Method Article

Een Micro-CT-gebaseerde methode voor het karakteriseren van laesies en vinden van elektroden in kleine dierlijke hersenen

DOI:

10.3791/58585

⸱

November 8th, 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular and Cellular Biology, Harvard University, 2Center for Brain Science, Harvard University, 3Department of Organismic and Evolutionary Biology, Harvard University, 4Institute of Science and Technology Austria

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel beschrijft een eenvoudige methode ter voorbereiding van kleine dierlijke hersenen van micro-CT beeldvorming, in welke letsels kunnen worden gekwantificeerd en elektroden gelegen met hoge precisie in de context van de hele hersenen.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Laesie en elektrode locatie verificatie zijn traditioneel gedaan via histopathologisch onderzoek van gebeitst hersenen segmenten, een tijdrovende procedure waarvoor handmatige schatting. Hier beschrijven we een eenvoudige methode voor de kwantificering van de laesies en lokaliseren van elektroden in de hersenen die is minder moeizaam en meer gedetailleerde resultaten oplevert. Hele hersenen zijn gekleurd met osmium tetroxide, ingebed in hars en beeld met een micro-CT-scanner. De scans resulteren in 3D digitale delen van de hersenen met resoluties en virtuele sectie diktes afhankelijk van de grootte van de steekproef (12-15 en 5-6 µm per voxel voor rat en Zebravink hersenen, respectievelijk). Dagbouw of diepe letsels kunnen gekarakteriseerd worden, en enkele schutterijofficieren, tetrode arrays, elektrolytische laesies en silicium sondes kunnen ook worden gelokaliseerd. Vrije en propriëtaire software kan onderzoekers te onderzoeken het monstervolume van een vliegtuig en segment het volume handmatig of automatisch. Omdat deze methode hele hersenvolume genereert, kunnen laesies en elektroden worden gekwantificeerd om een veel hogere mate dan in de huidige methoden, die zal helpen bij het standaardiseren van vergelijkingen binnen en tussen studies.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neurowetenschappers hebben vertrouwd op laesies voor een lange tijd om te begrijpen van de relatie tussen functie en locatie in de hersenen. Bijvoorbeeld, waren ons begrip van de hippocampus als onmisbaar voor leren en geheugen en van de prefrontale cortex als sleutel voor impuls controle beide producten van serendipitous laesies in mensen1,2. Het gebruik van diermodellen, echter neurowetenschappers om de kracht van letsels door verder te gaan dan serendipity heeft toegestaan, en de functie van talloze hersengebieden heeft zijn toegelicht door middel van systematische studies van de structuur-functie relaties door middel van laesies3,4.

Correct toewijzen functie naar een structuur, echter laesie studies precieze kwantificering procedures, die is een gebied dat heeft ontbroken. De huidige gouden standaard voor het kwantificeren van de laesies is sectie, mount en afbeelding hersenen met een lichte Microscoop. De verbeelde segmenten worden vervolgens vergeleken de dichtstbijzijnde secties op een atlas en de geschatte coördinaten van de laesies over onderwerpen worden niet indirect gerapporteerd, vaak door het gebruik van de camera lucida afbeeldingen of voorbeeld histologische segmenten3,4 ,5,6,7,8,9,10.

Deze technieken zijn buiten de onnauwkeurigheid van de huidige laesie kwantificering procedures, tijdrovend en gevoelig voor storing. Kleine veranderingen in de hersenen stijfheid, blade scherpte en temperatuur kan leiden tot mislukte, kromgetrokken of gescheurde secties. Secties kunnen ook ongelijk vlek en worden onjuist beeld vanwege de bubbels in het medium van de montage. Nog belangrijker is, is de driedimensionale context van de laesie in de locatie in de hersenen op afdelen, verloren, waardoor nauwkeurige 3D-reconstructie van de laesie in de hersenen uitdagend.

Een andere gemeenschappelijke toepassing voor laesies is geweest om de locatie van de single en meerdere opnamen van de elektrode in de hersenen. Aan het einde van de laatste opname-sessie, onderzoekers veroorzaken kleine elektrolytische laesies op het puntje van de elektrode en histologisch zoals gedaan in een conventionele lesion experiment11de hersenen verwerken. Deze techniek lijden onder de dezelfde nadelen hierboven beschreven, met bijkomende problemen is dat de elektrolytische laesies zijn meestal groter dan de elektroden gebruikt om ze te maken, maar meestal klein genoeg zijn dat ze zijn uitdagend vinden histologisch. Wanneer meerdere elektroden worden ingevoegd, zoals in het geval van een matrix van tetrode, is keuring door middel van elektrolytisch laesies zelfs moeilijker. Een alternatief voor elektrolytische laesies is het gebruik van een kleurstof op de elektrode later controleren histologisch12, maar deze techniek lijdt de dezelfde nadelen die met conventionele histologie komen.

Hier beschrijven we diepgaande een recent beschreven methode13 gebaseerd op kleuring technieken in elektronenmicroscopie (EM) en X-ray berekend tomografie (micro-CT) kwantificeert laesies en lokaliseert elektroden in kleine dierlijke hersenen beter dan huidige methoden. Micro-CT is een beeldvormende techniek waarin x-stralen zijn schot op een monster dat is 360° gedraaid, terwijl een scintillator de x-stralen niet afgebogen door het monster verzamelt. Het resultaat is een hoge resolutie digitale 3D reconstructie van het monster die kan worden gevisualiseerd in elke oriëntatie en gekwantificeerd juist. Veel onderwijsinstellingen hebben micro-CT-scanners, die ook commercieel beschikbaar zijn.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle zorg en experimentele manipulatie van dieren werden herzien en goedgekeurd door het Harvard institutionele dier zorg en gebruik Comité. De perfusie hier beschreven is specifiek voor ratten, maar de procedure is van toepassing op alle dieren met kleinere of vergelijkbaar formaat hersenen.

1. perfusie

  1. Bereiden 1 x-fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS). Voor een rat (leeftijd: 0,5-1,5 jaar oud, gewicht: 250 en 600 g), 800 – 1000 mL zou voldoende moeten zijn. Hiermee kunt u dat 400 mL perfuse het dier en een extra 400 mL, Verdun de fixeerspray.
  2. De bestaande uit 2% (g/v) paraformaldehyde (PFA) en 2,5% (m/v) Glutaaraldehyde (GA) in 1 x PBS fixeerspray voor te bereiden. Voor een rat is 400 mL voldoende. 50 mL in een conische tube van 50 mL voor fixatie van de post van de hersenen na perfusie opslaan.
  3. Anesthetize de rat met 4-5% Isofluraan gas (bij 0.8 L/min O2 in 1,0 bar bij 21 ° C) gedurende 15 minuten.
  4. Injecteren van een dodelijke dosis natrium pentobarbital intraperitoneally (180 mg/kg).
  5. Test voor reflex verlies in het dier door het uitvoeren van een teen-snuifje reflex examen. Wachten om te beginnen de perfusie totdat het dier heeft verloren haar reflex reactie.
  6. Volg de eerder beschreven intracardial perfusie en hersenen extractie protocol14 met de volgende oplossingen: perfuse van het dier met 400 mL 1 x PBS op 125 mm Hg te verwijderen van het bloed. Zodra alle bloed is verwijderd en vervangen door 1 x PBS, beginnen met 400 mL van een oplossing van 2% zoogdierlevercellen PFA en 2,5% GA opgelost in 1 x PBS op 125 mm Hg.
    Opmerking: Als de procedure wordt uitgevoerd in een dier dat is niet een rat, de enige belangrijke onderdelen van de perfusie-procedure zijn het gebruik van 1 x PBS en 2% PFA, 2,5% GA in 1 x PBS. De volumes van de oplossing en perfusie druk kunnen worden aangepast volgens de soort.

2. na fixatie

  1. Plaats de uitgepakte hersenen in 2% PFA, 2,5% GA in 1 x PBS oplossing (dezelfde gebruikt om het dier eerder perfuse). Zorg ervoor dat het volume van de oplossing ten minste 10 x het volume van de hersenen. Voor ratten, plaatst u de hersenen in een conische buis van 50 mL met 50 mL van de oplossing. Opslaan van het monster in na fixatie voor 2-3 dagen, schudden licht bij 4 ° C.
    Opmerking: Als het monster zich in een kegelvormig tube van 50 mL, horizontaal plaatsen op een roteerschudapparaat zorgt voor de beste resultaten.
  2. Nadat het monster is na bevestigd voor lang genoeg, was het monster in tweemaal gedestilleerd water (ddH2van O), de geïoniseerd water (diH2van O) of ultrazuiver water (Zie Tabel van materialen) vier keer voor de volgende duur: 1, 1, 1 en 15 min.
    Opmerking: Voor dit protocol, ddH2O, diH2O of ultrazuiver water moet uitwisselbaar. Om redenen van eenvoud zal ddH2O worden gebruikt om te verwijzen naar het gezuiverde water voortaan.

3. kleuring

Let op: Voor deze stap, voeren alle oplossing preparaten onder een motorkap tijdens het gebruik van handschoenen.

  1. Minstens 10 x het hersenvolume van de kleurstofoplossing voor te bereiden. Voor de rat hersenen, 50 mL 2% (g/v) osmium tetroxide (OsO4) in ddH2O bereiden door het combineren van 25 mL van 4% OsO4 stockoplossing en 25 mL ddH2O.
    Let op: Osmium tetroxide is vluchtig en tijdelijke blindheid en ademhalingsproblemen kan veroorzaken als niet correct afgehandeld. Gooi alle materialen die contact maken met de osmium-tetroxide in een container van de juiste chemische gevaren in een secundaire container.
  2. Plaats van de hersenen in een nieuwe conische tube van 50 mL en voeg de OsO4 oplossing. De hersenen moet beginnen te verkleuren en worden bruin als OsO4 met lipiden in het weefsel reageert.
  3. Sluit de tube en verzegel het grondig met parafin film (Zie Tabel van materialen) om ervoor te zorgen dat het niet tijdens de incubatie lekken doet.
    Opmerking: De osmium is vluchtig en mild zal reageren met de kunststof van de buis, dus goed afdichten van de buis erg belangrijk is. De buis kan worden verpakt met aluminiumfolie voor extra bescherming.
  4. Bewaar de verzegelde buis bij 4 ° C, licht schudden op een roteerschudapparaat 50 rpm voor 2 weken. Plaats de buis horizontaal om ervoor te zorgen het beste mengen. Zorg ervoor dat het monster volledig is ondergedompeld in de oplossing, terwijl het schudden.
    Opmerking: Als de osmium mag niet voortdurend circuleren, het kan niet volledig doordringen het monster, dus horizontale plaatsing op het schudapparaat zeer belangrijk is.

4. insluiten

  1. Nadat het monster heeft geweest ge¨ uncubeerd OsO,4 2 weken, wassen met ddH2O 5 keer bij kamertemperatuur (RT) voor de volgende duur: 1, 1, 1, 15 en 60 min voor het verwijderen van alle de niet-afhankelijke OsO4 in de steekproef.
    Opmerking: De meerdere uitwisselingen, inclusief de laatste 60 min uitwisseling, zijn nodig om alle de osmium toestaan in de bloedsomloop te verspreiden uit.
  2. Wassen van het monster met ddH2O gedurende 30 minuten bij 4 ° C.
    Opmerking: Osmium kan blijven verspreiden uit de steekproef, maar de hoeveelheid sterk moet worden verminderd in de vorige stap.
  3. Uitdrogen van het monster met ethanol te infiltreren het uiteindelijk met hars. Als u wilt uitdrogen, vervangen door de ddH2O 10-20 mL van de volgende verdunningen van het ethanol (voor 30 min elke bij 4 ° C): 20% (v/v) ethanol en 80% (v/v) ddH2O; 50% (v/v) ethanol en 50% (v/v) ddH2O; ethanol 70% (v/v) en 30% (v/v) ddH2O; ethanol 90% (v/v) en 10% (v/v) ddH2O; 100% ethanol.
  4. Maak de aceton/hars verdunningen als volgt.
    1. Voorbereiden op 100 mL van de hars inbedding (Zie Tabel van materialen) volgens instructies van de fabrikant.
    2. Om de 33% (v/v) hars - 67% aceton oplossing, 15 mL hars giet in een conische tube van 50 mL en voeg toe 30 mL 100% glas-gedistilleerd aceton.
    3. Om de 50% (v/v) hars - 50% aceton, 22.5 mL hars giet in een conische tube van 50 mL en voeg 22.5 mL 100% glas-gedistilleerd aceton.
    4. Om de 67% (v/v) hars - 33% aceton oplossing, giet 30 mL van de hars in een conische tube van 50 mL en 15 mL 100% glas-gedistilleerd aceton toevoegen.
    5. Gebruik van hars de resterende 32,5 mL als de eerste oplossing van 100% hars hieronder.
  5. Beginnen met het proces van hars infiltratie door het bewegen van het monster door 10-20 mL van de volgende verdunningen van aceton en aceton/hars: 100% aceton gedurende 30 minuten bij 4 ° C; 100% aceton gedurende 30 minuten bij 4 ° C; en 100% aceton gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur (RT).
    Opmerking: De rest van de infiltratie-proces zal plaatsvinden op RT.
  6. Dompel het monster in 33% (v/v) hars 67% aceton voor 3U op RT, dan 50% (v/v) hars - 50% aceton voor 3U op RT, 67% (v/v) hars 33% aceton gedurende 3 uur bij RT en 100% hars voor 12u op RT.
  7. Maak een batch van de verse 50 mL hars, volg de instructies op de fles. Het monster overbrengen in de container waarin het zal worden uitgehard (bv., de wegwerp mallen beschreven in Tabel van materialen). Infusie van het monster met verse 100% hars voor 4 uur op RT.
    Opmerking: Verse hars niet wordt gebruikt, de hars gemaakt van de vorige dag zal beginnen te harden voortijdig als het monster zal moeilijk zijn om te manipuleren.
  8. Degas het monster in een vacuüm oven gedurende 15 minuten staan bij 45 ° C.
    Opmerking: Deze stap zal helpen verwijderen van alle gevangen luchtbellen in de steekproef, maar het is van niet-essentiële en zal geen invloed op de kwaliteit van de gegevens.
  9. Tot slot, het genezen van het monster in de oven gedurende 48 uur bij 60 ° C.

5. micro-CT

  1. Zodra het monster is gedroogd, afschilferen van de beschikbare schimmel en scannen met de micro-CT-machine.
    Opmerking: Afhankelijk van de machine gebruikt, de instellingen zullen afwijken. Voor het scannermodel dat is gebruikt door de auteurs vermeld in de Tabel van de materialen, de aanbevolen instellingen zijn 130 kV, 135 µA met een filter van 0.1 mm koper en een bron van molybdeen, een 1 seconde blootstelling en een gemiddelde van 4 beelden per projectie. Echter, onderzoekers moeten kalibreren de scanner afzonderlijk, zoals vele factoren zullen van invloed zijn op optimale instellingen tijdens een bepaalde sessie.
  2. Zodra het aftasten wordt voltooid, reconstrueren het monster met de aanbevolen parameters voor de de experimentator scanner/software combinatie op een computer met software van de scanner.
  3. Ten slotte, visualiseren en analyseren van het gereconstrueerde digitale volume met behulp van de experimentator software van keuze (Zie Tabel van materialen voor voorbeelden).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Traditioneel, hersenen zijn gesegmenteerd en gekleurd om te kwantificeren laesies en zoek elektroden, maar deze methode is foutgevoelig, arbeidsintensief, en meestal vereist een schatting van de resultaten. Door de gehele hersenen voorbereiden micro-CT beeldvorming, de kans op beschadiging van de monsters is sterk verminderd, kenmerken van belang in de context van de gehele hersenen kunnen worden geanalyseerd en de methode leent zich voor parallelle verwerking van vele monsters, aanzienli...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De volgende kritische stappen bij het protocol zijn: ten eerste, het gebruik van een combinatie van PFA en GA naar de perfuse van het dier en vervolgens na het monteren van de hersenen was primordiaal voor het bereiken van overeenstemming volledige osmium penetratie van het weefsel. Hoewel wij dit niet expliciet testen, is een plausibele verklaring dat PFA fixatie omkeerbare15, overwegende dat GA fixatie niet omkeerbaar16,17 is. Omdat een ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs bedanken Greg Lin en Arthur McClelland voor hun expertise met de micro-CT machine, David Richmond Hunter Elliott ter naar de spiegelbeeld en Data analyse Core (IDAC) aan de Harvard Medical School voor hun advies voor beeldverwerking en William Liberti in Boston Universiteit genadig voorzien van een Zebravink hersenen. Dit werk werd uitgevoerd onder in het midden voor nanoschaal systemen (CNS), een lid van de nationale nanotechnologie gecoördineerde infrastructuur netwerk (NNCI), die wordt ondersteund door de National Science Foundation onder NSF award nr. 1541959. CNS is een onderdeel van de Harvard-universiteit. Dit werk werd gesteund door de Richard en Susan Smith Family Foundation en IARPA (contract #D16PC00002). S.B.E.W. werd gesteund door beurzen van het Human Frontier Science Program (HFSP; LT000514/2014) en de organisatie van de European Molecular Biology (EMBO; ALTF1561-2013). G.G. werd gesteund door de National Science Foundation (NSF) Graduate Research Fellowship Program (GRFP).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Paraformaldehyde (PFA)Electron Microscopy Sciences (EMS)157102% (w/v/) in 1X PBS
Glutaraldehyde (GA)EMS162202.5% (w/v) GA in 1x PBS
OsO4EMS19190Werk in afzuigkap
EthanolDecon LabsKoptec140, 190, 200 proof
AcetonEMS10015Glas-gedistilleerd
Durcupan ACM harsSigma-Aldrich44610A, B, C en D componenten, hars voor inbedding
Instelbare mallenTed Pella27114Aanbevolen
milliQ water (ultrapuur water)Millipore SigmaQGARD00R1 (of gerelateerde zuiveringssysteem)Aanbevolen
Parafilm (paraffinefolie)Millipore SigmaP7793Aanbevolen paraffinefolie
Micro-CT scannerNikon Metrology Ltd., Tring, UKX-Tek HMS ST 225Gebruikt door auteurs
Software voor het visualiseren en analyseren van micro-CT scans:
Volume GraphicsVG Studio MaxGebruikt door auteurs
FEI / Thermo ScientificAvizoGebruikt door auteurs
FEI / Thermo ScientificAmiraVergelijkbaar met Avizo
Mark Sutton & Russell GarwoodSpiersGratis, http://spiers-software.org/
Pixmeo SarlOsirix LiteGratis, https://www.osirix-viewer.com/
Open SourceFIJIGratis, https://fiji.sc/
AdobePhotoshopGoed voor het analyseren van één slice tegelijk

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Scoville, W., Milner, B. Loss of recent memory after bilateral hippocampal lesions. Journal of Neuropsychiatry and Clinical Neuroscience. 12, 103-113 (2000).
  2. Damasio, H., Grabowski, T., Frank, R., Galaburda, A. M., Damasio, A. R. The return of Phineas Gage: clues about the brain from the skull of a famous patient. Science. 264 (5162), 1102-1105 (1994).
  3. Kawai, R., et al. Motor cortex is required for learning but not for executing a motor skill. Neuron. 86, 800-812 (2015).
  4. Otchy, T., et al. Acute off-target effects of neural circuit manipulations. Nature. 528, 358-363 (2015).
  5. Wright, N., Vann, S., Aggleton, J., Nelson, A. A critical role for the anterior thalamus in directing attention to task-relevant stimuli. Journal of Neuroscience. 35, 5480-5488 (2015).
  6. Kapgal, V., Prem, N., Hegde, P., Laxmi, T., Kutty, B. Long term exposure to combination paradigm of environmental enrichment, physical exercise and diet reverses the spatial memory deficits and restores hippocampal neurogenesis in ventral subicular lesioned rats. Neurobiology of Learning and Memory. 130, 61-70 (2016).
  7. Hosseini, N., Alaei, H., Reisi, P., Radahmadi, M. The effects of NBM- lesion on synaptic plasticity in rats. Brain Research. 1655, 122-127 (2017).
  8. Palagina, G., Meyer, J., Smirnakis, S. Complex visual motion representation in mouse area V1. Journal of Neuroscience. 37, 164-183 (2017).
  9. Ranjbar, H., Radahmadi, M., Reisi, P., Alaei, H. Effects of electrical lesion of basolateral amygdala nucleus on rat anxiety-like behavior under acute, sub-chronic, and chronic stresses. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. , (2017).
  10. Wood, R., et al. The honeycomb maze provides a novel test to study hippocampal-dependent spatial navigation. Nature. , (2018).
  11. Vermaercke, B., et al. Functional specialization in rat occipital and temporal visual cortex. Journal of Neurophysiology. 112, 1963-1983 (2014).
  12. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551, 232-236 (2017).
  13. Masís, J., et al. micro-CT-based method for quantitative brain lesion characterization and electrode localization. Scientific Reports. 8, 5184(2018).
  14. Gage, G., Kipke, D. R., Shain, W. Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents. Journal of Visualized Experiments. 65, 3564(2012).
  15. Helander, K. Kinetic studies of formaldehyde binding in tissue. Biotechnic & Histochemistry. , (1994).
  16. Paljärvi, L., Garcia, J., Kalimo, H. The efficiency of aldehyde fixation for electron microscopy: stabilization of rat brain tissue to withstand osmotic stress. Histochemical Journal. , (1979).
  17. Okuda, K., Urabe, I., Yamada, Y., Okada, H. Reaction of glutaraldehyde with amino and thiol compounds. Journal of Fermentation and Bioengineering. 71, (1991).
  18. Bahr, G. Osmium tetroxide and ruthenium tetroxide and their reactions with biologically important substances: electron stains III. Experimental Cell Research. , (1954).
  19. Khan, A. A., Riemersma, J. C., Booij, H. L. The reactions of osmium tetroxide with lipids and other compounds. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 9, 560-563 (1961).
  20. Riemersma, J. Osmium tetroxide fixation of lipids for electron microscopy a possible reaction mechanism. Biochimica et Biophysica Acta. 152, (1968).
  21. Mikula, S., Binding, J., Denk, W. Staining and embedding the whole mouse brain for electron microscopy. Nature Methods. 9, 1198-1201 (2012).
  22. Mikula, S., Denk, W. High-resolution whole-brain staining for electron microscopic circuit reconstruction. Nature Methods. 12, 541-546 (2015).
  23. Crespigny, A., et al. 3D micro-CT imaging of the postmortem brain. Journal of Neuroscience Methods. 171, 207-213 (2008).
  24. Anderson, R., Maga, A. A novel procedure for rapid imaging of adult mouse brains with MicroCT using Iodine-Based contrast. PLoS One. 10, 0142974(2015).
  25. Zhou, Z., et al. Cerebral cavernous malformations arise from endothelial gain of MEKK3-KLF2/4 signalling. Nature. 532, 122-126 (2016).
  26. Choi, J., et al. Micro-CT imaging reveals mekk3 heterozygosity prevents cerebral cavernous malformations in Ccm2-Deficient mice. PloS One. 11, 0160833(2016).
  27. Choi, J., Yang, X., Foley, M., Wang, X., Zheng, X. Induction and Micro-CT imaging of cerebral cavernous malformations in mouse model. Journal of Visualized Experiments. , (2017).
  28. Benveniste, H., Kim, K., Zhang, L., Johnson, G. Magnetic resonance microscopy of the C57BL mouse brain. Neuroimage. 11, 601-611 (2000).
  29. Weninger, W. J., et al. High-resolution episcopic microscopy: a rapid technique for high detailed 3D analysis of gene activity in the context of tissue architecture and morphology. Anat Embryol. 211, 213-221 (2006).
  30. Schneider, J. E., et al. high-throughput magnetic paragraph sign resonance imaging of mouse embryonic paragraph sign anatomy using a fast gradient-echo sequence. MAGMA. 16, 43-51 (2003).
  31. Sharpe, J. Optical projection tomography. Annual Review of Biomedical Engineering. 6, 209-228 (2004).
  32. Cox, D. D., Papanastassiou, A., Oreper, D., Andken, B., James, D. High-Resolution Three-Dimensional microelectrode brain mapping using stereo microfocal x-ray imaging. Journal of Neurophysiology. 100, 2966-2976 (2008).
  33. Borg, J. S., et al. Localization of metal electrodes in the intact rat brain using registration of 3D microcomputed tomography images to a magnetic resonance histology atlas. eNeuro. 2, (2015).
  34. Fu, T. -M., et al. Stable long-term chronic brain mapping at the single-neuron level. Nature Methods. 13, 875-882 (2016).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Micro CT ImagingLesion CharacterizationElectrode LocalizationOsmium Tetroxide StainingBrain Tissue Preparation3D Volume AnalysisVirtual SectioningSmall Animal BrainsResin EmbeddingTissue Dehydration

Related Articles