Affiniteit zuivering van Chloroplast Translocon eiwitcomplexen met behulp van de Tag van de TAP

Samenvatting

Hier presenteren we een bewezen en geteste protocol voor de zuivering van chloroplast importeren eiwitcomplexen (TOC-TIC complex) met behulp van de TAP-tag. Het protocol van de verwantschap-isolatie one-step potentieel kan worden toegepast op elke proteïne en worden gebruikt om nieuwe interactie partners door massaspectrometrie.

Samenvatting

Chloroplast biogenese vereist de import van duizenden proteïnen nucleus-gecodeerd in de Plastide. De invoer van deze eiwitten is afhankelijk van de translocon op de buitenste (TOC) en innerlijke (TIC) chloroplastmembranen. De TOC en TIC complexen zijn multimeric en waarschijnlijk nog onbekende componenten bevatten. Een van de belangrijkste doelstellingen op het gebied is om de volledige inventaris van TOC en TIC componenten. Voor de isolatie van TOC-TIC-complexen en de identificatie van nieuwe onderdelen bewerkt de preprotein receptor die toc159 is N-terminaal door toevoeging van de tandem affiniteit zuivering (TAP) tag resulterend in TAP-TOC159. De TAP-tag is ontworpen voor twee opeenvolgende affiniteit zuivering stappen (vandaar "tandem affiniteit"). De TAP-code die wordt gebruikt in deze studies bestaat uit een N-terminal IgG-bindend domein Staphylococcus aureus eiwit een (próta) gevolgd door een Calmoduline-bindend peptide (CBP) afgeleid. Tussen deze twee affiniteit tags, een tabak etch virus (TEV) protease decollete site is opgenomen. Daarom kan TEV protease worden gebruikt voor zachte elutie van TOC159-bevattende complexen na binding met IgG kralen. In het protocol hier gepresenteerd, werd de tweede Calmoduline-affiniteit zuivering stap weggelaten. Het protocol van de zuivering begint bij de voorbereiding en de solubilisatie van totale cellulaire membranen. Na de wasmiddel-behandeling, worden de ontbindend membraaneiwitten geïncubeerd met IgG kralen voor de immunoisolation van TAP-TOC159-bevattende complexen. Op bindende en uitgebreide wassen, zijn kraan-TOC159 met complexen gekloofd en vrijgelaten uit de IgG-kralen met behulp van de TEV protease waarbij de S. aureus IgG-bindend domein is verwijderd. Westelijke bevlekken van de afgelegen TOC159-bevattende complexen kunnen worden gebruikt ter bevestiging van de aanwezigheid van bekende of veronderstelde TOC en TIC eiwitten. Wat nog belangrijker is, de TOC159-bevattende complexen hebben met succes gebruikt om nieuwe onderdelen van de TOC en TIC complexen te identificeren door massaspectrometrie. Het protocol dat we mogelijk presenteren maakt de efficiënte isolatie van een membraan-gebonden eiwit complex om te worden gebruikt voor de identificatie van nog onbekende componenten door massaspectrometrie.

Inleiding

Planten zijn afhankelijk van chloroplasten voor fotosynthese en photoautotrophic groei¹. De overgrote meerderheid van chloroplast eiwitten worden gecodeerd in de kern, in het cytosol gesynthetiseerd en in de chloroplast via de TIC en TOC complexen in de envelop membranen²geïmporteerd. De kern van de inhoudsopgave complex bestaat uit het Toc75 eiwit-geleidend kanaal en de twee receptor GTPases Toc33 en Toc159^3,4,5. TOC159 is essentieel voor de biogenese van chloroplasten en bemiddelt de massale ophoping van fotosynthese-geassocieerde eiwitten⁶. De TIC-complex bestaat uit de TIC20 eiwit-geleidend kanaal, evenals TIC110 en TIC40^7,8. Onlangs, een 1MD eiwit translocatie complex op de binnenste enveloppe membraan werd geïsoleerd en bevatte eerder geïdentificeerde onderdelen⁹, een daarvan TIC56 was. We onlangs samen TIC56 van het complex via het TAP-TOC159 affiniteit zuivering protocol 1 MDa geïsoleerd. De gegevens aangegeven een structurele overlapping tussen de "canonieke" TOC/TIC-complexen en de 1 MDa complexe¹⁰. Onbekende componenten zoals KOC1 waren eerder ook geïdentificeerd als nieuwe partners van de interactie van de TOC en TIC complexen met de TAP-methode hier^{10,11 beschreven}.

Dus, de zuivering van de TAP-tag is een efficiënte methode voor de isolatie van eiwitcomplexen en de identificatie van interagerende partners door latere massaspectrometrische analyse¹². De kraan tag bestaat uit twee IgG bindende herhalingen van een Calmoduline-bindend peptide (CBP) gescheiden door een tabak etch virus (TEV) protease breukzijde. De originele methode, bestaande uit een IgG-affiniteit zuivering stap gevolgd door TEV decollete en latere Calmoduline-affiniteitchromatografie toegestaan de inheemse zuivering van grote en zeer zuiver eiwit complexen^13,14 . Wij hebben de procedure vereenvoudigd en aangetoond dat de TOC159-bevattende eiwitcomplexen ook gezuiverd kunnen worden efficiënt met behulp van alleen de IgG-affiniteit zuivering gevolgd door TEV-splitsing voor elutie¹⁵. In onze ervaring, de weglating van de Calmoduline-affiniteit stap resulteerde in hogere opbrengsten en wellicht daarom geschikt voor lage overvloed eiwitten.

Kortom, wij stabiele transgene A. thaliana ontworpen lijnen uiten TAP-TOC159 in de ppi2 (toc159 KO mutant) achtergrond en opgericht als een betrouwbare bron voor de zuivering van TOC-TIC complexen. Het protocol voor de isolatie van de TOC-TIC complex begint met de homogenisering van de plantaardig materiaal in een buffer wasmiddel-gratis. Na het centrifugeren, wordt het supernatant verwijderd. De pellet met de Fractie van de totale membraan is ontbindend met behulp van een wasmiddel-bevattende buffer. Na een ultra-centrifugeren stap, is het supernatant ontbindend TOC-TIC complexen met toegepast op de IgG-hars voor affiniteit zuivering. Na verscheidene stappen wassen, elutie is uitgevoerd met een TEV protease-bevattende buffer selectief klieven stroomafwaarts van de IgG-bindende domeinen en zachtjes vrijlating van inheemse TOC159-bevattende complexen. Het eluaat TEV kan direct door westelijke bevlekken of Spectrometrie van de massa te identificeren van de partners van de interactie van TOC159^10,11,15worden geanalyseerd. De methode is ook gebruikt om te identificeren posttranslationele modificaties van TOC159¹⁵. Inheemse TOC159-bevattende complexen kunnen in de toekomst worden gebruikt voor structurele studies met cryoelectron microscopie.

Protocol

1. bereiding van Arabidopsis planten

1. Bereiden 1 L van halve sterkte van Murashige en Skoog (MS) middellange inclusief vitaminen met 1% sacharose en breng de pH op 5.7 met kaliumhydroxide (KOH). Toevoegen van 0,8% van het phytoagar en autoclaaf gedurende 20 minuten op 120 ° C.
2. Giet 75 mL MS voedingsbodem per plaat Petri (diameter 14,5 cm, hoogte 3 cm) en laat het stollen gedurende 1 uur.
3. 30 mg van Arabidopsis thaliana zaden toevoegen aan een 1,5 mL microfuge buis, en oppervlak steriliseren met 70% (v/v) ethanol met 0,05% (v/v) Triton X-100 gedurende 5 minuten, gevolgd door 100% (v/v) ethanol voor 10 min. verwijderen de ethanol.
4. Overbrengen steriel filter papier voor het drogen van de zaden. Strooi de gesteriliseerde zaden gelijkmatig op een bord van de MS (elk genotype vereist ten minste 8-10 platen), en elke plaat met chirurgische tape zegel.
5. Incubeer de platen bij 4 ° C voor twee dagen in het donker te synchroniseren kieming van het zaad. Overdracht aan een groei-kamer met de volgende cyclus van licht: 8 h van 120 µmol m⁻² s⁻¹ licht en 16 h van dark bij 22-20 ° C.

2. voorbereiding van HsIgG Agarose kralen

1. Schorten CNBr-geactiveerde agarose kralen (4 g) in 100 mL 1 mM HCl en incubeer gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur.
2. Breng de agarose kralen in een filter van gesinterd glas, wassen onder vacuüm met 100 mL 100 mM HCl en 2 - 3 keer herhalen.
   Opmerking: Precool de oplossing van de wash tot 4 ° C.
3. Resuspendeer de agarose kralen in 1 mL koude 100 mM HCl en overdracht aan een tube van 50 mL conische centrifuge. Wassen van de filter van gesinterd glas met 3 mL 100 mM HCl en overbrengen van de vloeistof naar de dezelfde buis.
4. Spin bij 400 × g gedurende 5 min bij 4 ° C en verwijder de bovendrijvende vloeistof met een pipet.
   Opmerking: Geen decanteren in de buis.
5. Resuspendeer de kralen in 50 mL koppeling buffer (tabel 1); Meng kort en draai vervolgens aan bij 400 × g gedurende 5 min bij 4 ° C.
6. Los 50 mg gelyofiliseerd Homo sapiens IgG (Hs-IgG) in 10 mL buffer koppeling, meng de agarose-parels voorzichtig en incubeer in roteerapparaat 's nachts bij 4 ° C.
7. Spin bij 400 × g gedurende 5 min bij 4 ° C en verwijder de bovendrijvende vloeistof met een pipet.
8. Wassen van de IgG-agarose kralen met 50 mL koppeling buffer en spin bij 400 × g gedurende 5 min bij 4 ° C.
9. Resuspendeer de IgG-agarose kralen met 50 mL blokkeerbuffer (tabel 1) en spin bij 400 × g gedurende 5 min bij 4 ° C. Eenmaal herhaald.
10. Resuspendeer IgG-agarose kralen in 50 mL blokkeerbuffer, draai het mengsel voor 2 h bij RT en spin bij 400 × g gedurende 5 min bij 4 ° C.
11. Verwijder het supernatant en resuspendeer de IgG-agarose kralen in 200 mL NaCl koppeling buffer (tabel 1).
12. Wassen als u wilt blokkeren alle resterende cross-linking CNBr groepen, de IgG-agarose kralen met 100 mL 0,1 M glycine-HCl, pH 2,8. Spin bij 400 × g gedurende 5 min bij 4 ° C en verwijder de bovendrijvende substantie. Wassen met 0,2 M glycine-HCl, pH 2,8, spin op 400 × g gedurende 5 minuten bij 4 ° C en verwijder de bovendrijvende substantie. Tot slot wassen de IgG-agarose kralen met 200 mL ultrazuiver water.
13. Wassen van de IgG-agarose kralen met 200 mL ultrazuiver water en vervolgens 200 mL PBS buffer (tabel 1).
14. Resuspendeer de IgG-agarose kralen in 20 mL PBS buffer met 0,01% NaN₃ (natriumazide) en bewaren bij 4 ° C.

3. isolatie en solubilisatie van de membraan-breuk

1. Het malen van 10 g van drie weken oud A. thaliana zaailingen in vloeibare stikstof met behulp van een koude mortier en een stamper met zand.
2. Voeg 20 mL koude slijpen buffer (tabel 1) tot en met 10 g weefsel van de grond en meng goed op ijs ontdooien.
3. Filtreer het homogenaat door twee lagen van snelle filtratie materiaal in een tube van 50mL conische centrifuge. Geniet van de snelle filtratie materiaal met het slijpen van de buffer voor filtratie.
4. Centrifugeer het filtraat gedurende 10 min bij 1500 × g bij 4 ° C en breng het supernatant een gekoeld 50 mL conische centrifugebuis, herhaal hetzelfde nog een keer stap en het verzamelen van de bovendrijvende substantie. Een 200 µL monster van de "totale breuk" te behouden en op te slaan bij-80 ° C voor een latere anayse
5. Breng het supernatant koud 38.50 mL ultracentrifuge buizen en bovenaan maximaal 35 mL met koude slijpen buffer. Centrifugeer gedurende 1 uur bij 100.000 × g bij 4 ° C in een ultracentrifuge.
6. Het supernatant overbrengen in een tube van 50 mL conische centrifuge. Behouden 200 µL eenmonstervan de "oplosbare fractie" en de winkel bij-80 ° C voor een latere anayse.
7. Resuspendeer de groene pellet een glas teflon homogenizer, met slijpen buffer. Centrifugeer gedurende 1 uur bij 100.000 × g bij 4 ° C in een ultracentrifuge en verwijder het supernatant.
8. Resuspendeer de pellet van groen in 18,75 mL 1 x Buffer met behulp van een glas teflon homogenizer slijpen en voeg 9.375 mL 1 x slijpen buffer.
9. Voeg 9.375 mL 4 x solubilisation-oplossing (tabel 1) (met het wasmiddel TX-100) te geven 37,5 mL en incubeer gedurende 30 minuten op een "roterende shaker" bij 4 ° C.
10. Centrifugeer gedurende 1 uur bij 100.000 × g bij 4 ° C in een ultracentrifuge. Het supernatant overbrengen in een tube van 50 mL conische centrifuge. Het behouden van een steekproef van 200 µL van de bovendrijvende substantie (toekomst "load fractie") en de winkel bij-80 ° C voor een latere anayse.
11. Resuspendeer de pellet in 37,5 mL buffer slijpen. Behouden van het monster van onoplosbare deel en winkel bij-80 ° C

4. Immunoprecipitation

1. Equilibreer 100 µL van verpakte IgG-agarose hars in Buffer A (tabel 1) en spin bij 100 × g gedurende 5 min bij 4 ° C.
2. Verwijder het supernatant en resuspendeer de IgG-agarose hars in 100 µL van Buffer A bij 4 ° C.
3. Breng de gewassen IgG-agarose-hars aan de 37,5 mL ontbindend membranen en na een nacht bebroeden op een roterende shaker in een 50 mL conische centrifugebuis bij 4 ° C.
4. Sediment de IgG-agarose hars bij 100 × g gedurende 5 min bij 4 ° C en verwijder de bovendrijvende vloeistof met een pipet. Behouden van 200 µL eenmonstervan de "stroom door" en opslaan bij-80 ° C voor een latere anayse.
5. Wassen van de IgG-agarose hars in 37,5 mL Buffer A en incubeer gedurende 10 min op een roterende shaker.
6. Sediment de IgG-agarose hars bij 100 × g gedurende 5 min bij 4 ° C, verwijder de bovendrijvende vloeistof met een pipet, voeg 5 mL Buffer A slijpen naar een centrifuge tube van 15 mL en centrifuge op 100 × g, 4 ° C, 5 min. behouden 200 µL eenmonstervan de "Wash 1" en opslaan bij-80 ° C voor een latere anayse.
7. Herhaal de 5 mL wassen van stap drie keer met Buffer A.
8. Uitvoeren van de laatste twee stappen van het wassen zonder de remmers (NaF, Protease Inhibitor van de omwenteling en PMSF)
   Opmerking:-Remmers zijn niet langer nodig is in dit stadium en weggelaten om kosten te verminderen. Het behouden van een steekproef van 200 µL van de laatste wassen stap "definitieve wash (W6)" en de winkel bij-80 ° C voor een latere anayse.
9. De IgG-agarose hars overbrengen in een 500 µL spin kolom met een 35 µm filter en wassen van de kralen tweemaal met 300 µL van TEV elutie buffer (tabel 1) (niet dat AcTEV bevat) voor de evenwichtsinstelling. Sluit de spin-kolom.
10. Voeg 300 µL van TEV elutie buffer met 50 eenheden (10 µL) van AcTEV. De mix in een buis voor te bereiden voordat u toevoegt aan de hars.
11. Incubeer de spin-kolom met kralen in een thermomixer bij 16 ° C, 350 rpm voor 2 h. omkeren de kolom zachtjes meerdere malen om 30 min.
12. Open de spin-kolom, plaatst u deze in een nieuwe schone 1,5 mL-buis en de spin bij 100 × g gedurende 5 min bij 4 ° C voor het verzamelen van het eluaat.
13. Droog (bijvoorbeeld) 10% (v/v) van het eluted monster (~ 25 µL) in een centrifugale verdamper en gebruiken voor massaspectrometrie of andere nadere analyse.
14. Aliquot de resterende eluaat (~ 275 µL) verdeeld elf 1,5 mL centrifuge buizen (25 µL elk), drogen in een centrifugale verdamper en opslaan bij-80 ° C.
15. Analyseer de monsters bewaard gedurende de procedure, alsmede de eluaten standaard SDS-pagina gevolgd door immunoblotting. Voor de bereiding van de monsters, overhaaste 50 µg voor totale (T), wassen Load (L), stromen door (FT), 1 (W1) en 200 µL van Wash 6 (W6) door de chloroform/methanol extractie¹⁶.
16. Voeg 10 µL van 2 x SDS-pagina laden buffer (tabel 1) aan de geprecipiteerde samples en 25 µL van gedroogde monster geëlueerd. Vortex en kook gedurende 10 minuten bij 95 ° C in een blok van de warmte.
17. Analyseren van de totale (T), Load (L), stromen door (FT), Wash 1 (W1), 6 (W6) en elutie (E) wassen door immunoblotting met anti-TOC159 antilichamen om te bepalen van de doeltreffendheid van de procedure van de isolatie.

Resultaten

We beschreven hier een protocol voor de zuivering van een kraan-gelabeld chloroplast envelop eiwit complex van transgene A. thaliana planten. Zoals blijkt uit Figuur 1A, planten uiting geven aan de 35S:NTAP-TOC159 constructie werden gebruikt voor het isoleren van dit complex, terwijl planten uiting geven aan de 35S:NTAP-constructie werden gebruikt als een besturingselement. Figuur 1 B toont gedetailleerde stappen voor de zuivering van de TAP-TOC159 eiwitcomplexen gevolgd door Spectrometrie van de massa de inventarisatie van interacterende eiwitten. De analyse van de immunoblot (Figuur 2, rechterkant) bevestigt dat geïsoleerde TAP-TOC159 met TOC75 en TOC33 van de TOC-complex omgaat. De chloroplast buitenmembraan kinase KOC1 bekend bij phosphorylate TOC159 ook mede geïsoleerd met het TAP-TOC159-complex (Figuur 2B, rechterkant). De aanwezigheid van TIC110 blijkt dat de geïsoleerde TAP-TOC159-complex ook de onderdelen van het complex van de TIC bevat. Het antilichaam van de FBN1A aan de orde gesteld tegen een plastoglobule eiwit niet verwant aan eiwitten importeren herkent het TAP-TOC159 complex met vermelding van de afwezigheid van verontreinigingen niet. In de negatieve controle, immunoprecipitated NTAP eiwit deed niet mede isoleren met om het even welk van de TOC-TIC eiwitten (Figuur 2, links) en bevestigt de specificiteit van de zuivering van de TAP-TOC159.

Figuur 1 . Regeling van de constructies en affiniteit zuivering procedure. (A). de 35S:NTAP-constructie, codering van NTAP-TOC159 stabiel was TOC159 uitgedrukt in Arabidopsis thaliana. Negatieve controle planten uitgedrukt codering van de TAP-tag alleen constructie voor de 35S:NTAP. (B). het protocol van de reiniging van het verstandig affiniteit van stap bestaat uit membraan isolatie en solubilisatie, IgG agarose immuno-zuivering, wast, TEV protease decollete en elutie. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figuur 2 . Tandem affiniteit zuivering van het eiwit TOC159. N-terminaal TOC159 TAP-gelabeld werd gezuiverd van NTAP-TOC15:ppi2 Arabidopsis planten en TAP eiwit gezuiverd van TAP: WT planten werd gebruikt als een negatieve controle. Eiwithoudende extracten (T), ontbindend membraaneiwitten Total = belasting breuk (L), stromen door (FT), eerste en laatste spoel breuken (W1 en W6) en 10% van het eluaat TEV werden geanalyseerd door het westelijke bevlekken. Het membraan met de antistoffen tegen TOC159 was gesondeerd (AT4G02510), TOC75 (AT3G46740), TOC33 (AT1G02280), KOC1 (AT4G32250), TIC110 (AT1G06950), en FBN1A (AT4G04020). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Tabel van buffers
Koppeling Buffer	NaHCO3 Aanpassen aan pH 8,5 pH met 0,1 M Na2CO3 regelen	100 mM
Blokkeerbuffer	Tris-HCl Aangepast aan de pH 8 met HCl.	100 mM
PBS Buffer	NB2HPO4 KH2PO4 NaCl KCl Aangepast aan de pH 7,3 met HCl.	4.3 mM 1.4 mM 137 2.7
NaCl koppeling Buffer	Koppeling buffer NaCl	1 M
2 x slijpen Buffer	Tris-HCl, pH 7.5 met HCl. NaCl NaF PMSF Plant protease inhibitor cocktail	100 mM 200 mM 5 mM 1 mM 0,20%
4 x oplossen oplossing	Glycerol Triton-X100	40% 3%
Buffer A	2 x slijpen Buffer 1 x slijpen Buffer 4 x oplossen oplossing	100 ml 50 ml 25 ml 25%
TEV elutie Buffer	Tris-HCl, pH 8 met HCl EDTA, pH 8 met HCl NaCl Glycerol Triton-X100 DTT	50 mM 0.5 mM 100 mM 10% 0,75% 1 mM
2 x SDS-pagina laden van de Buffer	Tris-HCl pH 6.8 met HCl SDS Glycerol Bromophenol blauw DTT	0,1 M 4% 20% 0,20% 0,2 M

Tabel 1. De recepten van de buffer.

Discussie

We laten zien dat een enkele stap TAP label zuivering een specifieke en efficiënte methode voor de zuivering van het Arabidopsis TOC-TIC complex is. Hoewel de TAP-tag zou twee opeenvolgende zuivering stappen (IgG-gevolgd door Calmoduline affiniteit zuivering na de TEV protease-decolleté), wij zijn van mening dat in veel gevallen de eerste affiniteit stap gevolgd door TEV protease decollete voldoende zal zijn. Ons doel, TOC159, is lage overvloedig en de opneming van de tweede stap van de Calmoduline-affiniteit overdreven verminderd de opbrengst van eiwit, dat de belangrijkste reden was voor het uitsluiten van onze huidige protocol. De TEV-elutie op zich is een zeer specifieke en zachte zuivering stap die alleen het TAP-gelabeld doel samen met bijbehorende interactie partners loslaat zal terwijl er besmetting van de eiwitten vasthouden niet-specifiek aan de IgG-hars blijft. Dus, in combinatie met de IgG-affiniteit stap, de TEV elutie resulteert in een voldoende efficiënte reiniging voor onze en waarschijnlijk vele anderen doeleinden.

Worden moet gezorgd dat de kraan-gelabeld constructie volledig functioneel in vivo is. TAP-tagging kon potentieel schadelijke effecten hebben op eiwit activiteit, stabiliteit of lokalisatie. TOC159 bestaat uit drie domeinen, het N-terminaal zure domein, de centrale GTP-bindend domein en C-terminal membraan domein, dat TOC159 wordt verankerd in de buitenste chloroplast membraan². Om te voorkomen dat mogelijke storing met membraan inbrengen, gesmolten we de TAP-tag aan de N-terminus van TOC159. Fusie aan de N-terminus is eerder de uitzondering dan de regel. Veel eiwitten bevatten N-terminale gericht op informatie en moeten daarom door tagged op de C-terminus. Ons verzekerd dat TOC159 is functionele in vivo door complementeren van de mutant ppi2 (een albino mutant ontbreekt TOC159) met TAP-TOC159. De redding van het groen, wild type fenotype aangegeven dat TAP-TOC159 functionele¹⁵was.

De zuivering-protocol is gebruikt voor het identificeren van nieuwe partners van de interactie van TOC159, die KOC1 en TIC56^10,11opgenomen. In totaal werden er ongeveer 30 eiwitten geassocieerd met het complex suggereren dat nieuwe interactie partners zal worden geïsoleerd en in de nabije toekomst gekenmerkt. Terwijl we raden sterk aan de TAP-tag voor complexe zuivering, wil wij nog op wijzen dat extra versies aan de hier gepresenteerde bestaan en zeer nuttig zijn voor sommige toepassingen kunnen.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
NaHCO3	PanReac  AppliChem	A0384
Tris	Biosolve	0020092391BS
Na2HPO4	Sigma	S7909
KH2PO4	PanReac  AppliChem	A2946
NaCl	PanReac  AppliChem	A2942
NaF	Sigma	S1509	Toxisch
PMSF	PanReac  AppliChem	A0999	Toxisch
Plant protease inhibitor cocktail	Sigma	P9599
Glycerol	PanReac  AppliChem	A0970
Triton X100	Roche	10789704001
Glycine	PanReac  AppliChem	A1067
EDTA	Carl Roth	8043
Dithiothreitol (DTT)	PanReac  AppliChem	A1101
SDS	PanReac  AppliChem	A0675
Bromophenol blue	Sigma	B0126
HCl	VWR	20252-290	Corrosief
Sucrose	PanReac  AppliChem	A3935
Murashige and Skoog medium with vitamins	Duchefa Biochemie	M0222
Phytoagar	Duchefa Biochemie	P1003
Petri plate	Greiner Bio-one	639102
1.5 mL microfuge tubes	Sarstedt	72.706
Ethanol	Fisher chemical	E/0600DF/15
Filter paper	Whatman	10311804
Surgical tape	3M	1530-1
CNBr-Activated agarose beads (sepharose 4B)	GE Healthcare	17-0430-01
Sintered glass filter	DURAN	2515703
Centrifuge tube 50 mL	TPP	91050
Purified immunoglobulin G (HsIgG)	MP Biomedicals	855908
Rotating shaker	IKA	4016000
NaN3 (natriumazide)	Sigma	71290	Toxisch
Quick filtration material (Miracloth)	Merk-Millipore	475855
Ultracentrifube XNP-80	Beckman Coulter	A99839
Rotor SW 32 Ti	Beckman Coulter	369650
Ultracentrifuge tubes	Beckman Coulter	326823
Glass teflon homogenizer (Potter)	Wheaton	357426
Spin column (Mobicol)	Mo Bi Tec	M1003
Filter 35µm for spin column (Mobicol)	Mo Bi Tec	M513515
AcTEV	Invitrogen	12575-015
Centrifugal evaporator (Speed Vac)	Eppendorf	5305000100
FBN1A(PGL35) antibody	AgriSera	AS06 116	RRID:AB_2247012
Sand, Fontainebleau	VWR	27460.295