Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Intramucosal enten van plaveiselcelcarcinoom cellen in muizen voor Tumor immuun profileren en evaluatie van de reactie van de behandeling

11.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/59195

⸱

22 april 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Radiation Oncology, University of Colorado Denver - Anschutz Medical Campus, 2Department of Anesthesiology, University of Colorado Denver - Anschutz Medical Campus, 3Division of Radiology, University of Colorado Denver - Anschutz Medical Campus

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een reproduceerbare methode voor het ontwikkelen van een model orthotopic lymfkliertest van hoofd en nek plaveiselcelcarcinoom. Tumoren tonen klinisch relevante histopathologische kenmerken van de ziekte, met inbegrip van necrose, arme differentiatie, knooppunten metastasen en immuun infiltratie. Tumor-dragende muizen ontwikkelen klinisch relevante symptomen zoals dysfagie, verplaatsing van de kaak en gewichtsverlies.

Samenvatting

Hoofd en nek plaveiselcelcarcinoom (HNSCC) is een slopende en dodelijke ziekte met een hoge prevalentie van herhaling en falen van de behandeling. Als u wilt betere therapeutische strategieën te ontwikkelen, begrip tumor microenvironmental factoren die bijdragen aan de weerstand van de behandeling is belangrijk. Een belangrijke belemmering voor begrip van de mechanismen van de ziekte en verbetering van de therapie is een gebrek aan lymfkliertest cellijnen die lijken op de agressieve en metastatische aard van menselijke HNSCCs. Bovendien, een meerderheid van lymfkliertest modellen dienst subcutane implantaties van tumoren die geen belangrijke fysiologische functies van het hoofd en de nek regio, met inbegrip van hoge vasculaire dichtheid, uitgebreide lymfatische therapieën en resident mucosal flora. Het doel van deze studie is om te ontwikkelen en karakteriseren van een orthotopic model van HNSCC. We gebruiken twee genetisch verschillende lymfkliertest cellijnen en gevestigde tumoren in de buccale mucosa van muizen. Wij optimaliseren collagenase gebaseerde tumor spijsvertering methoden voor de optimale terugwinning van afzonderlijke cellen uit gevestigde tumoren. De hier gepresenteerde gegevens laten zien dat muizen ontwikkelen hoogst gevacuoliseerd tumoren die naar regionale lymfeklieren metastaseren. Eencellige multiparametric massa cytometry analyse toont de aanwezigheid van diverse immuun populaties met myeloïde cellen die de meerderheid van alle immuuncellen. Het model voorgesteld in deze studie kent toepassingen in Kankerbiologie Tumorimmunologie en preklinische ontwikkeling van roman therapeutics. De gelijkenis van het orthotopic-model aan klinische kenmerken van ziekten bij de mens zorgt een hulpmiddel voor verbeterde vertaling en verbeterde patiëntenoutcomes.

Inleiding

HNSCC is de vijfde meest voorkomende maligniteit wereldwijd, met meer dan 600.000 patiënten gediagnosticeerd jaarlijks1. Ondanks agressieve behandeling met chemotherapie en radiotherapie (RT), blijft de totale (OS) overlevingskansen voor HNSCC patiënten zonder infectie van het humaan papillomavirus (HPV) minder dan 50% na 5 jaar2. Dit wordt grotendeels toegeschreven aan een zeer complexe tumor communicatie als tumoren afkomstig van verschillende verschillende anatomische sites in het hoofd en de nek gebied zijn kunnen, waaronder de buccale mucosa, de tong, de verdieping van de mond, de neusholte, de mondholte, de keelholte, orofarynx en hypopharynx. Bovendien, het hoofd en de nek regio is zeer gevacuoliseerd en bevat bijna de helft van alle lymfeklieren in het lichaam3. Een meerderheid van de studies die onderzoeken van hoofd en nek tumor biologie is afhankelijk van tumor modellen in de flank gebied. Dergelijke modellen kunnen bieden inzicht in tumor-intrinsieke mechanismen, maar het gebrek aan de inheemse hoofd en nek communicatie kan beduidend beïnvloeden het translationeel potentieel van deze bevindingen. Een methode die is gebruikt voor het opwekken van mondelinge tumoren is door blootstelling aan de kankerverwekkende stof 9,10-dimethyl-1,2-benzanthracene (DMBA)4. Deze methode is echter gekoppeld aan een langdurig proces, induceert tumoren in ratten en hamsters, maar niet in muizen, en de resulterende tumoren niet beschikken over veel van de histologische kenmerken van gedifferentieerde SCCs5,6. De invoering van de carcinogen4-nitroquinoline 1-oxide (4-NQO), een in water oplosbare quinolone derivaat, resulteerde in mondelinge tumoren van de muis wanneer toegepast mondeling maar ook te lijden hebben onder lange belichtingstijden (16 weken) en een beperkte nemen tarief binnen en tussen partijen van muizen7,8,9. Verscheidene groepen gebruikt om het ontwikkelen van klinisch relevante modellen, genetisch gemanipuleerde modellen waarbij de manipulatie van stuurprogramma oncogenen of tumor suppressor genen, inclusief TP53, TGFB, KRAS, HRAS en SMAD410. Deze modellen bieden inzicht in tumoren met bekende stuurprogramma genen maar doen niet recapituleren de complexe heterogeniteit van menselijke HNSCCs.

In dit werk tonen we de haalbaarheid van het uitvoeren van een intramucosal inenting van plaveiselcelcarcinoom cellen in muizen. Geënte cellen uitgroeien tot agressieve tumoren binnen 1 week na de injectie. Vergelijkbaar met menselijke HNSCCs, de tumoren metastaseren naar de regionale lymfeklieren. We karakteriseren histologische en klinische kenmerken van de ziekte en de tumor immuun communicatie inzicht verschaffen. Wij stellen voor dat dit model van de orthotopic van HNSCC toepassingen in Kankerbiologie, tumorimmunologie en preklinische studies kent. Mechanismen van immuun belastingontduiking, tumor progressie, behandeling weerstand en metastasen vertegenwoordigen inzake klinische betekenis die kunnen worden aangepakt met behulp van het voorgestelde model.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierlijke procedures werden uitgevoerd overeenkomstig een goedgekeurde institutionele dierlijke zorg en gebruik Comité (IACUC) protocol van de Universiteit van Colorado Denver (protocol # 00250).

1. tumor celkweek

Opmerking: B4B8 en LY2-cellijnen werden gebruikt voor het genereren van orthotopic HNSCC tumoren: B4B8 tumorcellen waren afgeleid van mucosal keratinocyten carcinogeen-getransformeerd (van BALB/C muizen)11. LY2 tumorcellen waren afgeleid van lymfeknoop metastasen van een spontaan getransformeerde BALB/C Keratinocyt lijn (Pam 212)12,13. Beide cellijnen werden beschikbaar gesteld door Dr Nadarajah Vigneswaran (UTHealth, Houston, TX, Verenigde Staten).

  1. Dulbecco van gemodificeerde Eagle's medium (DMEM) F/12 aangevuld met 10% foetale runderserum (FBS) en 1% antimicrobiële reagens voor het onderhoud van de lijn cel gebruiken Deze cellijnen in een steriele incubator bij 37 ° C en 5% CO2handhaven. Cellen moeten worden gebruikt voor inoculatie voor meer dan 15 passages.
  2. Plaat 2 x 10,6 tot en met 4 x 106 cellen in 175 cm2 cel cultuur kolven.
    Opmerking: Controleer de cellen minder dan 90% heuvels te vermijden inducerende een stress-respons.
  3. Wanneer de cellen zijn 70% heuvels (~ 48 h), verwijder de kolf uit de incubator en wassen van de cellen 3 x met koude-fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS).
  4. Loskoppelen van de cellen van de kolf met behulp van 0,25% trypsine, genoeg ter dekking van het oppervlak van de plaat.
    1. Om dit te doen, afzien 4 mL trypsine in een maatkolf van 175 cm2 met 70% confluente cellen. Incubeer de cellen met trypsine gedurende 3-4 min. in de cel cultuur incubator bij 37 ° C en 5% CO2.
    2. Visualiseer de cellen onder een microscoop om mobiele-detachement.
    3. Voeg 12 mL DMEM F/12 media met FBS te neutraliseren trypsine activiteit.
  5. De celsuspensie gecombineerd en leg deze in een conische tube van 50 mL.
  6. Schudden van de buis met de cellen die door het omkeren van het 3 x-4 x.
  7. Optioneel, een aliquoot 10 µL celsuspensie meng met 10 µL van Trypan blauw in een microcentrifuge buis en met behulp van een hemocytometer cellen tellen. Levensvatbaarheid van cellen bepalen door het aantal Trypan-blauw-positieve cellen van het totale aantal cellen af te trekken en gedeeld door het totale aantal cellen.
  8. Centrifugeer de celsuspensie bij 300 x g gedurende 5 min bij 4 ° C.
  9. Resuspendeer de cellen in serumvrij en antibiotica-vrij DMEM op een passende omvang zodat 1 x 106 cellen in 50 µL van media aanwezig zijn.
    Opmerking: Op basis van de in vivo cel lijn agressiviteit (empirisch bepaald), 1 x 106 cellen per injectieplaats per muis werd geacht voor B4B8 en LY2 cellen.
  10. Plaats de ampul met de celsuspensie op ijs.
  11. Plaats de vooraf ontdooide kelder membraan matrix op ijs.
    Opmerking: De kelder membraan matrix was's nachts ontdooid bij 4 ° C.

2. cel injectie in muizen

  1. Voorbereiden van een 1:1-mengsel van cellen: basement membraan matrix (van elk 50 µL).
  2. Voeg de cellen eerst; daarna Pipetteer geleidelijk de kelder membraan-matrix. Vermijd invoering van luchtbellen. Zorgen ervoor dat het mengsel is onmiddellijk vóór de dierlijke injectie. Cellen toevoegen aan kelder membraan matrix voor een langere periode van tijd kan resulteren in cel zich vestigen in het mengsel van de matrix, waardoor het mengsel moeilijk is te schudden rigoureus. Hierdoor wordt een aanzienlijke variabiliteit in de grootte van de tumor tussen muizen.
  3. Meng voorzichtig. Zorgen dat alle maatregelen met betrekking tot de matrix worden uitgevoerd op het ijs. Kelder membraan matrix zal polymeriseren bij kamertemperatuur.
  4. Spuiten voorbereiden door inoculatie.
  5. 0,5 mL insuline spuiten (23 G) laden met 100 µL van de cel/kelder membraan matrix oplossing.
  6. Houd de spuiten op ijs te vermijden kelder membraan matrix polymerisatie.
  7. Anesthetize muizen door ze te plaatsen in een kamer met Isofluraan en zuurstof (2,5%).
  8. Zorgen dat de muizen zijn diep verdoofd alvorens de injectie uit te voeren (door te zorgen voor een gebrek aan respons naar een snuifje teen).
  9. Steek de naald in de linker- of buccale regio. Dit gebeurt via de beschikbare open ruimte aan weerszijden van de mond.
  10. Ervoor zorgen dat de tong van de muis niet op de manier.
    Opmerking: Het is gemakkelijk om te porren van de tong, die in tong tumoren resulteren zal. De tong naar de overkant verplaatsen indien nodig.
  11. Houd de injectiespuit parallel aan de buccale regio terwijl hij in de mondholte.
  12. Als u klaar bent om te injecteren, terugtrekken van de spuit en voeg langzaam de spuit in een hoek van 10°.
  13. Injecteren van 100 µL van de cel/kelder membraan matrix schorsing gedurende een periode van 5 s.
  14. De spuit op zijn plaats voor een extra 5 houden s om al het materiaal wordt geïnjecteerd.
    Opmerking: Voor controle nontumor-bevattende muizen, injecteren een mengsel van serum-vrije media en matrix (zoals hierboven beschreven) zonder de tumorcellen.
  15. De spuit zachtjes trekken.
  16. De bovenstaande procedure met de resterende muizen voortzetten.
  17. Voorzien van 1 week tot tumoren beginnen te verschijnen grove (50 – 200 mm3 voor B4B8 en LY2 cellen).

3. de controle muis

  1. De eerste meting met behulp van remklauwen op 1 week na de injectie van de cel tumor uit te voeren. Oog op de berekening van het volume van de tumor met behulp van externe remklauwen, bepalen de grootste longitudinale diameter (lengte) en de grootste dwarse diameter (breedte) en gebruik de gemodificeerde ellipsvormige formule14,15.
    figure-protocol-1
  2. Blijven metingen uit te voeren regelmatig remklauw voor tumor volume (1 x-2 x per week op gezette tijden).
  3. Dierlijke gewicht te beoordelen van de gevolgen van de tumorgroei op het vervoederen aan te meten.

4. het oogsten van tumoren

  1. Wanneer de experimentele eindpunt wordt bereikt, euthanaseren de dieren met behulp van passende maatregelen (bijvoorbeeld CO2 verstikking, onthoofding of cervicale dislocatie).
    Opmerking: In deze studie was het eindpunt bereikt als de muizen werd stervende (met een gewichtsverlies van > 15% van hun begingewicht, een gebrek aan verzorging, cachexia) en/of als de grootte van de tumor 1.000 mm3bereikt.
  2. Begin ontrafeling van het dier door het creëren van een lange incisie door de middellijn in de nek regio.
    1. Botte pincet gebruiken om te grijpen van de huid en scherpe schaar te snijden van de huid.
  3. Invoegen van schaar voorzichtig onder de huid over de tumor en maak luchtzakken door duwen de schaar over en in de huid.
  4. Zodra de huid voldoende losgemaakt van de tumor is, identificeren de zuig lymfklieren (DLNs) en de accijnzen hen om te voorkomen dat de tumor weefsel verward door de aanwezigheid van lymfklieren.
    Opmerking: Grote tumoren kunnen bereiken en/of dekking van de DLN. Afhankelijk van de soort test wordt uitgevoerd, is het isolement van intact lymfklieren essentieel om te vermijden morsen van immune cellen in de tumor, die resulteren zal in het scheeftrekken van de resultaten van de test.
  5. Snijden door de grenzen van de tumor totdat het gehele volume is losgekoppeld.

5. de verwerking voor Downstream toepassingen tumor

  1. Voor de downstream histologische onderzoek, tumoren in 10% formaline bij kamertemperatuur te plaatsen. Om te voorkomen dat overfixation, door de formaline te vervangen door 70% ethanol. Voor stroom cytometry analyse, door de tumoren te verwerken zoals hieronder beschreven.
    Opmerking: Het weefsel kan worden gehouden in formaline gedurende 72 uur voordat de overfixation kan worden problematisch voor bepaalde soorten vlekken.
  2. Snijd de tumor in 1 – 2 mm-gerangschikte stukken met behulp van een steriele scheermesje of scherpe schaar.
  3. Leg de gesneden tumor stukjes in een conische buis van 50 mL met collagenase III (4.250 eenheden per monster), DNase ik (0.1 mg per monster) en trypsine remmer (1 mg per monster).
  4. Incubeer bij 37 ° C gedurende 30 minuten met schudden elke 10 min.
    Opmerking: De monsters kunnen worden geplaatst in een hersluitbare zak, gesteriliseerd met 90% ethanol, en geplaatst in een cel cultuur incubator.
  5. Na 30 min, Voeg 20 mL Henks evenwichtig zoutoplossing (HBSS) en spin bij 300 x g gedurende 5 min.
    Opmerking: HBSS bestaat uit kaliumchloride, natriumchloride, natriumbicarbonaat, sodium fosfaat dibasische, natriumfosfaat monobasisch en glucose.
  6. Verwijder het supernatant en resuspendeer de pellet in 2 – 3 mL lysis-buffermengsel van rode bloedcellen (RBC). Pipetteer rigoureus.
    Opmerking: RBC lysis-buffermengsel bestaat uit ammoniumchloride, natriumbicarbonaat en dinatrium.
  7. Incubeer gedurende 2 minuten bij kamertemperatuur.
    Opmerking: Langere incubatietijd kunnen giftig voor andere cel populaties.
  8. Voeg 20 mL HBSS te neutraliseren van het effect van lysis buffer.
  9. Centrifugeer bij 300 x g gedurende 5 minuten en verwijder het supernatant.
  10. Resuspendeer de pellet in 10 mL HBSS.
  11. Laat de oplossing door een 70 µm nylon afdekking en centrifugeer bij 300 x g gedurende 5 min. Verwijder het supernatant.
  12. Herhaal stap 5.8 – 5.10 en doorgeven van de celsuspensie via een afdekking nylon 40 µm om ervoor te zorgen dat elke extra vuil wordt verwijderd uit de suspensie.

6. cel kleuring en Data-acquisitie

  1. Resuspendeer de cel pellet in 1 mL HBSS.
  2. De cellen met behulp van een hemocytometer of een geautomatiseerde cel teller, tellen, zoals beschreven in stap 1.7
  3. Bepaal het totale celaantal en juiste concentratie voor kleuring.
    Opmerking:     de ideale cel concentratie voor stroom cytometry kleuring is 1-2 miljoen cellen. Bijvoorbeeld, als de kleuring wordt uitgevoerd in een 96-wells-plaat en er zijn 10 miljoen cellen, resuspendeer de steekproef in 1 mL en plaat 100 µL voor 1 miljoen cellen per putje.
  4. Voeg Fc blok (CD16/CD32) met een concentratie van 1:100 om te voorkomen dat nonantigen-specifieke binding van immunoglobulinen aan de FcγIII en FcγII-receptoren. Incubeer gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur.
    1. Centrifugeren en resuspendeer de pellet cel in 100 µL van stroom cytometry cel kleuring buffer (bestaat uit zoutoplossing met 5% FBS, EDTA van 2% en 1% HEPES).
  5. Uitvoeren celoppervlak kleuring volgens leverancier geleverde instructies (het toevoegen van elke antilichaam bij de juiste verdunning). Incubeer gedurende 60 minuten bij kamertemperatuur.
    1. Centrifugeren en resuspendeer de pellet cel in 100 µL van HBSS. Herhaal 2 x om zich te ontdoen van overtollige antilichaam.
  6. Voorbeelden van op een passende stroom cytometer uitvoeren.
    1. Als het analyseren van intracellulaire markeringen (bijvoorbeeld foxp3), voert u cel permeabilization en kleuring volgens de instructies van de leverancier.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De in vitro beoordeling van LY2 en B4B8 celproliferatie bleek dat beide cellijnen soortgelijke verdubbeling keer hebben (21 h en 23 h, respectievelijk). In vivo beide cellijnen gevormd binnen 1 week na inoculatie (figuur 1A) de massa van een enkele, zichtbaar en voelbaar. In muizen die LY2 tumoren, was de kaak verdreven door 3 weken als gevolg van de tumor last (figuur 1A). Controle muizen die geen tumorcellen heb niet de ontwikk...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Strenge analyse en karakterisering van de tumor communicatie vertegenwoordigen een belangrijke strategie voor het begrijpen van mechanismen van ontwikkeling van de tumor, progressie en metastasen en voor de ontwikkeling van effectieve therapieën. Hoofd en nek kanker is een complexe ziekte die afkomstig van meerdere anatomische sites binnen het hoofd en de nek regio zijn kan. Een belangrijke belemmering voor begrip van de mechanismen van de ziekte en verbetering van de therapie is een gebrek aan lymfkliertest muis cellijn...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Collagenase IIIWorthington Biochemical Corp.LS004183
DNase IWorthington Biochemical Corp.LS006328
Fc Block (CD16/32)BD Biosciences553141 Clone 2.4G2 
Flow Cytometry Staining BuffereBioscience00-4222-26
HBSSThermoFisher Scientific14175079geen calcium, geen magnesium, geen pheno red
Helois massa cytometerFluidigmNA
Matrigel membraanmatrixCorning CB-40234B
MRI ScannerBrukerNA7.4 Tesla
RBC lysis bufferBioLegend420301
Trypsine-remmerWorthington Biochemical Corp.LS002830

Referenties

  1. Chaturvedi, A. K., et al. Worldwide trends in incidence rates for oral cavity and oropharyngeal cancers. Journal of Clinical Oncology. 31 (36), 4550-4559 (2013).
  2. Ang, K. K., Sturgis, E. M. Human papillomavirus as a marker of the natural history and response to therapy of head and neck squamous cell carcinoma. Seminars in Radiation Oncology. 22 (2), 128-142 (2012).
  3. Amin, M. B., et al. The Eighth Edition AJCC Cancer Staging Manual: Continuing to build a bridge from a population-based to a more "personalized" approach to cancer staging. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 67 (2), 93-99 (2017).
  4. Salley, J. J. Experimental carcinogenesis in the cheek pouch of the Syrian hamster. Journal of Dental Research. 33 (2), 253-262 (1954).
  5. Morris, A. L. Factors influencing experimental carcinogensis in the hamster cheek pouch. Journal of Dental Research. 40, 3-15 (1961).
  6. MacDonald, D. G. Comparison of epithelial dysplasia in hamster cheek pouch carcinogenesis and human oral mucosa. Journal of Oral Pathology & Medicine. 10 (3), 186-191 (1981).
  7. Hawkins, B. L., et al. 4NQO carcinogenesis: a mouse model of oral cavity squamous cell carcinoma. Head & Neck. 16 (5), 424-432 (1994).
  8. Tang, X. H., Knudsen, B., Bemis, D., Tickoo, S., Gudas, L. J. Oral cavity and esophageal carcinogenesis modeled in carcinogen-treated mice. Clinical Cancer Research. 10 (1 Pt 1), 301-313 (2004).
  9. Vered, M., Yarom, N., Dayan, D. 4NQO oral carcinogenesis: animal models, molecular markers and future expectations. Oral Oncology. 41 (4), 337-339 (2005).
  10. Bornstein, S., et al. Smad4 loss in mice causes spontaneous head and neck cancer with increased genomic instability and inflammation. Journal of Clinical Investigation. 119 (11), 3408-3419 (2009).
  11. Thomas, G. R., Chen, Z., Oechsli, M. N., Hendler, F. J., Van Waes, C. Decreased expression of CD80 is a marker for increased tumorigenicity in a new murine model of oral squamous-cell carcinoma. International Journal of Cancer. 82 (3), 377-384 (1999).
  12. Yuspa, S. H., Hawley-Nelson, P., Koehler, B., Stanley, J. R. A survey of transformation markers in differentiating epidermal cell lines in culture. Cancer Research. 40 (12), 4694-4703 (1980).
  13. Chen, Z., Smith, C. W., Kiel, D., Van Waes, C. Metastatic variants derived following in vivo tumor progression of an in vitro transformed squamous cell carcinoma line acquire a differential growth advantage requiring tumor-host interaction. Clinical & Experimental Metastasis. 15 (5), 527-537 (1997).
  14. Euhus, D. M., Hudd, C., LaRegina, M. C., Johnson, F. E. Tumor measurement in the nude mouse. Journal of Surgical Oncology. 31 (4), 229-234 (1986).
  15. Tomayko, M. M., Reynolds, C. P. Determination of subcutaneous tumor size in athymic (nude) mice. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 24 (3), 148-154 (1989).
  16. Yushkevich, P. A., et al. User-guided 3D active contour segmentation of anatomical structures: significantly improved efficiency and reliability. NeuroImage. 31 (3), 1116-1128 (2006).
  17. Dutta, S., et al. The relationship between tumour necrosis, tumour proliferation, local and systemic inflammation, microvessel density and survival in patients undergoing potentially curative resection of oesophageal adenocarcinoma. Britisch Journal of Cancer. 106 (4), 702-710 (2012).
  18. Li, H., et al. Genomic analysis of head and neck squamous cell carcinoma cell lines and human tumors: a rational approach to preclinical model selection. Molecular Cancer Research. 12 (4), 571-582 (2014).
  19. Walsh, N. C., et al. Humanized Mouse Models of Clinical Disease. Annual Review of Pathology. 12, 187-215 (2017).
  20. Oweida, A., et al. Ionizing radiation sensitizes tumors to PD-L1 immune checkpoint blockade in orthotopic murine head and neck squamous cell carcinoma. OncoImmunology. 6 (10), e1356153(2017).
  21. Ferris, R., et al. Further evaluations of nivolumab (nivo) versus investigator’s choice (IC) chemotherapy for recurrent or metastatic (R/M) squamous cell carcinoma of the head and neck (SCCHN): CheckMate 141. Journal of Clinical Oncology. 34, (2016).
  22. Ferris, R. L., et al. Nivolumab for Recurrent Squamous-Cell Carcinoma of the Head and Neck. The New England Journal of Medicine. 375 (19), 1856-1867 (2016).
  23. Harrington, K. J., et al. Nivolumab versus standard, single-agent therapy of investigator's choice in recurrent or metastatic squamous cell carcinoma of the head and neck (CheckMate 141): health-related quality-of-life results from a randomised, phase 3 trial. The Lancet Oncology. 18 (8), 1104-1115 (2017).
  24. Kiyota, N., et al. A randomized, open-label, Phase III clinical trial of nivolumab vs. therapy of investigator's choice in recurrent squamous cell carcinoma of the head and neck: A subanalysis of Asian patients versus the global population in checkmate 141. Oral Oncology. 73, 138-146 (2017).
  25. Ling, D. C., Bakkenist, C. J., Ferris, R. L., Clump, D. A. Role of Immunotherapy in Head and Neck Cancer. Seminars in Radiation Oncology. 28 (1), 12-16 (2018).
  26. Perri, F., et al. Radioresistance in head and neck squamous cell carcinoma: Biological bases and therapeutic implications. Head & Neck. 37 (5), 763-770 (2015).
  27. Yamamoto, V. N., Thylur, D. S., Bauschard, M., Schmale, I., Sinha, U. K. Overcoming radioresistance in head and neck squamous cell carcinoma. Oral Oncology. 63, 44-51 (2016).
  28. Bonner, J. A., et al. Radiotherapy plus cetuximab for locoregionally advanced head and neck cancer: 5-year survival data from a phase 3 randomised trial, and relation between cetuximab-induced rash and survival. The Lancet Oncology. 11 (1), 21-28 (2010).
  29. Bhatia, S., et al. Inhibition of EphB4-Ephrin-B2 Signaling Enhances Response to Cetuximab-Radiation Therapy in Head and Neck Cancers. Clinical Cancer Research. 24 (18), 4539-4550 (2018).
  30. Bhatia, S., et al. Enhancing radiosensitization in EphB4 receptor-expressing Head and Neck Squamous Cell Carcinomas. Scientific Reports. 6, 38792(2016).
  31. Tang, C., et al. Combining radiation and immunotherapy: a new systemic therapy for solid tumors? Cancer Immunology Research. 2 (9), 831-838 (2014).
  32. Oweida, A., et al. Resistance to radiotherapy and PD-L1 blockade is mediated by TIM-3 upregulation and regulatory T-cell infiltration. Clinical Cancer Research. , (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Plaveiselcelcarcinoom van hoofd-halsregioorthotoop tumormodelinjectie in het mondslijmvliescollagenase-tumordigestieisolatie van enkelvoudige cellenflowcytometrie-analysemagnetic resonance imaginghistologisch onderzoeklymfekliermetastase
Intramucosal enten van plaveiselcelcarcinoom cellen in muizen voor Tumor immuun profileren en evaluatie van de reactie van de behandeling
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.