Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Productie van Chimerische antigeen receptor (auto) T cellen voor adoptie immunotherapie

13.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/59949

⸱

17 december 2019

 , 
1Center for Cellular Immunotherapies, Perelman School of Medicine at the University of Pennsylvania

In dit artikel

Samenvatting

We beschrijven een aanpak om betrouwbaar te genereren chimeer antigeen receptor (auto) T cellen en testen hun differentiatie en functie in vitro en in vivo.

Samenvatting

Adoptie immunotherapie is veelbelovend voor de behandeling van kanker en infectieziekten. We beschrijven een eenvoudige benadering om primaire menselijke T-cellen te leiden met een chimerische antigeen receptor (auto) en hun nageslacht ex vivo uit te breiden. We nemen assays op om auto-expressie te meten, evenals differentiatie, proliferatieve capaciteit en cytolytische activiteit. We beschrijven assays meten Effector cytokine productie en inflammatoire cytokine secretie in auto T-cellen. Onze aanpak biedt een betrouwbare en uitgebreide methode voor cultuur auto T-cellen voor preklinische modellen van adoptie immunotherapie.

Inleiding

Chimeric antigeen receptoren (Auto's) bieden een veelbelovende aanpak om te leiden T-cellen tegen verschillende tumor antigenen. Auto's zijn synthetische receptoren die een antigeen doelwit binden. Hoewel hun precieze samenstelling variabel is, bevatten Auto's over het algemeen 3 verschillende domeinen. Het extracellulaire domein leidt binding aan een doel antigeen en bestaat meestal uit een single Chain antilichaam fragment gekoppeld aan de auto via een extracellulaire scharnier. Het tweede domein, vaak afgeleid van de CD3ζ keten van het T Cell receptor (TCR) complex, bevordert de activering van de T-cel na de betrokkenheid van de auto. Een derde costimulatory domein is opgenomen ter verbetering van de functie van de T-cel, engraftment, metabolisme, en persistentie. Het succes van auto T-cel therapie in verschillende hematopoietische maligniteiten, waaronder B-cel acute lymfoblastische leukemie (alle), chronische lymfatische leukemie (CLL) en multipel myeloom wijst op de therapeutische belofte van deze aanpak1,2,3,4,5,6. De recente Food and Drug Administration (FDA) goedkeuringen voor twee CD19-specifieke CAR T Cell therapieën, tisagenlecleucel voor pediatrische en jong volwassen ALL en axicabtagene ciloleucel voor diffuus groot B-cel lymfoom, versterkt de translationele verdienste van auto T-cel therapie.

AUTO T-gebaseerde benaderingen omvatten het isoleren van T-cellen van perifeer bloed, activering, genetische modificatie en expansie ex vivo. Differentiatie is een belangrijke parameter die de werkzaamheid van de CAR T cel regelt. Daarom versterkt het beperken van de celdifferentiatie tijdens de ex vivo-cultuur het vermogen van het geïnfundeerd product om te graveren, uit te breiden en te blijven bestaan, waardoor lange termijn immunosurveillance wordt gegeven na adoptie overdracht2,7,8,9. T-cellen bestaan uit verschillende afzonderlijke subsets, waaronder: naïeve T-cellen (TN), centraal geheugen (TCM), Effector-geheugen (TEM), Effector-gedifferentieerd (TTE) en stamcel geheugen (TSCM). Effector gedifferentieerde T cellen hebben krachtige cytolytische vermogen; ze zijn echter van korte duur en graveren slecht10,11,12. T-cellen met een minder gedifferentieerd fenotype, met inbegrip van naïeve T-cellen en TCM vertonen daarentegen superieure engraftment en proliferatieve vaardigheden na adoptie van celoverdracht13,14,15,16,17,18. De samenstelling van de verzamelde T-cellen in het Voorgefabriceerde product kan variëren tussen patiënten en correleert met het therapeutische potentieel van auto T-cellen. Het aandeel van T-cellen met een naïef immunoffenol type in het startende aferese product is sterk gecorreleerd met zowel engraftment als klinische respons19.

Cultuur duur is een belangrijke parameter die de differentiatie in auto T-cellen voorbereid voor adoptie overdracht beïnvloedt. We hebben onlangs een aanpak ontwikkeld voor het genereren van superieure kwaliteit auto T-cellen met behulp van een verkorte cultuur paradigma20. Met behulp van onze aanpak, we toonden dat beperkte cultuur geeft aanleiding tot auto T cellen met superieure Effector functie en persistentie na adoptie overdracht in xenotransplantaatmodellen is modellen van leukemie. Hier presenteren we de benaderingen om betrouwbaar te genereren CART19 cellen (autologe T cellen ontworpen om uit te drukken anti-CD19 scFv gekoppeld aan CD3ζ en de 4-1BB signalering van domeinen) en bevatten een gedetailleerde beschrijving van de assays die inzicht geven in auto T bioactiviteit en werkzaamheid voorafgaand aan adoptie overdracht.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven zijn goedgekeurd door het institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité van de Universiteit van Pennsylvania.

1. T celactivering, transductie en uitbreiding

  1. Activeer verse of cryopreserved primaire menselijke T cellen door te mengen met anti CD3/CD28 magnetische kralen (bijv. dynabeads) in een verhouding van 3 kralen per T cel in 6-well celcultuurgerechten. Kweek T cellen in X-VIVO 15 medium aangevuld met 5% normaal humaan AB serum, 2 mM L-glutamine, 20 mM HEPES en IL2 (100 eenheden/mL). Houd T-cellen bij een concentratie van 106 T cellen/ml tijdens de uitbreiding. Kweek T-cellen bij 37 °C, 20% O2en 95% vochtigheid met 5% Co2.
  2. Voeg na nachtelijke stimulatie lentivirale supernatant toe aan geactiveerde T-cellen. Bereken het volume van supernatant dat nodig is om een multipliciteit van infectie (MOI) van 3 − 5 te bereiken.
    Opmerking: De CD19-Bbzeta CAR lentivirus plasmide bestaat uit een CD8 scharnier, 4-1BB costimulatory domein, en CD3ζ signalering domein21. CD19-Bbzeta lentivirale supernatant werd gegenereerd zoals eerder beschreven21.
  3. Op dag 3 Verzamel je een representatief aliquot van cellen voor cryopreservation. Voordat cryopreservation, verwijder de magnetische kralen door zachte pipetteren en magnetische scheiding. Bereid Vries middel met fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) met 0,5% dimethylsulfoxide (DMSO) en bewaar in 4 °C tot het gebruik.
    1. Centrifugeer T-cellen bij 300 x g gedurende 5 min. Gooi het supernatant weg en voeg 5 ml PBS toe. Centrifugeer cellen bij 300 x g gedurende 5 minuten en gooi de PBS weg.
    2. Respendeer de celpellet in 1 ml koud cryopreservatie medium. Vries T cellen in een gekoelde Vries container en bewaar bij-80 °C voor 48 h. Breng de bevroren cellen over naar vloeibaar stikstof.
  4. Was de rest van de T-cellen eenmaal in 5 mL PBS om de rest vector te elimineren. Centrifugeer bij 300 x g gedurende 5 min. DECANTE de PBS en respendeer de celpellet in T-celkweekmedium met een concentratie van 0,5 x 106 cellen/ml.
  5. Splits de T-cellen in twee culturen, aangewezen voor dag 5 en dag 9. Count T cellen doorstroming flowcytometrieonderzoeken met behulp van tellen kralen (tabel van de materialen) en monoklonale antilichamen tegen menselijke CD4 en CD8, evenals een levensvatbaarheid kleurstof (tabel van materialen).
    1. Voor het meten van de celconcentratie, bereidt u een hoofdmix voor met 500 μL PBS, 5 μL telparels, 10 μL 7-amino-actinomycine D-levensvatbaarheid van de cel, 4 μL CD4-FITC en 4 μL CD8-APC. Voeg 40 μL T-cellen toe aan de Master Mix en meet de celconcentratie door Flowcytometrie op basis van het aantal levende T-cellen/kraal tellingen. Refeed om de culturen te behouden in een concentratie van 0,5 x 106 cellen/ml om de andere dag.
  6. Op dag 5, Count en invriezen dag 5 culturen zoals beschreven in de stappen 1,3 en 1,5.
  7. Was op dag 7 0,5 x 106 T cellen in PBS en respendeer in 100 μL fluorescentie geactiveerde cel sortering (FACS) buffer. Detecteer de eiwit expressie van het auto-oppervlak door immunokleuring met een fluorescendig geconjugeerde anti-CAR19 idiotype door flow cytometrie.
  8. Op dag 9, Count Day 9 culturen en invriezen zoals beschreven in stap 1,3.

2. fenotypische beoordeling van T-celdifferentiatie

  1. Bereid een Master mix met vooraf getitreerde antilichamen voor anti-CD3 – BV605 (kloon OKT3), anti-CD14-Pacific Blue (PB) (kloon HCD14), anti-CD19-PB (kloon HIB19), anti-CD4-BV510 (kloon OKT4), anti-CD8-H7APC (kloon SK1), anti-CCR7-FITC (kloon 150503), anti-CD45RO – PE (kloon UCHL1), anti-CD27 – PE-Cy7 (kloon 1A4CD27), anti-CD95 – PerCP-CY 5.5 (kloon DX2), en anti-CAR19-APC.
  2. Bereid individuele fluorescentie minus één (FMO) Controls voor anti-CD45RO – PE, anti-CCR7 – FITC, anti-CD27 – PE-Cy7 en anti-CD95 – PerCP-CY 5.5 om positief bevlekt cellen uit de achtergrond te onderscheiden.
  3. Bereid dode-celkleurings oplossing voor doorverdunten vanlevend/dode voorraad reagens (tabel met materialen) 1:10000 in PBS.
  4. Ontdooien dag 3, dag 5 en dag 9 T cellen die eerder cryopreserved waren. Centrifugeer 1 x 106 T cellen uit elke groep bij 300 x g gedurende 3 min. Gooi het supernatant weg. Was de cellen eenmaal met PBS. Centrifugeer bij 300 x g gedurende 3 minuten en gooi de PBS weg.
  5. Meng T-cellen met dode kleurings oplossing gedurende 15 minuten bij kamertemperatuur (RT), beschermd tegen het licht.
  6. Voeg 1 mL FACS buffer toe om de dode celkleurings kleurstof te bluchen. Centrifugeer bij 300 x g gedurende 3 minuten, gooi het supernatant weg en breng de celpellet in 100 ΜL FACS buffer met de antilichaam cocktail zoals beschreven in stap 2,1 en 2,2. Incuberen gedurende 1 uur bij 4 °C.
  7. Voeg 1 mL FACS buffer toe en centrifugeer bij 300 x g gedurende 3 minuten om ongebonden antilichamen af te spoelen. Herhaal driemaal met FACS-buffer.
  8. Respendeer cellen in 1% Paraformaldehyde (PFA) en bewaar ze bij 4 °C.
  9. Als CD45RO expressie afneemt na fixatie, analyseer de monsters door flow cytometrie na immunokleuring. Om differentiatie te beoordelen, Gate in de volgende volgorde: onderhemden (FSC-H vs FSC-A), Live CD3+ T cellen (dump [Live-Dead Violet, CD14-PB en CD19-PB VS CD3-BV605], CD4-BV510 VS CD8-APC-H7). In CD4+ -en CD8+ -SUBSETS, Gate on CD45RO-PE versus CCR7-FITC om naïeve T-cellen (CD45RO-CCR7+), TCM (CD45RO+CCR7+), tem (CD45RO+CCR7-) en TTE (CD45RO-CCR7-) te definiëren. Om TSCM te identificeren, Gate op CD27+ T cellen in naïeve-achtige t-cellen populatie. In dit compartiment zijn TSCM CD95+ en TN zijn CD95-.

3. functionele analyse in vitro

  1. AUTO T celproliferatie en cytokine secretie
    1. Controleer de auto-expressie en de levensvatbaarheid van de cel zoals beschreven in de stappen 1,5 en 1,7, door flow Cytometry.
    2. Was 5 x 106 T cellen uit elke groep (dag 3, dag 5 en dag 9) met PBS en regenereren in een 1 μM oplossing van carboxyfluorescein DIACETAAT succinimidyl Ester (CFSE) in pbs voor 3,5 min bij RT.
    3. Voeg onmiddellijk 10 mL PBS met 10% foetaal runderserum (FBS) toe om de reactie te doven.
    4. Centrifugeer de oplossing bij 300 x g gedurende 3 min. Gooi de supernatant weg en herhaal deze Wash stap drie keer. Tel de cellen aan het einde van de CFSE-kleuring met een Coulter-teller (tabel met materialen).
    5. Oogst CFSE-gekleurd cellen (ongeprikkeld), regenereren in 1% PFA en bewaren bij 4 °C voor analyse door flow cytometrie.
    6. Inincuberen van het gewenste aantal CFSE-bevlekt auto T cellen met bestraalde K562-CD19 (target) evenals K562-wild type (controle) cellen in een verhouding van 1:1 voor 120 h in cytokine vrije cultuurmedium en cultuur voorwaarden zoals beschreven in stap 1,1.
    7. Centrifugeer na 24 uur het kweek vat bij 300 x g gedurende 5 minuten en verzamel 120 μL cellulaire supernatant. Evalueer de activerings afhankelijke productie van IL2, IFNγ, TNFα, GM-CSF en andere inflammatoire cytokines (IL1β, IL4, IL5, IL6, IL8 en IL10) door luminex-analyses in overeenstemming met de aanbevelingen van de fabrikant.
    8. Vervang het volume van supernatant dat in stap 3.1.7 is verzameld met een equivalent volume (120 μL) vers medium.
    9. Op dag 3 (d.w.z. na 96 h), tellen en opnieuw voeden met een concentratie van 0,5 x 106 cellen/ml met behulp van op kraal gebaseerde Flowcytometrie zoals eerder in stap 1,5.
    10. Tel op dag 5 de Live CD3+ -cellen en bereken de vouw verandering van levende t-cellen ten opzichte van het aantal levende t Cells op dag 0.
    11. Voer een uitgebreide analyse uit van CFSE-verdunning in het verdelen van auto T-cellen met behulp van FlowJo-software om opeenvolgende rondes van celdeling te markeren.
      Opmerking: proliferatie testen worden goed beschreven in de FlowJo handleiding.
  2. Cytotoxiciteits test
    Opmerking: Het vermogen van CART19 cellen om doelcellen te doden die CD19 uitdrukken, wordt geëvalueerd met behulp van een 51CR-vrijgave test.
    1. Label de doelcellen door het mengen van 5 x 105 K562-CD19, K562-wild type controle cellen, of NALM6 leukemie cellen met 50 μL Na251Cro4 en 0,5 ml rpmi aangevuld met 10% fbs voor 90 min in de incubator bij 37 °c.
    2. Centrifuge cellen bij 300 x g gedurende 2,5 min. Gooi de radioactieve supernatant weg in de juiste afvoerbakken en was de doelcellen in 5 ml PBS. Herhaal de wasstappen twee keer.
    3. Respendeer de doelcellen in fenolrood-vrij medium met 5% FBS. Gebruik dit medium voor de rest van de procedure om de achtergrond te verminderen.
    4. Na evaluatie van de auto-expressie en de levensvatbaarheid van de cel doorstroming cytometrie (zoals beschreven in paragraaf 5,1), meng auto T cellen met gelabelde doelcellen op Effector: target (E:T) verhoudingen van 10:1, 3:1 en 1:1, in drievuur. Transfer naar een 96-well U bodemplaat.
    5. Parallel, omvatten alleen doelcellen, en doelcellen met 1% natriumdodecylsulfaat (SDS), voor het bepalen van spontane (S) en maximale (M) 51CR release, respectievelijk.
    6. Centrifugeer cellen bij 300 x g gedurende 5 minuten en incueren gedurende 4 uur of 20 uur in een incubator van 37 °c met 5% Co2.
    7. Na de aangewezen tijd, Centrifugeer het kweek vat bij 300 x g gedurende 5 min. Verzamel 35 μL cellulaire supernatant en breng het over naar een lezers bord. Vermijd bubbels. Laat de plaat 's nachts drogen.
    8. Sluit de plaat af met een standaard plaat afdichting en Tel met een vloeibare Scintillatie teller. Chroom overvloed in de supernatant biedt een proxy van doelcel doden. Bereken het percentage van specifieke lysis als volgt: 100 x (tellingen per minuut [CPM] experimentele release – CPM S-release)/(CPM M-release-CPM S-release).

4. in vivo functionele analyse

  1. Verkrijg 6 − 10 weken oude NOD-scid γc–/– (NSG) muizen, die een adaptief immuunsysteem missen en ze willekeurig toewijzen aan behandeling/controlegroep.
  2. Injecteer de dieren intraveneus via een staart ader met 1 x 106 NALM6 cellen in 0,1 ml steriele PBS.
  3. Na 5 − 7 dagen, bevestig de tumor engraftment door bioluminescentie Imaging (BLI). Injecteer 150 mg/kg D-Luciferin aan muizen die zijn verdoeseerd met Isofluraan (volume is afhankelijk van de lichaamsmassa).
  4. Meet bioluminescentie waarden met behulp van een beeldvormings systeem. Kwantificeer de totale flux met behulp van de corresponderende software door rechthoeken van identiek gebied rond muizen te tekenen, van hoofd tot 50% van de staartlengte. De achtergrond voor elke afbeelding afzonderlijk aftrekken.
  5. Na het vaststellen van leukemie, injecteren 3 x 106 dag 9 CART19 cellen, 0,5 x 106 dag 3 auto t cellen, of overeenkomstige niet-transduced (NTD) menselijke t cellen via staart ader in een volume van 100 ΜL van steriele PBS/CA2 +.
    Opmerking: Aangezien de bioactiviteit van cellen die tijdens het cultuur proces met verschillende intervallen zijn geoogst, verschilt, is de gekozen concentratie van dag 3-cellen lager dan dag 9.
  6. Om de ziekteprogressie te bepalen, meet u de Bioluminescentie waarden tweemaal per week, zoals hierboven beschreven in stap 4,3.
  7. Om te bepalen auto T cel engraftment, verzamelen van 75 μL bloed via retro-orbitale bloeden in een EDTA-gecoate buis. Breng 50 μL bloed over naar absolute telbuisjes.
  8. Beits bloed met antilichamen tegen CD45, CD4, CD8 en auto gedurende 30 min bij RT. Voeg 400 μL 1x FACS lyseren oplossing toe aan de buizen en Vortex grondig. Na kleuring, analyseren oppervlak marker expressie door flow Cytometry.
    Opmerking: Andere oppervlakte markeringen kunnen worden gebruikt om de differentiatie en uitputting status van de T-cellen in het bloed te beoordelen.
  9. Voor het meten van cytokines niveaus in het bloed, centrifugeer bloed bij 1.200 x g gedurende 30 minuten bij 4 °c om serum van de bovenste laag van het bloed te scheiden.
  10. Verzamel serum en meet de cytokines met een aangewezen Lees plaat volgens de instructies van de fabrikant.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Met behulp van de hierboven beschreven methoden hebben we de T-cellen voor 3 of 9 dagen gestimuleerd en uitgebreid (Figuur 1A, B). We analyseerden ook hun differentiatie profiel, zoals aangegeven door de gating-strategie in Figuur 1C, door het meten van de overvloed aan verschillende glycoproteïnen uitgedrukt op het celoppervlak. We tonen een progressieve verschuiving naar Effector differentiatie in de tijd tijdens de ex vivo cu...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hier beschrijven we de benaderingen voor het meten van de functie en werkzaamheid van auto-T-cellen die met verschillende intervallen worden geoogst in de ex vivo-cultuur. Onze methoden bieden uitgebreid inzicht in assays die zijn ontworpen om proliferatieve capaciteit en Effector functie in vitro te beoordelen. We beschrijven hoe te meten auto t cel activiteit na stimulatie door de auto en detail xenotransplantaatmodellen is modellen van leukemie met behulp van auto t cellen geoogst op dag 3 vs dag 9 van hun logaritmisc...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd deels gesteund door middel van financiering door Novartis Pharmaceuticals via een onderzoeksinfrastructuur met de Universiteit van Pennsylvania (Michael C. Milone) en de St. Baldricks Foundation Scholar Award (Saba Ghassemi).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Anti CD3/CD28 dynabeadsThermo Fisher40203D
APC Mouse Anti-Human CD8BD Biosciences555369RRID:AB_398595
APC-H7 Mouse anti-Human CD8 AntibodyBD Biosciences560179RRID:AB_1645481
BD FACS Lysing Solution 10X ConcentrateBD Biosciences349202
BD Trucount Absolute Counting TubesBD Biosciences340334
Brilliant Violet 510 anti-human CD4 AntibodyBioLegend317444RRID:AB_2561866
Brilliant Violet 605 anti-human CD3 AntibodyBioLegend317322RRID:AB_2561911
CellTrace CFSE Cell Proliferation KitLife TechnolohgiesC34554
CountBright Absolute Counting Beads,InvitrogenC36950
FITC anti-Human CD197 (CCR7) AntibodyBD Pharmingen561271RRID:AB_10561679
FITC Mouse Anti-Human CD4BD Biosciences555346RRID:AB_395751
HEPESGibco15630-080
Human AB serumValley BiomedicalHP1022
Human IL-2 IS, premium gradeMiltenyi130-097-744
L-glutamineGibco28030-081
Liquid scintillation counter, MicroBeta triluxPerkin Elmer
LIVE/DEAD Fixable VioletMolecular ProbesL34964
Multisizer Coulter CounterBeckman Coulter
Na251CrO4Perkin ElmerNEZ030S001MC
Pacific Blue anti-human CD14 AntibodyBioLegend325616RRID:AB_830689
Pacific Blue anti-human CD19 AntibodyBioLegend302223
PE anti-human CD45RO AntibodyBD Biosciences555493RRID:AB_395884
PE/Cy5 anti-human CD95 (Fas) AntibodyBioLegend305610RRID:AB_493652
PE/Cy7 anti-human CD27 AntibodyBeckman CoulterA54823
Phenol red-free mediumGibco10373-017
UltraPure SDS Solution, 10%Invitrogen15553027
Via-ProbeBD Biosciences555815
X-VIVO 15Gibco04-418Q
XenoLight D-Luciferin - K+ SaltPerkin Elmer122799

Referenties

  1. Brentjens, R. J., et al. CD19-targeted T cells rapidly induce molecular remissions in adults with chemotherapy-refractory acute lymphoblastic leukemia. Science Translational Medicine. 5 (177), 177ra138(2013).
  2. Grupp, S. A., et al. Chimeric antigen receptor-modified T cells for acute lymphoid leukemia. The New England Journal of Medicine. 368 (16), 1509-1518 (2013).
  3. Kalos, M., et al. T Cells with Chimeric Antigen Receptors Have Potent Antitumor Effects and Can Establish Memory in Patients with Advanced Leukemia. Science Translational Medicine. 3 (95), 95ra73(2011).
  4. Kochenderfer, J. N., Rosenberg, S. A. Treating B-cell cancer with T cells expressing anti-CD19 chimeric antigen receptors. Nature Reviews. Clinical Oncology. 10 (5), 267-276 (2013).
  5. Maude, S. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells for sustained remissions in leukemia. The New England Journal of Medicine. 371 (16), 1507-1517 (2014).
  6. Porter, D. L., Levine, B. L., Kalos, M., Bagg, A., June, C. H. Chimeric antigen receptor-modified T cells in chronic lymphoid leukemia. The New England Journal of Medicine. 365 (8), 725-733 (2011).
  7. Porter, D. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells persist and induce sustained remissions in relapsed refractory chronic lymphocytic leukemia. Science Translational Medicine. 7 (303), 303ra139(2015).
  8. Maude, S. L., Teachey, D. T., Porter, D. L., Grupp, S. A. CD19-targeted chimeric antigen receptor T-cell therapy for acute lymphoblastic leukemia. Blood. 125 (26), 4017-4023 (2015).
  9. Kochenderfer, J. N., et al. Lymphoma Remissions Caused by Anti-CD19 Chimeric Antigen Receptor T Cells Are Associated With High Serum Interleukin-15 Levels. Journal of Clinical Oncology. 35 (16), 1803-1813 (2017).
  10. Bollard, C. M., Rooney, C. M., Heslop, H. E. T-cell therapy in the treatment of post-transplant lymphoproliferative disease. Nature Reviews. Clinical Oncology. 9 (9), 510-519 (2012).
  11. Brestrich, G., et al. Adoptive T-cell therapy of a lung transplanted patient with severe CMV disease and resistance to antiviral therapy. American Journal of Transplantation. 9 (7), 1679-1684 (2009).
  12. Savoldo, B., et al. Treatment of solid organ transplant recipients with autologous Epstein Barr virus-specific cytotoxic T lymphocytes (CTLs). Blood. 108 (9), 2942-2949 (2006).
  13. Berger, C., et al. Adoptive transfer of effector CD8+ T cells derived from central memory cells establishes persistent T cell memory in primates. The Journal of Clinical Investigation. 118 (1), 294-305 (2008).
  14. Gattinoni, L., et al. A human memory T cell subset with stem cell-like properties. Nature Methods. 17 (10), 1290-1297 (2011).
  15. Hinrichs, C. S., et al. Adoptively transferred effector cells derived from naive rather than central memory CD8+ T cells mediate superior antitumor immunity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (41), 17469-17474 (2009).
  16. Klebanoff, C. A., et al. Central memory self/tumor-reactive CD8+ T cells confer superior antitumor immunity compared with effector memory T cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (27), 9571-9576 (2005).
  17. Wang, X., et al. Engraftment of human central memory-derived effector CD8+ T cells in immunodeficient mice. Blood. 117 (6), 1888-1898 (2011).
  18. Wang, X., et al. Comparison of naive and central memory derived CD8+ effector cell engraftment fitness and function following adoptive transfer. Oncoimmunology. 5 (1), e1072671(2016).
  19. Fraietta, J., et al. Determinants of response and resistance to CD19 chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy of chronic lymphocytic leukemia. Nature Medicine. 24 (5), 563-571 (2018).
  20. Ghassemi, S., et al. Reducing Ex Vivo Culture Improves the Antileukemic Activity of Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cells. Cancer Immunology Research. 6 (9), 1100-1109 (2018).
  21. Milone, M. C., et al. Chimeric receptors containing CD137 signal transduction domains mediate enhanced survival of T cells and increased antileukemic efficacy in vivo. Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 17 (8), 1453-1464 (2009).
  22. Cieri, N., et al. IL-7 and IL-15 instruct the generation of human memory stem T cells from naive precursors. Blood. 121 (4), 573-584 (2013).
  23. Cui, G., et al. IL-7-Induced Glycerol Transport and TAG Synthesis Promotes Memory CD8 T Cell Longevity. Cell. 161 (4), 750-761 (2015).
  24. Xu, Y., et al. Closely related T-memory stem cells correlate with in vivo expansion of CAR.CD19-T cells and are preserved by IL-7 and IL-15. Blood. 123 (24), 3750-3759 (2014).
  25. Singh, N., Perazzelli, J., Grupp, S. A., Barrett, D. M. Early memory phenotypes drive T cell proliferation in patients with pediatric malignancies. Science Translational Medicine. 8 (320), 320ra323(2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

T celexpansielentivirale transductieflowcytometriecytokinesecretiecytolytische activiteitX Vivo 15 mediumanti CD3 CD28 beadscryopreserveerprotocoleffector differentiatie
Productie van Chimerische antigeen receptor (auto) T cellen voor adoptie immunotherapie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.