voldoende (100-110 g) adipeus weefsel voor liposuctie; (5) onwil om te gaan met de chirurgische ingreep; (6) het falen van conservatieve beheer; en (7) lopende invaliderende pijn.
  2. Gebruik de volgende Uitsluitingscriteria: (1) actieve inflammatoire of bindweefsel aandoening dacht dat om de impact van pijn voorwaarde (dat wil zeggen,lupus, reumatoïde artritis, fibromyalgie); (2) actief endocriene aandoening die kan van invloed zijn pijn voorwaarde (d.w.z.,, hypothyreoïdie, diabetes); (3) actief neurologische aandoening die kan van invloed zijn pijn voorwaarde (d.w.z.,, perifere neuropathie, multiple sclerose); (4) actief longziekte waarbij medicatie gebruik; en (5) geen geschiedenis van steroïde gezamenlijke injecties afgelopen 3 maanden.
  3. Breng de patiënt in een operatiekamer met een kap van biohazard klasse A en plaats hem (of haar) in een liggende positie.
  4. Reinig de buikstreek van de patiënt met 5% betadine (Povidon-Jood) en draperen de patiënt met behulp van de steriele techniek, bloot de schoongemaakte gebied van de buik voor liposuctie.
  5. Ca. 5 cm infero-lateraal van de navel, anesthetize twee sites (de ene links en de andere aan de rechterkant van de umbilicus) van incisie aan-be-gemaakt met behulp van 2 mL 2% lidocaïne zonder adrenaline met een naald (25 meter, 1½ inch) in een 5-mL spuit door het injecteren van elke site op de epidermale niveau.
  6. Anesthetize de site van incisie aan-be-gemaakt met behulp van tumescente (500 mL voor normale zout, 40 mL van 2% lidocaïne, 20 mL 0,5% bupivacaine, 0,5 mL 1:1000 epinefrine) 5 mL in een 10 mL spuit met een naald (25 meter, 1½ inch).
  7. Maak 2 insnijdingen van 0,5 cm ongeveer 5 cm onder de navel lateraal door het knijpen van de huid te verhogen van de diepte van de subcutane niveau.
  8. Met behulp van No. 11 blade, steken de verhoogde huid te dringen via naar de subcutane niveau maar niet door te dringen via de buikwand.
  9. Anesthetize met behulp van 20 cm 16-gauge canule, de subcutane niveau van de hele onderbuik, die aan-be-liposuctioned is, met 700 tot 800 mL van de tumescente oplossing.
  10. Na afwerking van infiltratie van de hele onderbuik met de tumescente oplossing, bereiden een liposuctie apparaat door het aansluiten van een 3.0 mm canule verbonden met een 60 mL (of een 30 mL) syringe voor handmatige liposuctie of een speciaal ontworpen 3.0 mm canule verbonden met een centrifuge kit, een spuit van de gesloten-systeem met het oog op het houden van de steriliteit, aangesloten op een vacuum machine voor vacuüm-bijgewoonde liposuctie.
  11. Liposuctie voor 100-110 g adipeus weefsel met uitzondering van tumescente oplossing uit te voeren. Bij het uitvoeren van liposuctie, zal adipeus weefsel worden verkregen samen met de tumescente oplossing, die moet worden gescheiden en verwijderd.
  12. Als u wilt scheiden de tumescente oplossing, eerst door de zwaartekracht, overbrengen in het vetweefsel in de centrifuge kit een injectiespuit 60 mL en plaats de injectiespuit naar beneden (dat wil zeggen, die het gedeelte van de spuit onderaan is). Door te wachten 5-6 min, zal het vetweefsel en de tumescente vloeistof worden gescheiden. De vloeistof op de bodem van de spuit verwijderen door op te drukken op het bovenste gedeelte van de zuiger van de spuit.
  13. Voer de bovenstaande stappen 1.9-1.11 tot een totaal van 100-110 g van vetweefsel (lipoaspirates) per knie is opgebouwd.

2. voorbereiding van ASC/ECM mengsel met steriele gesloten systeem

  1. Na het scheiden van de tumescente oplossing door zwaartekracht en accumulatie van 50-55 g lipoaspirates per elke 60 mL centrifuge kit, een steriele gesloten systeem, plaats de 2 centrifuge kits in een centrifuge container emmer en draai bij 1600 x g gedurende 5 min, condenserend de lipoaspirates en het scheiden van vloeistof van het vetweefsel. In dit proces van verdere condenseert, de lipoaspirates vette olie in bepaalde gevallen kan produceren.
  2. Voorzichtig niet te schudden, verwijder de dop van de veiligheid en de stekker aan de onderkant van de centrifuge kit.
  3. Verwijder de onderste vloeistof door langzaam te drukken op down op de bovenkant van de zuiger van de centrifuge kit.
  4. Los op aparte 60 mL spuit, 10 mg collagenase (5 mg van collagenase specifiek voor bindweefsel24 ) en 5 mg collagenase specifiek voor vetweefsel25met 50 mL van normale zout.
  5. Meng ongeveer 25-30 mL gecondenseerde lipoaspirate met opgeloste collagenase (5 mg van collagenase specifiek voor bindweefsel) en 5 mg collagenase specifiek voor adipeus weefsel bij een verhouding van 1:1 (v: v) door het aansluiten van de 60 mL spuit een centrifuge Kit met behulp van een gespecialiseerde connector.
  6. Meng grondig de verkorte lipoaspirate en de collagenase door het indrukken van de inhoud tussen de 60 mL spuit en de centrifuge kits met behulp van een stang of een Opdringer.
  7. Het mengsel van de lipoaspirate en de collagenase ook terug overzetten naar 60 mL spuiten.
  8. Sluit elke 60 mL spuit het mengsel met de homogenizer van een weefsel waarin messen met.
  9. Sluit een lege 60 mL spuit aan het andere uiteinde van de homogenizer.
  10. Duw het mengsel aan de andere 60 mL spuit via het homogenizer voor 4 -6 keer, wat resulteert in snijden en hakken van de lipoaspirate.
  11. Overdracht van de gehomogeniseerde lipoaspirate en het mengsel van collagenase terug naar 60 mL centrifuge kits via een gespecialiseerde connector
  12. Plaats de centrifuge kits in een container worden geplaatst in een incubator is voorverwarmd bij 37 ° C.
  13. Incubeer de twee centrifuge kits met het gehomogeniseerde mengsel bij 37 ° C gedurende 40 minuten terwijl het draaien van 45 toeren per minuut.
  14. Na de 40 min van incubatie, de container van de incubator in een steriele mode te verwijderen. Daarna verwijderen van de centrifuge-kits en plaats hen in een centrifuge-machine.
  15. Centrifugeer het mengsel bij 800 x g gedurende 5 min om te scheiden van de FØROYA adipeus weefsel-afgeleide.
  16. Na de centrifuge, het supernatant (die bevat collagenase en verteerd adipeus weefsel) van elke centrifuge kits verwijderen door het verwijderen van de dop van de injectiespuit op de bovenkant van de zuiger en het plaatsen van een 30 mL spuit op de plunjer openen via de spuit-lock verbinding.
  17. Druk langzaam naar beneden van het vat-deel van de 30 mL spuit voor de bovendrijvende vloeistof te vullen in de 30 mL spuit.
  18. Druk naar beneden de 30 mL injectieampul helemaal tot aan de laatste 3-4 mL van de bodem van de centrifuge kit, alleen de laatste 3-4 mL van vetweefsel afkomstige SVF verlaten. Het supernatant wordt verwijderd.
  19. De 30 mL spuit verwijderen vanaf de bovenzijde van de plunjer en vul de injectiespuit met 5% dextrose in lactated Ringer's oplossing (D5LR).
  20. Door het aanbrengen van de 30 mL spuit gevuld met D5LR op de bovenkant van de plunjer openen, vul de centrifuge kits, met 3-4 mL adipeus weefsel afkomstige SVF, met D5LR tot 55 mL.
  21. Verwijderen van de 30 mL spuit, de zuiger van het GLB en centrifugeer de centrifuge kits weer bij 300 x g gedurende 4 min.
  22. Herhaal stap 2.17-2.21 voor een totaal van 4 spoelingen. De gebruikte collagenase is xenogene. Daarom wordt de meeste collagenase verwijderd door 4 wasbeurten. Echter voor goedkeuring door de FDA, kan "fine-tuning"-van het protocol nodig zijn voor het verwijderen van de collagenase residuen in het eindvolume, hoewel het huidige bedrag van collagenase residuen wellicht te verwaarlozen genoeg voor de patiënten die geen ieder klinische bijwerkingen.
  23. Na de 4th centrifugeren, met het oog op de definitieve SVF voor injectie, verwijder de dop van de veiligheid en de stekker bij de opening van de onderkant van de centrifuge kit, zonder schudden of draaien van de centrifuge kit.
  24. Een 20 mL spuit aan de centrifuge kit onderkant openen met behulp van een speciaal ontworpen verbindingslijn koppelen.
  25. Trek de zuiger van de spuit meerdere malen heen en weer te schudden van de cellen die op de bodem van de centrifuge kit hebben geregeld.
  26. Verwijder de gewenste totale volume van de FØROYA met zowel ASC's en ECM samen met andere cellen en weefsel (meestal ongeveer 3-4 mL van elk centrifuge kit voor knie gezamenlijke injecties).

3. PRP voorbereiding met steriele techniek

  1. Bij de voorbereiding van de ASC's en ECM, trekken 30 mL autoloog bloed met 2,5 mL anticoagulatie citraatoplossing dextrose.
  2. Het getekende bloed overbrengen in de centrifuge-kits van 60 mL.
  3. Centrifugeer het getekende bloed bij 730 x g gedurende 5 minuten en verwijder de bovendrijvende substantie in een nieuwe 60 mL centrifuge kit. Centrifugeer het supernatant bij 1300 x g gedurende 4 min, wat resulteert in 3-4 mL PRP.
  4. Vlak voor de injectie, 3% (m/v) calciumchloride toevoegen bij een verhouding van 10:2 (PRP: calciumchloride, v: v) tot het Wachtwoordreplicatiebeleid om het te activeren.
  5. Voeg toe 0,5% (w/v) HA, als een steiger, aan het Wachtwoordreplicatiebeleid geactiveerd met calciumchloride. Deze ASC's met ECM, samen met PRP, geactiveerd door calciumchloride, en HA staan voor de ASC/ECM-mengsel.

4. ASC/ECM mengsel gebaseerde behandeling

  1. De knie van de patiënt met 5% betadine reinigen en het in een steriele manier te draperen.
  2. De voorzijde van de knie voor de gewrichtsruimte tussen de botten tibiale en femur palperen.
  3. Anesthetize de injectieplaats oppervlakkig met verdunde lidocaïne (1 mL van de 1% lidocaïne verdund met 4 mL van normale zout) uit de huid tot net buiten de gezamenlijke capsule.
  4. Anesthetize van de binnenkant van de gezamenlijke capsule met verdunde ropivacaine (1 mL 0,75% ropivacaine met normale zout 3 mL verdund).
  5. Meng 2 mL HA aan de 6-8 mL SVF vervat in een 20 mL spuit via de spuit-naar-spuit-connector.
  6. Voeg met behulp van een spuit-naar-spuit-connector, 0.4 mL calciumchloride aan de 3-4 mL autologe PRP die reeds is opgesteld en wordt op een 5 mL-spuit klaar.
  7. Combineer 3.5-4.5 mL PRP/calciumchloride in een 5 mL-spuit met 8-10 mL van het mengsel van de HA/SVF in een 20 mL spuit via de connector van de spuit-naar-spuit.
  8. Onmiddellijk injecteren het mengsel (ongeveer 12-15 mL) langzaam in het anterior tibio-femorale gewricht van de knieën met behulp van 38 mm 18-gauge naald met of zonder de hulp van de echografie.
  9. Na de injectie, Spalken de injectieplaats met druk door het vouwen 4 x 4 katoen gaas 4 keer en plaatsen van banden over de gevouwen gaas 4 x 4.
  10. Instrueer de patiënt blijven nog steeds voor 60 min voor cel bijlage.
  11. Instrueren van de patiënt te beperken van de activiteiten voor minimaal 1 week na ontslag uit de kliniek.
  12. Terug naar de kliniek voor drie aanvullende injecties van PRP geactiveerd door calciumchloride over 3 weken.

5. na de behandeling opvolgen

  1. Patiënt op de week van 2, 4 en 16 (18 of 22) voor pijn verbetering in termen van visuele analoge schaal (VAS) en functie verbetering in termen van fysiotherapie parameters te beoordelen. Bepalen functionele Classificatie index (VR), VAS en bereik van de beweging (ROM) als eerder beschreven26,27.
  2. Volg de patiënt door nabehandeling MRI 3 maanden na de behandeling.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Drie patiënten (een 87-jarige vrouw met fase 3 OA, een 68-jarige man met fase 3 OA, en een 60-jarige danseres met fase 3 OA) zonder enige significante verleden medische geschiedenis gepresenteerd naar de kliniek met persistente kniepijn en gewenst voor potentiële autologe adipeus weefsel afkomstige SVF behandeling. Alle drie patiënten hadden hun knie onderzocht door een orthopedisch chirurg en werden aangeboden aan totale knie vervanging (TKR) en waren terughoudend om de operatie. Vóór de...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In 2001, Zuk et al. geïsoleerde stamcellen uit adipeus weefsel door het afbreken van de collageen-matrix met collagenase6. Nadien, toonde de Fractie dat deze stamcellen geïsoleerd van het vetweefsel kan transformeren in kraakbeen en andere weefsels van mesoderm in oorsprong, waaruit blijkt dat deze stamcellen mesenchymale in oorsprong waren.

Ook is de procedure die in dit artikel een gemodificeerde protocol bij soortgelijke methode toepassen op de menselijke pa...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteur erkent de steun van het personeel van Mipro medische kliniek en het ontwerp van de figuur door Jaepil/David Lee. Dit werk werd gesteund door onderzoekssubsidies van de Bio & medische programma van de ontwikkeling van de technologie van de NRF gefinancierd door de MSIT (nummer NRF-2017M3A9E4078014); en de nationale onderzoek Stichting van Korea (NRF) gefinancierd door het ministerie van wetenschap en ICT (getallen NRF-2017R1A2B4002315 en de NRF-2016R1C1B2010308).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Materiaal
5% Betadine (povidon-jodium) Firson Co., Ltd.657400260
2% Lidocaine Daehan Pharmaceutical Co.670603480
Tumescerende oplossing Myungmoon Pharm. Co. Ltd.N01BB01De oplossing bestond uit 500 mL normale zoutoplossing, 40 mL 2% lidocaine, 20 mL 0,5% marcaine en 0,5 mL epinefrine 1:1000.
Liberase TL en TM onderzoekskwaliteit Roche Applied Science5401020001
D5LRDahan Pharm. Co., Ltd.645101072Dextrose 5% in lactated Ringer's oplossing 
Anticoagulant citraat dextrose oplossing Fenwal, Inc.NDC:0942-0641De oplossing bestond uit 0,8% citroenzuur,
0,22% natriumcitraat en 0,223% dextrose.
3% (w/v) Calciumchloride Choongwae Pharmaceutical Co.644902101
0,5% (w/v) HA (hyaluronzuur)Dongkwang pharm. Co., Ltd.645902030
0,25% RopivacaineHuons Co., Ltd.670600150
Apparatuur
3,0 mm Cannula WOOJU Medical Instruments Co.ML30200
60-mL Luer-Lock spuitBD (Becton Dickinson) 309653
Centrifugevat Kit CPL Co., Ltd.30-0827044
Weefselhomogenisator met mesjesCPL Co., Ltd.30-0827045
Roterende incubatormixerMedikan Co., LtdMS02060092
CentrifugeHanil Scientific Inc.CE1133
Magnetische Resonantie BeeldvormingPhilips Medical Systems Inc.18068
UltrageluidbeeldvormingssysteemSamsung Medison co., LtdCT-LK-V10-ICM-09.05.2007

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Arnoczky, S. P. Building a meniscus. Biologic considerations. Clinical Orthopaedics and Related Research. (367 Suppl), S244-S253 (1999).
  2. Barry, F. P. Mesenchymal stem cell therapy in joint disease. Novartis Foundation Symposium. 249, 86-241 (2003).
  3. Usuelli, F. G., et al. Adipose-derived stem cells in orthopaedic pathologies. British Medical Bulletin. 124 (1), 31-54 (2017).
  4. Zhang, H. N., Li, L., Leng, P., Wang, Y. Z., Lv, C. Y. Uninduced adipose-derived stem cells repair the defect of full-thickness hyaline cartilage. Chinese Journal of Traumatology. 12 (2), 92-97 (2009).
  5. Zuk, P. A., et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Molecular Biology of the Cell. 13 (12), 4279-4295 (2002).
  6. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Engineering. 7 (2), 211-228 (2001).
  7. Baer, P. C., Geiger, H. Adipose-derived mesenchymal stromal/stem cells: tissue localization, characterization, and heterogeneity. Stem Cells International. 2012, 812693(2012).
  8. Zhu, Y., et al. Adipose-derived stem cell: a better stem cell than BMSC. Cell Biochemistry and Function. 26 (6), 664-675 (2008).
  9. Bellei, B., Migliano, E., Tedesco, M., Caputo, S., Picardo, M. Maximizing non-enzymatic methods for harvesting adipose-derived stem from lipoaspirate: technical considerations and clinical implications for regenerative surgery. Scientific Reports. 7 (1), 10015(2017).
  10. Pak, J., Lee, J. H., Park, K. S., Jeong, B. C., Lee, S. H. Regeneration of Cartilage in Human Knee Osteoarthritis with Autologous Adipose Tissue-Derived Stem Cells and Autologous Extracellular Matrix. BioResearch Open Access. 5 (1), 192-200 (2016).
  11. Alexander, R. W. Understanding Adipose-derived Stromal Vascular Fraction (AD-SVF) Cell Biology and Use on the Basis of Cellular, Chemical, Structural and Paracrine Components: A Concise Review. Journal of Prolotherapy. 4, e855-e869 (2012).
  12. Benders, K. E., et al. Extracellular matrix scaffolds for cartilage and bone regeneration. Trends in Biotechnology. 31 (3), 169-176 (2013).
  13. Korean Food and Drug Administration (KFDA). Cell therapy: Rules and Regulations. KFDA. , (2009).
  14. Pak, J. Regeneration of human bones in hip osteonecrosis and human cartilage in knee osteoarthritis with autologous adipose-tissue-derived stem cells: a case series. Journal of Medical Case Reports. 5, 296(2011).
  15. Pak, J., Chang, J. J., Lee, J. H., Lee, S. H. Safety reporting on implantation of autologous adipose tissue-derived stem cells with platelet-rich plasma into human articular joints. BMC Musculoskeletal Disorders. 14, 337(2013).
  16. Pak, J., Lee, J. H., Kartolo, W. A., Lee, S. H. Cartilage Regeneration in Human with Adipose Tissue-Derived Stem Cells: Current Status in Clinical Implications. BioMed Research International. 2016, 4702674(2016).
  17. Pak, J., Lee, J. H., Lee, S. H. A novel biological approach to treat chondromalacia patellae. PLoS One. 8 (5), e64569(2013).
  18. Pak, J., Lee, J. H., Lee, S. H. Regenerative repair of damaged meniscus with autologous adipose tissue-derived stem cells. BioMed Research International. 2014, 436029(2014).
  19. Aust, L., et al. Yield of human adipose-derived adult stem cells from liposuction aspirates. Cytotherapy. 6 (1), 7-14 (2004).
  20. De Ugarte, D. A., et al. Comparison of multi-lineage cells from human adipose tissue and bone marrow. Cells Tissues Organs. 174 (3), 101-109 (2003).
  21. Guilak, F., et al. Clonal analysis of the differentiation potential of human adipose-derived adult stem cells. Journal of Cellular Physiology. 206 (1), 229-237 (2006).
  22. Mitchell, J. B., et al. Immunophenotype of human adipose-derived cells: temporal changes in stromal-associated and stem cell-associated markers. Stem Cells. 24 (2), 376-385 (2006).
  23. Oedayrajsingh-Varma, M. J., et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cell yield and growth characteristics are affected by the tissue-harvesting procedure. Cytotherapy. 8 (2), 166-177 (2006).
  24. Liberase TL information available from Sigma Millipore online. , https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/roche/05401020001?lang=en®ion=US (2018).
  25. Liberase TM information available from Sigma Millipore online. , https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/roche/Libtmro?lang=en®ion=US (2018).
  26. Childs, J. D., Piva, S. R. Psychometric properties of the functional rating index in patients with low back pain. European Spine Journal. 14 (10), 1008-1012 (2005).
  27. Price, D. D., McGrath, P. A., Rafii, A., Buckingham, B. The validation of visual analogue scales as ratio scale measures for chronic and experimental pain. Pain. 17 (1), 45-56 (1983).
  28. Pilgaard, L., Lund, P., Rasmussen, J. G., Fink, T., Zachar, V. Comparative analysis of highly defined proteases for the isolation of adipose tissue-derived stem cells. Regenerative Medicine. 3 (5), 705-715 (2008).
  29. D'Ambrosi, R., Indino, C., Maccario, C., Manzi, L., Usuelli, F. G. Autologous Microfractured and Purified Adipose Tissue for Arthroscopic Management of Osteochondral Lesions of the Talus. Journal of Visualized Experiments. (131), e56395(2018).
  30. Packer, J. D., Chang, W. T., Dragoo, J. L. The use of vibrational energy to isolate adipose-derived stem cells. Plastic Reconstructive Surgery-Global Open. 6 (1), e1620(2018).
  31. Hanke, C. W., Bernstein, G., Bullock, S. Safety of tumescent liposuction in 15,336 patients. National survey results. Dermatologic Surgery. 21 (5), 459-462 (1995).
  32. Illouz, Y. G. Complications of liposuction. Clinics in Plastic Surgery. 33 (1), 129-163 (2006).
  33. Dixit, V. V., Wagh, M. S. Unfavourable outcomes of liposuction and their management. Indian Journal of Plastic Surgery. 46 (2), 377-392 (2013).
  34. Lehnhardt, M., et al. Major and lethal complications of liposuction: a review of 72 cases in Germany between 1998 and 2002. Plastic and Reconstructive Surgery. 121 (6), 396e-403e (2008).
  35. Iyer, S. S., Rojas, M. Anti-inflammatory effects of mesenchymal stem cells: novel concept for future therapies. Expert Opinion on Biological Therapy. 8 (5), 569-581 (2008).
  36. Zhang, J., Middleton, K. K., Fu, F. H., Im, H. J., Wang, J. H. HGF mediates the anti-inflammatory effects of PRP on injured tendons. PLoS One. 8 (6), e67303(2013).
  37. Li, N. Y., Yuan, R. T., Chen, T., Chen, L. Q., Jin, X. M. Effect of platelet-rich plasma and latissimus dorsi muscle flap on osteogenesis and vascularization of tissue-engineered bone in dogs. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 67 (9), 1850-1858 (2009).
  38. Parsons, P., et al. The biological effect of platelet rich-plasma on the fracture healing process. The Journal of bone and joint surgery. British volume. 91-B, 293(2009).
  39. Wu, W., Chen, F., Liu, Y., Ma, Q., Mao, T. Autologous injectable tissue-engineered cartilage by using platelet-rich plasma: experimental study in a rabbit model. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 65 (10), 1951-1957 (2007).
  40. Cooper, T. W., Eisen, A. Z., Stricklin, G. P., Welgus, H. G. Platelet-derived collagenase inhibitor: characterization and subcellular localization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 82 (9), 2779-2783 (1985).
  41. Uzuki, M., Sawai, T. A. A comparison of the affinity of sodium hyaluronate of various molecular weights for degenerated cartilage: a histochemical study using hyaluronic acid binding protein. International Congress Series. 1223, 279-284 (2001).
  42. Pagano, C., et al. Molecular and morphometric description of adipose tissue during weight changes: a quantitative tool for assessment of tissue texture. International Journal of Molecular Medicine. 14 (5), 897-902 (2004).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Liposuctieprocedurecollagenase digestiecentrifugatieprotocolplaatjesrijk plasmahyaluronzuurknieartroseautologe injectie

Gerelateerde artikelen