Een aortocaval fistel werd gecreëerd door het prikken van de Murine infra-nieraorta door beide muren in de inferieure Vena Cava en werd gevolgd door het creëren van een stenose in zijn uitstroom via gedeeltelijke ligatie van de inferieure vena cava. Dit reproduceerbare model kan worden gebruikt om centraal veneuze stenose te bestuderen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Murine model van centraal veneuze stenose met behulp van Aortocaval fistel met een uitstroom stenose
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Centraal veneuze stenose is een belangrijke entiteit die bijdraagt aan Arterioveneuze fistel (AVF) falen. Een Murine AVF-model werd aangepast om een gedeeltelijke ligatie te creëren van de inferieure vena cava (IVC) in de uitstroom van de fistel, het nabootsen van de centrale veneuze stenose. Technische aspecten van dit model worden geïntroduceerd. De aorta en de IVC worden blootgesteld, na een abdominale incisie. De infra-renale aorta en IVC worden ontleed voor proximale opspanning en de distale aorta wordt blootgesteld voor punctie. De IVC op het middelpunt tussen de linker Nierader en de aorta bifurcatie wordt zorgvuldig ontleed om een 8-0 te plaatsen hechting onder de IVC. Na het klemmen van de aorta en de IVC, wordt een AVF gecreëerd door de infra-renale aorta door te prikken via beide wanden in de IVC met een 25 G naald, gevolgd door het ligeren van een 22 G intra-veneuze (IV) katheter en IVC samen. De katheter wordt vervolgens verwijderd, waardoor een reproduceerbare veneuze stenose zonder occlusie. De aorta en IVC zijn ongeklemd na het bevestigen van primaire hemostase. Dit nieuwe model van centrale ader stenose is gemakkelijk uit te voeren, reproduceerbaar, en zal onderzoeken naar AVF falen vergemakkelijken.
Inleiding
Arterioveneuze fistels (AVF) zijn de meest voorkomende toegangen voor hemodialyse, met superieure doorgankelijkheid en verminderde infectie in vergelijking met andere toegangen zoals grafts of centrale veneuze katheters. Echter, tot 60% van AVF niet te rijpen1,2,3; een recente systematische evaluatie meldde dat de primaire patentie percentages op 1 jaar slechts 60%4waren. Stenose langs de veneuze uitstroom voornamelijk veroorzaakt falen van AVF rijping5,6. Er zijn bepaalde karakteristieke locaties vatbaar voor stenose proximale aan de fistel: het juxtaanastomotische Swing segment voor de radiocephalische fistel, de cefalie boog regio voor de brachiocephalische fistels en de centrale ader voor de fistel met eerder Geplaatst ipsilaterale subclavia of interne jugulaire ader katheters7,8.
Centraal veneuze stenose is vaak asymptomatisch bij patiënten zonder AVF, maar kan ipsilaterale extremiteiten oedeem veroorzaken door veneuze hypertensie en falen van fistels rijping wanneer uitgedaagd door fistels flow9. De pathofysiologie van centraal veneuze stenose is het meest waarschijnlijk gerelateerd aan ontsteking en de geactiveerde coagulatie Cascade na plaatsing van het apparaat. Bovendien, constante beweging van de tip van de katheter evenals verhoogde stroom van de fistel kan shear stress veranderen, resulterend in bloedplaatjes afzetting en veneuze wand verdikking10. Om de basismechanismen van het AVF-falen als gevolg van centraal veneuze stenose te begrijpen, is een diermodel dat centraal veneuze stenose nabootsen met een AVF vereist.
We hebben een Murine aortocaval fistel model dat is gemakkelijk uit te voeren en beheersen en aan van de klinische cursus van menselijke AVF gevestigd. 11 we hebben de concepten en techniek van verschillende eerder vastgestelde Murine modellen toegepast om een nieuw MURINE AVF-model met veneuze stenose te creëren. We introduceren een Murine aortocaval fistel model met een IVC stenose in de uitstroom fistel dat kan worden gebruikt voor de studie van centraal veneuze stenose.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle experimenten werden uitgevoerd met goedkeuring van het institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité van Yale University (IACUC).
1. anesthesie en pre-operatieve procedures
- Steriliseer alle chirurgische instrumenten en materialen door autoclaven. Schakel het thermische ondersteunings apparaat in om er zeker van te zijn dat het warm is (40 – 42 °C).
- Plaats een 9 – 11 weken oude C57BL/6 muis in een acryl inductie kamer en anesthetiseer het met verdampte 2,5% Isofluraan en 0,8 L/min zuurstof. Anesthesie inductie duurt ongeveer 3 min.
- Verwijder de muis uit de kamer. Bevestig een diep vlak van anesthesie door een teen pinch, een oorknijper en een staart knijpen. Plaats de muis in liggende positie op het chirurgische gebied en lever 2,5% Isofluraan met behulp van een siliconen masker. Voorzie buprenorfine van 0,1 mg/kg analgetisch en breng oogheelkundige zalf aan op de ogen.
- Verwijder bont van de ventrale kant van de nek naar de onderbuik met Nair, een haarverwijderaar.
- Reinig en Desinfecteer de operatieplaats met behulp van een twee-stestscrub met 10% Povidon-jodium en 70% isopropanol. Breng een chirurgische Drape aan.
2. operatieve procedures
-
Blootstelling van de klem-en punctie plaatsen
- Bereid steriele instrumenten en draagster iele handschoenen om de steriliteit gedurende de hele operatie te behouden.
- Maak een huid-diepe middellijn abdominale incisie met een scalpel van het niveau van de onderste lever rand tot net boven de pubis. Snijd door de spier massa met een schaar om de buikholte te openen.
- Steek een oprolmechanisme in de buik en trek de darmen naar de rechterkant. Houd ze vochtig door het verpakken in een zout-geweekt gaas. Retreive de blaas en de zaadblaasjes (bij mannelijke muizen) en trek ze naar de caudale kant. Ontleden het mesenterie tussen het rectum en het retroperitoneum met een micro-naald houder om een volledig beeld te krijgen van de aorta en de IVC.
- Ontleden de infra-renale aorta en IVC en bloc van de laterale en dorsale rondom retroperitoneale weefsels met een micro-naald houder om ze samen te klemmen.
- Ontleden de omringende weefsels om de aorta prikplaats te blootstellen op ongeveer driekwart van de afstand van de linker Nierader tot de aorta bifurcatie.
-
IVC dissectie
- Dissect tussen de infra-renale IVC en aorta onmiddellijk distale naar de linker Nierader. Verleng de dissectie naar de helft tussen de linker Nierader en de aorta bifurcatie, zodat de infra-renale IVC, zowel stroomopwaarts als stroomafwaarts naar de stenose, postoperatief kan worden waargenomen.
Opmerking: botte dissectie tussen de IVC en aorta moet worden uitgevoerd van onmiddellijk distale naar de linker Nierader waar het bindweefsel tussen de IVC en de aorta relatief los is. - Maak een venster om de IVC van de aorta op dat niveau te scheiden en ontleden de IVC van het omringende weefsel. Plaats een 8-0 polyamide monofilament hecht in de eerste plaats onder de IVC en aorta (Figuur 1a), plaats dan de hechting onder alleen de IVC (Figuur 1b) door de hechting te trekken door het raam.
Opmerking: omdat de IVC fragiel is, is het ontleden langs de aorta adventitia handig om een venster te maken om te voorkomen dat de IVC en kleine IVC-of aorta-takken beschadigd raken. Als er bloedingen optreden, is het waarschijnlijk oncontroleerbaar. Als de IVC verschillende zijtakken heeft, plaats dan een 8-0 hecht aan de takken.
- Dissect tussen de infra-renale IVC en aorta onmiddellijk distale naar de linker Nierader. Verleng de dissectie naar de helft tussen de linker Nierader en de aorta bifurcatie, zodat de infra-renale IVC, zowel stroomopwaarts als stroomafwaarts naar de stenose, postoperatief kan worden waargenomen.
-
AVF-creatie
- Buig een 25 G naald naar een hoek van 45 – 60 ° op een punt ~ 4 mm van de naaldpunt.
- Klem de infra-renale aorta en IVC door een microchirurgische clip toe te passen.
- Draai de aorta mediaal en caudally door het bindweefsel rond de bifurcatie te grijpen om de prikplaats van de aorta uit te rekken tot aan de ventrale kant.
- Door de aorta in een geschikte positie te houden, door de aorta in de IVC te prikken met behulp van de bereide 25 G naald (figuur 1c).
- Laat de aorta los en bedek de prikplaats met het omringende weefsel dat omhoog trekt vanaf de linkerkant van de aorta. Haal de naald eruit en druk voorzichtig op de prikplaats met een wattenstaafje voor hemostase.
-
Creatie van de IVC stenose
- Plaats een punt van een 22 G IV katheter (Zie de tabel met materialen) op de IVC longitudinaal. Ligate de I.V. katheter en IVC samen met een 8-0 hecht (figuur 1d) en verwijder vervolgens de i.v.-katheter.
- Bevestig primaire hemostase (Figuur 1e) en ontklem de aorta en IVC. Bedek de punctieplaats 1 min meer om hemostase te garanderen.
Let op: niet te lang klemmen om te voorkomen dat IVC trombose distale van de stenose. - Terugkeer organen naar hun oorspronkelijke posities en sluit de buik met 6-0 hechtingen.
3. postoperatieve ingrepen
- Na afsluiting van de abdominale wond, stop Isofluraan inademing. Zet de muis in een individuele bedding-vrije kooi en plaats de kooi op een thermisch ondersteunings apparaat om hypothermie te voorkomen.
Opmerking: de muis wordt waargenomen totdat ze borstbeen recumbency bereiken en onderhouden. Pas postoperatieve verzorging toe, waaronder analgesie en wondverzorging in overeenstemming met aanbevelingen van het lokale IACUC. Voor analgesie gebruiken we buprenorfine bij 0,1 mg/kg intrasmuscularly elke 12 h voor 48 h na de chirurgische ingrepen en daarna indien nodig. - Bevestig de AVF-patentie postoperatief met behulp van Doppler-echografie (Zie de tabel met materialen). Meet bovendien, indien nodig, andere vaten en stromings karakteristieken.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Mannelijke muizen onderging de bovengenoemde operatie om zowel een AVF als een IVC stenose te creëren. Controle muizen ondergingen alleen laparotomie en dissectie van de weefsels rond de IVC, bijvoorbeeld een schijn procedure, of alleen het creëren van een IVC stenose zonder gelijktijdige creatie van een AVF.
De IVC werd waargenomen met Doppler-echografie op dag 7 na de chirurgische ingreep (Figuur 2
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Het Murine AVF-model is gebruikt om de basismechanismen en moleculaire gebeurtenissen te bestuderen die leiden tot AVF-rijping13,14. In deze studie hebben we een vastgesteld Murine AVF-model aangepast om een roman Murine aortocaval-fistel-model te maken met een IVC-stenose in het uitstroomkanaal van de fistel. Ons ligatie model is vergelijkbaar met verschillende eerder beschreven Murine modellen die vasculaire ligatie gebruiken. Een Murine model van diepe veneuze...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
Dit werk werd gesteund door de Amerikaanse National Institute of Health (NIH) Grant R01-HL128406; het Amerikaanse ministerie van veteranen zaken biomedische laboratoriumonderzoek en ontwikkelingsprogramma Merit Review Award I01-BX002336; Naast de middelen en het gebruik van faciliteiten in het VA Connecticut Healthcare System, West Haven, CT.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 20-60 Mhz scan head | VisualSonics Inc. | RMV-704 | |
| 8-0 Sterile Micro Suture, 6mm (140 µ), 3/8 Circle, TAP Point Needle | AROSuture | T06A08N14-13 | polyamide monofilament sutures |
| Induction Chamber, 2 Liter 3.75"B x 9.00"D x 3.75"H | VetEquip | 941444 | |
| Isoflo, Isofluraan vloeistof | Zoetis | 26675-46-7 | |
| Muizen, C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 664 | |
| Microgolf verwarmingskussen voor huisdieren | Snuggle Safe | 6250 | |
| PrecisionGlide naald 25G | BD | 305122 | |
| Surflo I.V. katheter 22G | Terumo | SR-OX2225CA | 0.85mm buitendiameter |
| Vasculair klem | Roboz Surgical Instrument | RS-5424 | |
| Vevo770 High Resolution Imaging System | VisualSonics Inc. | 770 |
Referenties
- Dember, L. M., et al. Effect of clopidogrel on early failure of arteriovenous fistulas for hemodialysis: a randomized controlled trial. JAMA. 299 (18), 2164-2171 (2008).
- Dixon, B. S. Why don't fistulas mature? Kidney International. 70 (8), 1413-1422 (2006).
- Wilmink, T., Hollingworth, L., Powers, S., Allen, C., Dasgupta, I. Natural History of Common Autologous Arteriovenous Fistulae: Consequences for Planning of Dialysis. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 51 (1), 134-140 (2016).
- Al-Jaishi, A. A., et al. Patency rates of the arteriovenous fistula for hemodialysis: a systematic review and meta-analysis. American Journal of Kidney Diseases. 63 (3), 464-478 (2014).
- Rocco, M. V., Bleyer, A. J., Burkart, J. M. Utilization of inpatient and outpatient resources for the management of hemodialysis access complications. American Journal of Kidney Diseases. 28 (2), 250-256 (1996).
- Roy-Chaudhury, P., Sukhatme, V. P., Cheung, A. K. Hemodialysis vascular access dysfunction: a cellular and molecular viewpoint. Journal of the American Society of Nephrology. 17 (4), 1112-1127 (2006).
- Quencer, K. B., Arici, M. Arteriovenous Fistulas and Their Characteristic Sites of Stenosis. AJR: American Journal of Roentgenology. 205 (4), 726-734 (2015).
- Kian, K., Asif, A. Cephalic arch stenosis. Semin Dial. 21 (1), 78-82 (2008).
- Agarwal, A. K. Central vein stenosis. American Journal of Kidney Diseases. 61 (6), 1001-1015 (2013).
- Glanz, S., et al. Axillary and subclavian vein stenosis: percutaneous angioplasty. Radiology. 168 (2), 371-373 (1988).
- Yamamoto, K., et al. The mouse aortocaval fistula recapitulates human arteriovenous fistula maturation. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 305 (12), H1718-H1725 (2013).
- North American Symptomatic Carotid Endarterectomy Trial. Methods, patient characteristics, and progress. Stroke. 22 (6), 711-720 (1991).
- Kuwahara, G., et al. CD44 Promotes Inflammation and Extracellular Matrix Production During Arteriovenous Fistula Maturation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (6), 1147-1156 (2017).
- Protack, C. D., et al. Eph-B4 regulates adaptive venous remodeling to improve arteriovenous fistula patency. Scientific Reports. 7 (1), 15386(2017).
- Payne, H., Brill, A. Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis. J Vis Exp. (130), (2017).
- Nam, D., et al. Partial carotid ligation is a model of acutely induced disturbed flow, leading to rapid endothelial dysfunction and atherosclerosis. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 297 (4), H1535-H1543 (2009).
- Ene-Iordache, B., Remuzzi, A. Disturbed flow in radial-cephalic arteriovenous fistulae for haemodialysis: low and oscillating shear stress locates the sites of stenosis. Nephrology, Dialysis, Transplantation. 27 (1), 358-368 (2012).
- Yamamoto, K., et al. Disturbed shear stress reduces Klf2 expression in arterial-venous fistulae in vivo. Physiological reports. 3, (2015).
- Remuzzi, A., Ene-Iordache, B. Novel paradigms for dialysis vascular access: upstream hemodynamics and vascular remodeling in dialysis access stenosis. Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 8 (12), 2186-2193 (2013).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
