In vivo zoogdieren modellen van kritische en middelgrote bot gebreken zijn essentieel voor de onderzoekers bestuderen van genezing mechanismen en orthopedische therapieën. Hier introduceren we een protocol voor de oprichting van femur, reproduceerbaar, Gesegmenteerde defecten in ratten gestabiliseerd met behulp van externe fixatie.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Een betrouwbare en reproduceerbare kritische middelgrote regiogebonden femorale Defect Model bij ratten gestabiliseerd met een aangepaste externe Fixator
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Orthopedisch onderzoek leunt op dierlijke modellen bestuderen van mechanismen van bot in vivo genezing, alsook het onderzoeken van de nieuwe behandelingstechnieken. Kritische en middelgrote Gesegmenteerde defecten zijn uitdagend voor de behandeling van klinisch en onderzoeksinspanningen kunnen profiteren van een betrouwbare, ambulante kleine diermodel van een segmentale femorale defect. In deze studie presenteren wij een geoptimaliseerde chirurgische protocol voor het consistente en reproduceerbare creëren van een kritische diaphyseal defect 5 mm in een rat dijbeen gestabiliseerd met een externe fixator. De diaphyseal ostectomy werd uitgevoerd met behulp van een aangepaste mal te plaatsen 4 Kirschner draden bicortically, die werden gestabiliseerd met een aangepast externe fixator apparaat. Een oscillerende zaag bot werd gebruikt voor het maken van het gebrek. Een collageen spons alleen of een collageen spons, gedrenkt in rhBMP-2 het gebrek werd ingeplant en de genezing van de bot meer dan 12 weken met behulp van röntgenfoto's werd gecontroleerd. Na 12 weken, ratten werden opgeofferd en histologische analyse werd uitgevoerd op het verwijderde besturingselement en dijbeen behandeld. Bot gebreken met alleen collageen spons resulteerde in non-adhesie, terwijl rhBMP-2 behandeling de vorming van een periosteal hardvochtig en nieuwe bot verbouwing leverde. Dieren goed herstelde na implantatie en externe fixatie succes in het stabiliseren van de femorale gebreken meer dan 12 weken. Deze gestroomlijnde chirurgische model kan gemakkelijk worden toegepast om te studeren bot genezing en testen van nieuwe orthopedische biomaterialen en regeneratieve therapieën in vivo.
Inleiding
Orthopedisch trauma chirurgie richt zich op de behandeling van een breed scala van complexe fracturen. Kritische diaphyseal regiogebonden bot gebreken hebben bewezen moeilijk te behandelen klinisch als gevolg van het verminderde regeneratieve vermogen van de omliggende spier en het periosteum evenals het falen van gelokaliseerde angiogenese1. Moderne behandelingstechnieken omvatten operatieve fixatie met bottransplantaat, vertraagd bottransplantaat (Masquelet), bone vervoer, fusie of amputatie2,3,4. Bij de meeste patiënten hebben ambulante functie behouden na hun trauma, met goed functionerende distale ledematen, is ledemaat restwaarde duidelijk een betere behandeling optie5. Deze berging behandelingen vereisen vaak geënsceneerde chirurgische ingrepen in de loop van een lange behandeling. Sommige auteurs hebben gesuggereerd dat externe fixatie is superieur ten opzichte van de oppervlakte van de inwendige fixatie voor deze toepassingen als gevolg van de verminderde weefselschade tijdens de implantatie, daalde geïmplanteerd, en verhoogde postoperatieve verstelbaarheid van het fixatiemiddel6. Een prospectieve gerandomiseerde gecontroleerde trial is echter momenteel aan de gang om te helpen verduidelijken deze controverse van interne versus externe fixatie in ernstige open fracturen van de tibia7. Helaas bestaan belangrijke complicatie en mislukking tarieven met beide behandeling geselecteerd,8,9. Met beide methoden van de behandeling, met betrekking tot de gesegmenteerde botverlies, moet de chirurg kampen met segmentale diaphyseal gebreken die significante uitdagingen presenteren. Correcties van gesegmenteerde defecten moeten maximaliseren bot stabilisatie en tegelijkertijd het verbeteren van het proces van de osteogenic10,11.
Als gevolg van het klinische belang, maar het lagere volume, kritische en middelgrote diaphyseal Gesegmenteerde defecten, is een effectief, reproduceerbaar diermodel noodzakelijk om onderzoeksteams verder behandelingstechnieken en uiteindelijk klinische resultaten te verbeteren. Onderzoekers moeten bestuderen in vivo fysiologische genezing mechanismen in een diermodel voor zoogdieren. Hoewel dergelijke modellen van externe fixatie al bestaan12,13,14,15, hopen we om een betrouwbaarder methode voor niet-vakbonden in de onbehandelde dieren, daling van de kosten door de keuze van betaalbare fixatiemiddel materialen en het overzicht van een eenvoudige chirurgische protocol voor de gemakkelijke toepassing op toekomstige studies. Het hoofddoel van dit protocol is om een betrouwbare en reproduceerbare model van een kritische diaphyseal defect bij ratten. De procedure werd door de beoordeling van de stabilisatie en het bot genezing in rat dijbeen meer dan 12 weken beoordeeld. De secundaire doelstellingen opgenomen: waardoor een betaalbare model als een rendabel mogelijk, vereenvoudiging van de chirurgische benadering en stabilisatie, en het waarborgen van ethische verzorging van de dieren. De auteurs en het onderzoeksteam verricht voorbereidende experimenten met een aantal verschillende biomaterialen en potentiële regeneratieve therapieën om genezing in dit segment defect.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
De ratten gebruikt in deze studie ontvangen dagelijkse verzorging overeenkomstig de AVMA richtsnoeren voor de euthanasie van dieren: 2013 editie16. Het institutionele Animal Care en gebruik Comité aan de Universiteit van Wisconsin-Madison geëvalueerd en dit experimentele protocol goedgekeurd voordat het project is begonnen.
1. dieren
- Gebruik de outbred mannelijke Sprague-Dawley ratten die weegt ongeveer 350 g.
2. voorbereiding van bot morfogenetische eiwit-2 (rhBMP-2) gedrenkte spons steigers
Opmerking: Steiger voorbereiding moet optreden vlak vóór implantatie in het dijbeen (zie stap 6.14).
- Volg de instructies van de fabrikant voor het gebruik van een gevestigde rhBMP-2 bone graft kit met een collageen spons, gelyofiliseerd rhBMP-2 en steriel water voor reconstitutie17. Handhaving van de steriliteit, reconstrueren de rhBMP-2 met de steriel water tot een concentratie van 1,5 mg/mL.
- Met behulp van steriele schaar en een steriele heerser, trim de rhBMP-2 doorweekte collageen spons te hervormen om te passen een 5 x 3 mm x 3 mm defect.
- Behulp van een spuit, de rhBMP-2 oplossing gelijkmatig verdelen over de collageen spons zodat het wordt geabsorbeerd.
3. voorbereiding van de aangepaste externe fixatie apparaat
Opmerking: Zie figuur 1A voor de meer volledige lijst van afmetingen.
- Aluminium blad voorraad (type 6061, 0.088" dikte) op twee gesneden stukken (1.4" x 6") met behulp van een decoupeerzaag of ander passend gereedschap.
- Mount een stuk in de freesmachine en vier "V" groeven (0,035" diep) met behulp van een 1/8" 90°-punt carbide boor molen, snijden in de lengte. Laat het andere stuk gratis van bezuinigingen.
- Knippen van afzonderlijke platen van 0.3" breedte van de twee stukken (figuur 1B). Meten en boor de schroefgaten voor 4-40 draad. Tik op de plaat met "V" groeven met de wol 4-40. De plaat zonder groeven voor een #4 schroef lichaam boor boor.
- Zand beide stukken ronde hoeken en het verminderen van gewicht (Figuur 1 c).
- Schroef stukken samen met 4-40, 18-8 RVS knop hoofd cap schroeven (0,25") zodat de groeven zijn flush tegen de vlakte plaat (Figuur 1 d)
4. verdoving procedure en analgesie
- Verdoving door het plaatsen van de rat in inductie kamer leveren van 4 L O2/min met 4% Isofluraan induceren.
Let op: Onderzoek personeel moeten voorkomen van inademing verdoving gas en onderhouden van goede kap en ventilatie in het laboratorium. - Verwijder de rat uit de zaal nadat de rat restarmen reflex verliest, hechten een neus kegel en plaats op de onderhoudsdosis van verdoving via de neus (O2 levering tarief tot 2-3 L/min en 0,8% Isofluraan).
- Plaats de rat op de verwarming pad of onder de opwarming van de aarde licht te voorkomen hypothermie.
- Bevestig de voldoende diepte van verdoving door knijpen de teen of de ooglidreflex reflex testen.
- Smering van toepassing op ogen om te voorkomen dat het drogen uit het hoornvlies.
- Leveren een subcutane injectie van uitgebreid-release buprenorfine (1 mg/kg) op de kofferbak/dorsum van de rat, ver van de chirurgische site, analgesie voorzien tot 3 dagen na de operatie.
5. aseptische voorbereiding en antibiotica preventatives
- Scheren gebied rond hindleg met behulp van de 13th rib, de voet, de dorsale middellijn en de ventral midline als marges.
- Scrub geschoren gebied met steriel gaas van 2 x 2 gedrenkt met 10% Povidon-jodium gevolgd door 70% EtOH (4 keer met elk, afwisselend).
- Een intramusculaire injectie van cefazolin (20 mg/kg) in de operatieve quadriceps beheren.
- Beheren enrofloxacin (0,25 mg/ml) in drinkwater voor 7 dagen postoperatief voor voortdurende antibiotische bescherming.
- Ratten op gemedicineerde diervoeders (bijvoorbeeld Uniprim) voor de duur van de studie ter voorkoming van pin landstreekbesmettingen plaatsen.
- Toepassing dubbele antibiotische zalf op de huid-pins interface eenmaal dagelijks voor 3 dagen postoperatief.
Opmerking: Voorkomen van eventuele externe fixatie pin of klem losmaken die kunnen bijdragen aan de ontwikkeling van een infectie.
6. de chirurgische procedure
Opmerking: Maken een gezamenlijke inspanning te handhaven een steriel veld en werkruimte en steriele techniek in het geheel van de zaak te volgen.
- Uitbreiden geschoren been via fenêtré, duidelijk kleverige draperen en dekking chirurgische Bank in steriele handdoeken om een steriele veld te maken.
- Palperen van het dijbeen en het gebruik van een mes #15 maken een anterolateral incisie via de huid die zich uitstrekt van de knieschijf tot de grotere trochanter op het proximale dijbeen.
- Zorgvuldig incise de laterale been fascia langs het intermuscular septum te scheiden de vastus lateralis spier van de quadriceps anteriorly van de hamstrings posteriorly totdat de laterale femur is blootgesteld. Behoud van de abductor gluteos pees plaatsing op de grotere trochanter.
- Een zorgvuldige, atraumatische ze weke dissectie uitvoeren en het bovenbeen op het halverwege diaphysis begint op de laterale oppervlak blootstellen. Om dit te doen, gebruik u een mes #15 te voorzichtig snijden de spier uit de buurt van het onderliggende bot doordat het mes parallel tegen de omtrek van het oppervlak van bot. Gebruik een periosteal lift om te heffen van de spier uit de buurt van het blootgestelde bot zoals het is ontleed en gaan rond de femorale schacht tot 7-10 mm van de centrale diaphysis is gewist van weke delen aan alle kanten om voor ostectomy te bereiden.
Opmerking: Voorkomen schade aan de mediale femorale neurovasculaire bundel. - Steek vier draden van 1,0 mm Kirschner (k): 2 proximale en distale in het loodrecht op de laterale femur, dijbeen 2 rechte lateraal naar mediaal geregisseerd. Zorgen ervoor dat alle pinnen aanspannen om beide cortices (bicortical) voor voldoende stabiliteit (figuur 2A).
- Begin met de distale-meeste pin eerst, net op het niveau van de laterale epicondylus. Plaats mal spoel aan de laterale distale femur en steek een 1.0 schroefdraad tip k-draad.
- Het handhaven van de positie van de mal op het bot, identificeren waar de meest proximale pin treedt het bot op basis van de gaten van de mal. Zodra de positie wordt bepaald, zorgvuldig incise parallel aan de vezels van de pees gluteos zoals nodig voor het maken van een kleine opening in het weefsel om de proximale pincode te passeren, dus het minimaliseren van iatrogene schade aan de pees. Boor een 1,0 mm niet-threaded k-draad in deze leemte opnieuw zorgen voor dat de pin zich bezighoudt met beide cortices (figuur 2B).
- Handhaven van de mal in contact met het bot en boor twee 1,0 mm schroefdraad k-draden, een aan beide zijden van de toekomstige defect-site. Zorgen ervoor pinnen aanspannen om beide cortices (figuur 2C).
- Plaats de externe fixator bar niveau 1 cm boven de huid en schroef strak, vergrendeling van de bar in plaats. De overtollige pin lengtes (figuur 2D) illustraties.
- Voorbereiden op het ostectomy (gebrek creatie) door het plaatsen van een kleine, gebogen oprolmechanisme rond de anterieure en posterieure dijbeen ter bescherming van de omliggende weke delen, spieren en neurovasculaire bundel. Met behulp van een ~ 5 mm Sagittaal oscillerende blade zag, heel voorzichtig maken een segmentale defect van 5 mm door de medio diaphysis. Het toepassen van een licht, zelfs druk met de zaag om te voorkomen dat geen onnodige fractuur (figuur 2E).
- Toepassing van kleine hoeveelheden van irrigatie (kamertemperatuur 0,9% steriele normale zout (NS)) zoals nodig tijdens het maken van defect Voorkom thermische necrose van het bot.
- Spoel de wond met behulp van 10 mL voor NS na het maken van het gebrek.
- Beheren van 0,1 mL van een 0,25% bupivacaine met epinefrine (1:200, 000) op de wond als een pijnstiller en een vasoconstrictor.
- Invoegen de steiger (5 x 3 x 3 mm) of rhBMP-2 en collageen spons gedrenkt spons (vanaf stap 2) in het defect. Elke steiger moet op passende wijze worden aangepast omspannen de lengte en de omvang van het defect, de spons in positie blijven helpen.
Opmerking: op dit punt, mRNA complexen kunnen worden voorbereid en geïnjecteerd zoals beschreven in stappen 7,1-7.3 hieronder als bioluminescentie imaging wilt uitvoeren. - Sluit het vliegtuig van de spier met behulp van de eenvoudige onderbroken patroon met 4-0 absorbeerbare hechtdraad. Sluit de laag van de huid met behulp van een lopende subcuticular patroon met 4-0 absorbeerbare hechtdraad en huid lijm om de leemten rond de uitstekende pinnen.
- De rat uit de neus, nog op het pad van de verwarming, verwijderen en controleren doorlopend afgespeeld, totdat de rat vermag consequent een rechtop houding. Op dit moment plaats in een schone kooi te herstellen.
7. bereiding van complexvorm mRNA en bioluminescentie beeldvorming
Opmerking: Transfectie met mRNA complexen moet worden uitgevoerd tijdens de operatie 1 dag vóór de luminescentie imaging. Steriele technieken gebruiken bij het verwerken van mRNA.
- Mix 10 µL van mRNA codering voor Gaussia luciferase (voorraad concentratie van 1 µg/µL) met 30 µL van de lipidic transfecting agent.
- Toestaan voor de mRNA-lipide-complexen te vormen door gedurende ten minste 5 minuten bij kamertemperatuur incuberen. De lipidic transfecting agent zal de mRNA moleculen, condenseren ze stabiliseren en verbetering van de efficiëntie van de transfectie.
Opmerking: Als de complexen niet direct gebruikt zijn, slaan ze in ijs voor een maximum van 1 uur. - Met behulp van een 20 µL pipet uitgerust met gefilterde tips, injecteren helft van het volume van mRNA complexen tot aan de uiteinden van het distale en proximale van het gebrek, respectievelijk.
- De volgende dag, 3 min vóór imaging, anesthetize de rat met behulp van de geïnhaleerde Isofluraan zoals eerder is beschreven in stap 4.1.
- Plaats de rat in een in vivo imaging kamer uitgerust met een neus kegel leveren van onderhoud Isofluraan (0,8% Isofluraan, O2 levering snelheid van 2-3 L/min).
- Injecteren coelenterazine geresuspendeerde in een zoutoplossing bij een dosis van 4 mg/kg lichaamsgewicht in de nabijheid van het defect.
- Verwerven bioluminescentie beelden met de in vivo imaging systeem (IVIS) volgens de fabrikant instructies18.
8. imaging Protocol
- Na het kalibreren van de gewone radiografische machine, een X-ray systeem19, anesthetize rat gebruik van geïnhaleerde Isofluraan als eerder beschreven (Zie stap 4.1) en de positie van de rat in een neus kegel met geïnhaleerde Isofluraan (0,8% Isofluraan, O2 de snelheid van de levering van 2-3 L/min) voor een radiografie van de dijbeen anteroposterior (AP).
- Terwijl de rat sternale lighouding wordt, verder de chirurgische stuk vooruit, op de heup buigen en gezamenlijke verstikken. Buig het verstikken gewricht tot ongeveer 90°. Tape de poot plantaire kant naar beneden, dicht tegen de muur van het lichaam. Positie het onderbeen naar voren uit het dijbeen te elimineren de mogelijkheid van de botten boven elkaar plaatsen. Om lichte ontvoering van de heup, plaatst u een doorschijnend spons (ongeveer 15 mm dik) in de lies-regio. Dan krijgen een anterior-posterior (Cranio-caudal) beeld van het dijbeen.
- Herhaal deze AP dijbeen radiografische weergave onmiddellijk na de operatie, 4 weken, en 12 weken. Gebruik tape en gaas te positioneren op de juiste manier van het dier extremiteit voor kwaliteit en consistente beeldbewerking.
- Verwijderen van de rat uit de neus en volgen voortdurend totdat de rat vermag consequent een rechtop houding. Dan, plaats terug in de kooi.
9. histologische Procedure
- Ratten in een kamer met geïnhaleerde CO2 volgens AVMA ethische normen16euthanaseren.
- Volgende euthanasie, scheren van het stuk, verwijder de huid van de operatieve extremiteit en disarticulate dijbeen op de heup. Verwijder voorzichtig alle weke delen van het operatieve dijbeen (met inbegrip van alle spieren, pezen en ligamenten). Laat alleen een dunne laag van spier rondom de defect-site om de helende regio te beschermen tegen onbedoelde schade tijdens dissectie.
- Plaats het dijbeen in 10% neutraal gebufferd formaline bij kamertemperatuur gedurende 3-4 dagen te voorzien van fixatie. Houd een formaline 15:1 uit weefsel volumeverhouding. Wijzig de oplossing zodra halverwege het proces fixatie.
- Decalcify het bovenbeen in een 15% ethyleendiamminetetra (EDTA) pH 6,5 zuuroplossing voor 3-4 weken. Verzamelen van seriële röntgenfoto's om te bepalen van botontkalking eindpunt.
- Bisect het dijbeen lengterichting met een verlaging van anterior to posterior in het mid-Sagittaal vlak. Indienen van weefsel voor standaard paraffine insluiten en haematoxyline en eosine (H & E) kleuring.
- H & E dia's naar een patholoog histologisch beoordeling verzenden.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Chirurgische ingrepen werden uitgevoerd in ongeveer een uur door een chirurg met behulp van een assistent. Na chirurgische optimalisatie, intra- en postoperatieve complicaties waren sterk geminimaliseerd en gebruik van het apparaat van de mal gegarandeerd consistent grootte (5 x 3 x 3 mm) en localisatie van femur gebreken. Ratten werden ambulante onmiddellijk daaropvolgende herstel van anesthesie en niet lijken te hebben eventuele gewijzigde gedragspatronen; hun gang was niet antalgic, en...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Kleine dierlijke modellen van orthopedische letsels zoals volledige botbreuken inschakelen onderzoek dat de mechanismen voor osteogenesis en beoordeling van de therapeutische mogelijkheden van biomaterialen20verkent. Deze studie introduceert een rat regiogebonden defect model gestabiliseerd door een aangepaste externe fixator die een lab en biomedische technologie team gemakkelijk voor verdere studies van dragende osteosynthetic bot reparatie reproduceren kan.
Eerdere s...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren geen concurrerende financiële belangen of voordelen. Er zijn geen voordelen die direct of indirect door de auteurs van dit artikel ontvangen.
Dankbetuigingen
Dit werk werd gesteund door een subsidie van NIH apparatuur 1S10OD023676-01 met extra ondersteuning geboden via de Universiteit van Wisconsin afdelingen van orthopedie en revalidatie en School van geneeskunde en de volksgezondheid. Wij wensen te erkennen van de UW Carbone Cancer Center ondersteunen Grant P30 CA014520 en het gebruik van hun kleine dier Imaging faciliteit, evenals de NIH opleiding Grant 5T35OD011078-08 voor ondersteuning van H. Martin. Wij danken ook Michael en Mary Sue Shannon voor hun steun aan het spier-en regeneratie-partnerschap.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 0.9% Sterile Saline | Baxter | 2F7124 | Gebruikt voor het irrigeren van wonden en rehydratie |
| 10% Iodine/Povidone | Carefusion | 1215016 | Gebruikt om de huid voor te bereiden |
| 10% Neutral Buffered Formalin | VWR | 89370094 | Gebruikt als fixatief |
| 1mm non-threaded kirschner wire | DePuy Synthes | VW1003.15 | Gesteriliseerd, gebruikt voor de meest proximale pin |
| 1mm threaded kirschner wire | DePuy Synthes | VW1005.15 | Gesteriliseerd, gebruikt voor de 3 meest distale pin slots |
| 2x2 gauze | Covidien | 4006130 | Gesteriliseerd, gebruikt om de huid voor te bereiden en bloed te absorberen |
| 4-0 Vicryl Suture | Ethicon | 4015304 | Gebruikt om spier- en huidlagen te sluiten |
| 4-40 x 0.25",18-8 stainless steel button head cap screws | Generic | Externe fixator assemblage | |
| 4200 Cordless Driver | Stryker | OR-S-4200 | Gebruikt om kirschnerdraden te boren |
| 4x4 gauze | Covidien | 1219158 | Gesteriliseerd, gebruikt om bloed te absorberen |
| 70 % Ethanol | Gebruikt om de huid voor te bereiden | ||
| Baytril | Bayer Healthcare LLC, Animal health division | 312.10010.3 | Toegevoegd aan water als antibioticum |
| Cefazolin | Hikma Pharmaceuticals | 8917156 | Pre-op antibioticum |
| CleanCap Gaussia Luciferase mRNA (5moU) | TriLink Biotechnologies | L-7205 | Gemodificeerd mRNA coderend voor Gaussia Luciferase, bewaar tijdens gebruik op ijs |
| Coelenterazine native | NanoLight Technology | 303 | Substraat voor Guassia Luciferase, gebruikt om luciferase activiteit in vivo te beoordelen |
| Double antibiotic ointment | Johnson & Johnson consumer Inc | 8975432 | Toegepast op pin sites post-op als wondverzorging |
| Dual Cut Microblade | Stryker | 5400-003-410 | Gebruikt om een 5mm defect in femur te creëren |
| Ethylenediamine Tetraacetic Acid (EDTA) | Fisher | BP120-500 | Gebruikt om bot te decalcificeren om voorbereiding voor histologie mogelijk te maken |
| Extended Release Buprenorphine | ZooPharm | Gebruikt als 3 dagen pijnverlichting | |
| Fenestrated drapes | 3M | 1204025 | Gebruikt om een steriele omgeving te creëren |
| Handpiece cord for TPS | Stryker | OR-S-5100-4N | Gebruikt om een 5mm defect in femur te creëren |
| Heating pad | K&H Pet Products | 121239 | Onderhoud van lichaamstemperatuur van ratten |
| Hexagonal head screwdriver | Wiha | 263/1/16 " X 50 | Externe fixator vastdraaien |
| Induction chamber | Generic | Anesthesie voor ratten | |
| Infuse collagen sponge with recombinant human Bone Morphogenic Protein-2 | Medtronic | 7510200 | Klinisch relevante behandeling gebruikt als positieve controle |
| Isoflurane | Clipper | 10250 | Anesthesie voor ratten |
| IVIS | Perkin Elmer | 124262 | Bioluminescentie beeldvormingsmodaliteit |
| Jig | Custom | Gebruikt om bicorticale pinnen te plaatsen | |
| Lipofectamine MessengerMAX | Fisher Scientific | LMRNA003 | mRNA complexeringsmiddel dat mRNA levering mogelijk maakt |
| Sensorcaine-MPF (Bupivicane (0.25%) and Epinephrine (1:200,000)) | APP Pharmaceuticals, LLC | NDC 63323-468-37 | Toegepast op chirurgische plaats voor pijnverlichting en vasoconstrictie |
| Sterile water | Hospira | 8904653 | Gebruikt als oplosmiddel voor cefazolin poeder |
| Titanium external fixator plates | Custom | Bereidt in huis met schroot titanium en freesmachine | |
| Total Performance System (TPS) Console | Stryker | OR-S-5100-1 | Gebruikt om een 5mm defect in femur te creëren |
| TPS MicroSaggital Saw | Stryker | OR-S-5100-34 | Gebruikt om een 5mm defect in femur te creëren |
| Ultrafocus Faxitron with DXA | Faxitron | Hoge resolutie radiografische beeldvormingsmodaliteit | |
| Uniprim rat diet | Envigo | TD.06596 | Geneeskrachtig rattenvoer |
| Universal Handswitch for TPS | Stryker | OR-S-5100-9 | Gebruikt om een 5mm defect in femur te creëren |
| Vetbond Tissue Adhesive | 3M | 1469 | Huid sluiting |
Referenties
- Filipowska, J., Tomaszewski, K. A., Niedźwiedzki, Ł, Walocha, J. A., Niedźwiedzki, T. The role of vasculature in bone development, regeneration and proper systemic functioning. Angiogenesis. 20 (3), 291-302 (2017).
- Charalambous, C. P., Akimau, P., Wilkes, R. A. Hybrid monolateral-ring fixator for bone transport in post-traumatic femoral segmental defect: A technical note. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 129 (2), 225-226 (2009).
- Xing, J., et al. Establishment of a bilateral femoral large segmental bone defect mouse model potentially applicable to basic research in bone tissue engineering. The Journal of Surgical Research. 192 (2), 454-463 (2014).
- Chadayammuri, V., Hake, M., Mauffrey, C. Innovative strategies for the management of long bone infection: A review of the Masquelet technique. Patient Safety in Surgery. 9 (32), (2015).
- Koettstorfer, J., Hofbauer, M., Wozasek, G. E. Successful limb salvage using the two-staged technique with internal fixation after osteodistraction in an effort to treat large segmental bone defects in the lower extremity. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 132 (19), 1399-1405 (2012).
- Fragomen, A. T., Rozbruch, S. R. The mechanics of external fixation. The Musculoskeletal Journal of Hospital for Special Surgery. 3 (1), 13-29 (2007).
- O’Toole, R. V., et al. A prospective randomized trial to assess fixation strategies for severe open tibia fractures: Modern ring external fixators versus internal fixation (FIXIT Study). Journal of Orthopaedic Trauma. 31, S10-S17 (2017).
- Fürmetz, J., et al. Bone transport for limb reconstruction following severe tibial fractures. Orthopedic Reviews. 8 (1), 6384(2016).
- Dohin, B., Kohler, R. Masquelet’s procedure and bone morphogenetic protein in congenital pseudarthrosis of the tibia in children: A case series and meta-analysis. Journal of Children's Orthopaedics. 6 (4), 297-306 (2012).
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: Mechanisms and interventions. Nature Reviews Rheumatology. 11, 45-54 (2015).
- Pascher, A., et al. Gene delivery to cartilage defects using coagulated bone marrow aspirate. Gene Therapy. 11 (2), 133-141 (2004).
- Glatt, V., Matthys, R. Adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models. Journal of Visualized Experiments. (92), (2014).
- Betz, O. B., et al. Direct percutaneous gene delivery to enhance healing of segmental bone defects. The Journal of Bone and Joint Surgery. 88 (2), 355-365 (2006).
- Fang, J., et al. Stimulation of new bone formation by direct transfer of osteogenic plasmid genes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (12), 5753-5758 (1996).
- Kaspar, K., Schell, H., Toben, D., Matziolis, G., Bail, H. J. An easily reproducible and biomechanically standardized model to investigate bone healing in rats, using external fixation. Biomedizinische Technik. 52 (6), Berlin. 383-390 (2007).
- Leary, S., et al. AVMA guidelines for the euthanasia of animals: 2013 edition. American Veterinary Medical Association. , (2013).
- McKay, W. F., Peckham, S. M., Badura, J. M. A comprehensive clinical review of recombinant human bone morphogenetic protein-2 (INFUSE Bone Graft). International Orthopaedics. 31 (6), 729-734 (2007).
- Living lmage Software. , Perkin Elmer. (2006).
- Bassett, J. H. D., Van Der Spek, A., Gogakos, A., Williams, G. R. Quantitative X-ray imaging of rodent bone by faxitron. Methods in Molecular Biology. , 499-506 (2012).
- Histing, T., et al. Small animal bone healing models: Standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
- Lieberman, J. R., et al. The effect of regional gene therapy with bone morphogenetic protein-2-producing bone-marrow cells on the repair of segmental femoral defects in rats. The Journal of Bone and Joint Surgery. 81 (7), 905-917 (1999).
- Tsuchida, H., Hashimoto, J., Crawford, E., Manske, P., Lou, J. Engineered allogeneic mesenchymal stem cells repair femoral segmental defect in rats. Journal of Orthopaedic Research. 21 (1), 44-53 (2003).
- Jiang, H., et al. Novel standardized massive bone defect model in rats employing an internal eight-hole stainless steel plate for bone tissue engineering. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (4), 2162-2171 (2018).
- Baltzer, A. W., et al. Genetic enhancement of fracture repair: Healing of an experimental segmental defect by adenoviral transfer of the BMP-2 gene. Gene Therapy. 7 (9), 734-739 (2000).
- Li, Y., et al. Bone defect animal models for testing efficacy of bone substitute biomaterials. Journal of Orthopaedic Translation. 3 (3), 95-104 (2015).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
