Hier gepresenteerd is een stap-voor-stap procedure om acute longschade in muizen induceren door directe intratracheal lipopolysaccharide instillatie en uit te voeren FACS analyse van bloedmonsters, bronchoalveolaire lavage vloeistof, en longweefsel. Minimale invasieve, eenvoudige handling, goede reproduceerbaarheid, en titratie van de ziekte ernst zijn voordelen van deze aanpak.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Inducerende acute Long blessure bij muizen door directe Intratracheal lipopolysaccharide instillatie
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Luchtweg toediening van lipopolysaccharide (LPS) is een veel voorkomende manier om longontsteking en acute longschade (ALI) studie in kleine diermodellen. Verschillende benaderingen zijn beschreven, zoals de inhalatie van vernevelde LP'S en nasale of intratracheal instillatie. Het gepresenteerde protocol beschrijft een gedetailleerde stap-voor-stap procedure om ALI te induceren in muizen door directe intratracheal LPS instillatie en uit te voeren FACS analyse van bloedmonsters, bronchoalveolaire lavage (BAL) vloeistof, en longweefsel. Na intraperitoneale sedatie, is de luchtpijp blootgesteld en LPS wordt toegediend via een 22 G veneuze katheter. Een robuuste en reproduceerbare inflammatoire reactie met leukocyten invasie, upregulering van proinflammatoire cytokines, en verstoring van de alveolo-capillaire barrière wordt geïnduceerd binnen enkele uren tot dagen, afhankelijk van de gebruikte LPS dosering. De inzameling van bloedsteekproeven, BAL vloeistof, en Long het oogsten, evenals de verwerking voor FACS analyse, worden beschreven in detail in het protocol. Hoewel het gebruik van de steriele LPS niet geschikt is om farmacologische interventies bij besmettelijke ziekten te bestuderen, biedt de beschreven aanpak minimale invasieve, eenvoudige handling en goede reproduceerbaarheid om mechanistische immunologische vragen te beantwoorden. Bovendien, dosis titratie, alsmede het gebruik van alternatieve LP'S preparaten of muis stammen kunnen modulatie van de klinische effecten, die kunnen vertonen verschillende graden van ALI ernst of vroege versus late begin van de ziektesymptomen.
Inleiding
Experimentele diermodellen zijn onmisbaar in fundamenteel immuun onderzoek. Toediening van hele bacteriën of microbiële componenten is vaak gebruikt in kleine diermodellen om lokale of systemische ontsteking te induceren1. Lipopolysaccharide (LPS, of bacteriële endotoxine) is een component van de celwand en het Oppervlakteantigeen van gram-negatieve bacteriën (b.v., Enterobacteriaceae, Pseudomonas spp., of Legionella spp.). De thermostable en grote molecule (molecuulgewicht 1-4 x 106 kDa) bestaat uit een lipide moiety (lipide a), kerngebied (oligosaccharide), en een o-polysaccharide (of o-antigeen). Lipide A, met zijn hydrofobe vetzuurketens, verankert het molecuul in een bacterieel membraan en bemiddelt (bij afbraak van bacteriën) de immunologische activiteit en de toxiciteit van LPS. Na binding aan de LPS bindende eiwitten (LBP), LPS: LBP complexen binden de CD14/TLR4/MD2 receptor complex gelegen op het oppervlak van vele soorten cellen, het induceren van een sterke proinflammatoire reactie met NF-κB nucleaire translocatie en latere upregulering van cytokine uitdrukking2.
Acute longschade (ALI) wordt gedefinieerd als acute hypoxemic respiratoir falen met bilaterale longoedeem in de afwezigheid van hartfalen3. Luchtweg toediening van LPS is een veel voorkomende manier om longontsteking en Ali4,5,6,7te induceren. Hoewel de steriele stof niet geschikt is om farmacologische interventies bij besmettelijke ziekten te bestuderen, kunnen mechanistische immunologische vragen met voldoende nauwkeurigheid worden beantwoord. Instillatie van LPS in de luchtpijp induceert een robuuste inflammatoire reactie met leukocyten invasie, upregulering van proinflammatoire cytokines, en verstoring van de alveolo-capillaire barrière binnen enkele uren tot dagen, afhankelijk van de LPS dosering3, 6,7.
Het gepresenteerde protocol beschrijft een gedetailleerde stap-voor-stap procedure om ALI te induceren in muizen door intratracheal LPS instillatie. Het model is gevalideerd door de beoordeling van cytokine-expressie, Neutrofiele granulocyt invasie, en intra-alveolaire albumine lekkage zoals eerder beschreven8.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Dit dierlijke protocol werd goedgekeurd door de lokale Commissie voor dierlijke zorg (LANUV, Recklinghausen, Duitsland; Protocol nr. 84-02.04.2015) en werd uitgevoerd overeenkomstig de nationale instituten van de richtlijnen van de gezondheid voor het gebruik van levende dieren (de publicatie van NIH Nr. 85-23, herziene versie van 1996).
1. ALI inductie
- Gebruik volwassen C57BL/6 muizen op leeftijden van ongeveer 10-12 weken. Huis de dieren in individueel geventileerde kooien met gratis toegang tot water en standaard knaagdier Chow. Het is echter mogelijk om deze aanpak op jongere dieren en met andere muizenstammen uit te voeren.
- Opslag LPS (Escherichia coli O111: B4) in fracties in concentraties van 5 mg/mL bij-20 °C. Voor intratracheal aanbrenging, verdunnen LPS in steriele fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) tot een eindconcentratie van 2.000 µ g/mL.
- Weeg de muis. Injecteren ketamine [120 mg/kg muis lichaamsgewicht (BW)] en xylazine (16 mg/kg BW) ze intraperitoneaal (onderste een derde van de buik, paramediane), en wacht tot het begin van de anesthesie.
- Controleer de diepte van de anesthesie door het induceren van een tactiele stimulus. In geval van onvoldoende anesthesie, herhaal de injectie met ketamine (30 mg/kg BW) en xylazine (4 mg/kg BW).
- Plaats de muis in een gevoelige positie op een temperatuur-gecontroleerde tafel om een lichaamstemperatuur van 37 ° c te behouden.
- Breng steriele oogheelkundige smeermiddel om uitdroging van hoornvlies te voorkomen onder narcose.
- Til het hoofd en de haak snijtanden op een horizontale balk geplaatst ongeveer 5 cm boven de tafel, terwijl de forepaws blijven in nauw contact met de tafel. Super-Verleng de nek in een hoek van 90 ° ten opzichte van de tafel (Figuur 1). Houd de tong met een tang om de keel rechtzetten voor gemakkelijker intubatie voorwaarden.
- Snijd een 22 gauge (G) veneuze katheter tot een lengte van 20 mm. plaats de katheter voorzichtig in de verticale richting langs de wortel van de tong. Plaats een koude-lichtbron op de huid boven het strottenhoofd te helpen visualiseren van de vocale akkoorden en streven naar de luchtpijp. Als de weerstand van het strottenhoofd optreedt, trekt u de katheter een paar millimeter voor de oprukkende weer.
- Plaats de katheter ongeveer 10 mm in de luchtpijp. Zorg ervoor dat de insertie niet te diep is, omdat dit zal resulteren in unilaterale instillatie van vloeistof in de rechter of linker belangrijkste bronchus.
- Injecteren LPS (5 µ g/g BW) verdund in PBS met behulp van een pipet [geïnjecteerd volume is afhankelijk van de muis lichaamsgewicht (bijv. 20 g lichaamsgewicht → gebruik 50 µ L van LPS oplossing)].
Opmerking: de muis zal meestal reageren met hoesten of hijgend naar een goede instillatie van vocht in de luchtpijp. - Sluit een spuit en voeg een bolus van 50 mL lucht om ervoor te zorgen dat volledige vloeibare volume wordt verdeeld in de longen. Verwijder de katheter langzaam.
- Houd de muis bovenlichaam in een rechtopstaande positie voor 30 s om lekkage van de vloeistof uit de luchtpijp te voorkomen.
- In Sham-Operated dieren, Injecteer 50 µ L van steriele PBS intratracheally in plaats van LPS.
- Injecteren buprenorfine hydrochloride 0,08 mg/kg BW onderhuids in de losse huid over de nek onmiddellijk na ALI inductie en elke 12 h daarna, tijdens de eerste 48 h.
- Handhaaf een lichaamstemperatuur van 37 °C tot het volledige bewustzijn wordt herwonnen door de muis op het verwarmende stootkussen te houden.
- Breng de muis over in een individueel geventileerde kooi met gratis toegang tot voedsel en water. Controleer de muis regelmatig. Afnemende lichaamstemperatuur en respiratoire depressie geeft een goede inductie van ALI.
2. bloedbemonstering, bronchoalveolaire lavage, orgaan oogsten
Opmerking: timing van euthanization hangt af van de wetenschappelijke kwestie aangepakt. Meestal wordt het uitgevoerd 12-72 h na LPS instillatie3,4,9,10. De strengheid van ALI kan klinisch door regelmatige observatie van lichaamstemperatuur en ademhalingsklachten11worden bepaald.
- Induceren anesthesie door het plaatsen van de muis in een kamer overstroomd met Isofluraan. Gebruik 3 vol% Isofluraan met een zuurstof stroom van 1 L/min. zorg voor diepe narcose door het induceren van een tactiele stimulus. In geval van onvoldoende diepte van de anesthesie, verhogen Isofluraan tot 5 vol%.
- Offer de muis in diepe anesthesie door Atlantisch-achterhoofd dislocatie.
- Bevestig de muis met tape op een operatietafel en binnenkort ontsmet de vacht over de buik met 70% ethanol. Open de buikholte zorgvuldig in de mediaanlijn met een schaar en een pincet. Verwijder delen van de darm om toegang te krijgen tot de vena cava inferior (IVC) recht op de wervelkolom en de abdominale aorta.
- Zoek de nier aderen en plaats een gebogen 23 G canula aangesloten op een 1 mL spuit in het IVC direct onder de samenvloeiing van de aderen. Aspireren 250 µ L van bloed en de overdracht in een 1,5 mL buis gevuld met 20 µ L van 0,5 M ethylenediaminetetraacetic zuur (EDTA) oplossing. Schud zachtjes te vergemakkelijken EDTA mengen en zet de buis op ijs.
- Voor bronchoalveolaire lavage (BAL), bereid drie 1 mL spuiten met 0,5 mL steriel PBS en 0,1 mL lucht elk. Desinfecteer binnenkort de vacht van de keel met 70% ethanol en voorzichtig bloot de luchtpijp met een schaar en een pincet. Mobiliseren van de luchtpijp en wikkel rond een hechtdraad.
- Voer BAL: punctie de luchtpijp met behulp van micro-schaar en plaats een 22 G veneuze katheter gesneden tot een lengte van 20 mm. Bevestig de katheter met de hechtdraad en instillate 0,5 mL steriel PBS en 0,1 mL lucht. Aspireren de vloeistof na 60 s. Herhaal de procedure met de extra twee spuiten en het verzamelen van de hele aspireren in een 15 mL buis op ijs.
- Open zorgvuldig de thorax met een schaar en een pincet om de longen te oogsten. Snijd het middenrif langs de kostbare marge en snijd door de ribben met twee laterale incisies. Vermijd voorzichtig prikken de longen. Til het borstbeen craniale en vast te stellen of te verwijderen.
- Bereid 2 10 mL spuiten met 37 °C warme PBS (zonder calcium en magnesium). Maak een kleine incisie in de linker ventrikel. Punctie de rechter ventrikel met een 26 G canula en spoel de pulmonale circulatie met de voorverwarmde PBS. Wees je bewust van de longen draaien bleke tijdens de procedure.
- Verwijder de rechter kwab van de longen en snijd het in twee helften. Snap-Freeze ze in vloeibare stikstof, gevolgd door lange-termijn opslag bij-80 °C voor verdere genexpressie en eiwitanalyse.
- Verwijder de hele linker long en meng het in een 48 goed plaat doorgehakt het weefsel met schaar en pincet. Incubeer het weefsel in 2 mL van de spijsvertering buffer [RPMI 1640 met 10% foetale kalf serum (FCS) en 0,1% NaN3, Collagenase I (1 mg/ml), en DNase II (7 mg/ml)] bij 37 °c voor 60 min. Voer verdere homogenisering uit door zorgvuldig de stukken van het longweefsel omhoog te pipetten en neer.
3. weefsel voorbereiding voor FACS analyse
- Bereid verse FACS buffer (tabel 1): gebruik altijd calcium-en magnesium vrije PBS om kation-afhankelijke cel-naar-cel adhesie te verminderen en te voorkomen dat klonteren. Supplement met FCS (1%) om cellen te beschermen tegen apoptosis, voorkomen dat niet-specifieke kleuring, en voorkomen dat cellen vasthouden aan de FACS buizen. Omvatten EDTA (0,5 mM) om kation-gebaseerde cel-naar-cel adhesie te voorkomen bij het werken met kleverige en aanhangende cellen zoals macrofagen. Voeg natrium azide (0,1%), omdat het voorkomt bacteriële besmetting en het fotobleken van fluorochromes en blokkeert antilichaam vergieten.
- Breng de bloedmonsters (stap 2,4) over in 5 mL FACS buizen en meng het bloed voorzichtig met 2 mL rode bloedcel lysis buffer. Zet de buizen op ijs en eindig de reactie na 2 min door toevoeging van 2 mL ijskoude PBS. Centrifugeer de monsters voor 5 min bij 400 x g en gooi de bovendrijvende. Hersuspendeer de cel pellet met 60 µ L van FACS buffer en proces voor de daaropvolgende FACS kleuring volgens eerder beschreven protocollen12.
Opmerking: timing van de euthanization van de muis invloeden leukocyten tellen als onderdeel van de systemische ontsteking. Daarom is het raadzaam om de cel nummer aan te passen aan 1 x 106 cellen/60 µ l in deze stap om de beste kleuring resultaten voor flow Cytometry analyse te bereiken. - Centrifugeer BAL vloeistof (stap 2,6) voor 5 min bij 400 x g. Aspireren de bovendrijvende en bevriezen in vloeibare stikstof, gevolgd door opslag op lange termijn bij-80 °C voor verdere eiwitanalyse. Opnieuw op te schorten BAL Cell pellet met 2 mL koude FACS buffer, breng de schorsing in een 5 mL FACS buis met behulp van een 100 µm mesh filter om haren te beperken.
- Nogmaals, Centrifugeer het monster voor 5 min bij 400 x g. Hersuspendeer de pellet met 60 µ L van FACS buffer en proces voor de daaropvolgende FACS kleuring volgens eerder beschreven protocollen12.
Opmerking: timing van de euthanization van de muis invloeden leukocyten tellen in BAL als onderdeel van de ontsteking. Daarom is het raadzaam om de cel nummer aan te passen aan 1 x 106 cellen/60 µ l in deze stap om de beste kleuring resultaten voor flow Cytometry analyse te bereiken. - Breng de verteerde linker longweefsel (stap 2,10) in een 5 mL FACS buis met behulp van een 100 µ L mesh filter om klontjes extract en het spijsverteringsproces te beëindigen door toevoeging van 2 mL ijskoude FACS buffer. Centrifugeer het monster voor 5 min bij 400 x g. Gooi de bovendrijvende en hersuspendeer de pellet met 60 µ L van FACS buffer en het proces voor de daaropvolgende FACS kleuring volgens eerder beschreven protocollen12.
Nota: de timing van euthanization van de muis beïnvloedt leukocyten telling in longweefsel als deel van de ontsteking. Daarom is het raadzaam om de cel aantal aan te passen aan 1 x 106 cellen/60 µ l om de beste kleuring resultaten voor flow Cytometry analyse te bereiken. - Voor FACS analyse, incubeer cellen met CD16/CD32 antilichaam bij 4 °C voor 15 min te blokkeren niet-specifieke binding van immunoglobuline aan de FC-receptoren. Voeg 20 µ L van het blokkeren van oplossing aan 1 x 106 cellen in 60 µ l in een 5 ml buis toe.
- Ondertussen, bereid een Master mix met FACS buffer en antilichamen zoals beschreven in tabel 2.
- Na het blokkeren, niet wassen van de cellen. Voeg 20 µ L van antilichamen Master Mix per monster toe om een definitief volume van 100 µ L. Incubeer de monsters voor 20 min in het donker bij 4 ° c te verkrijgen.
- Was elk monster met 1 mL FACS buffer en Centrifugeer gedurende 5 min bij 400 x g. Gooi de bovendrijvende en hersuspendeer de pellet met FACS buffer naar de juiste cel concentratie voor FACS metingen.
Nota: een cel aantal van 1 x 106 cellen/500 µ l wordt voorgesteld om de beste immune fenotyping resultaten in FACS analyse met dit protocol te bereiken. Het is echter aanbevolen dat antilichamen moeten individueel worden getitratied. - Indien nodig, voeg Live/Dead vlekken voorafgaand aan het oppervlak vlekken met behulp van specifieke commercieel beschikbare kits8.
- Tot slot, voeg vaste nummers van commercieel beschikbare fluorochrome-gekoppelde kalibratie kralen (3 x 105 kralen in 20 µ l van FACS buffer) aan elk monster om absolute cel nummers te bepalen12. De gating-strategie voor bloed-, BAL-en weefselcellen wordt weergegeven in Figuur 2.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De beschreven aanpak voor het induceren van ALI in muizen werd gevalideerd door de beoordeling van cytokine-expressie, Neutrofiele granulocyt infiltratie, en alveolo-capillaire barrière verstoring 24 h en 72 h na LPS instillatie. PBS-geïnjecteerde dieren diende als controle. Intratracheal LPS toediening geïnduceerde een robuuste Long proinflammatoire respons. De uitdrukking van TNF-α in longweefsel was beduidend upgereguleerd, het bereiken van een aanhoudende en meer dan 50-voudige toename ten opzichte van de controledie...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Minimale invasieve, eenvoudige behandeling, en een goede reproduceerbaarheid zijn de belangrijkste kenmerken van de gepresenteerde aanpak om ALI te induceren in een klein knaagdier model. Het gebruik van LPS in plaats van hele bacteriën in diermodellen heeft voordelen. Het is een stabiele en zuivere verbinding en kan in gelyofiliseerde vorm tot gebruik worden opgeslagen. Het is een krachtige stimulans voor aangeboren immuunsysteem reacties via de TLR4 pathway, en de biologische activiteit kan gemakkelijk worden gekwantif...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
De auteurs willen Jan kleiner en Susanne Schulz bedanken voor het verlenen van technische ondersteuning. De auteurs erkennen de uitstekende ondersteuning van de flow Cytometry core Facility aan de medische faculteit van de Universiteit van Bonn. De auteurs kregen geen financiering van een externe organisatie. Een deel van de gegevens in de resultaten sectie en afgebeeld in Figuur 3 is reeds getoond in een vorige publicatie8.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 1 ml spuiten | BD, Franklin Lakes, NJ, USA | 300013 | |
| 10 ml spuiten | BD, Franklin Lakes, NJ, USA | 309110 | |
| Anti-CD115 (c-fms) APC | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | 17-1152-80 | |
| Anti-CD11b (M1/70) - FITC | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | 11-0112-81 | |
| Anti-CD45 (30-F11) - eF450 | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | 48-0451-82 | |
| Anti-F4/80 (BM-8) - PE Cy7 | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | 25-4801-82 | |
| Anti-Gr1 (RB6-8C5) | BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, USA | 552093 | |
| Anti-Ly6C (HK1.4) PerCP-Cy5.5 | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | 45-5932-82 | |
| Anti-Ly6G (1A8) APC/Cy7 | Bio Legend, San Diego, CA | 127623 | |
| Buprenorfine hydrochloride | Indivior UK Limited, Berkshire, UK | ||
| C57BL/6 muizen, vrouwelijk, 10 - 12 weken oud | Charles River, Wilmongton, MA, USA | ||
| CaliBRITE APC-beads (6µm) | BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, USA | 340487 | |
| Canula 23 gauge 1'' | BD, Franklin Lakes, NJ, USA | 300800 | |
| Canula 26 gauge 1/2'' | BD, Franklin Lakes, NJ, USA | 303800 | |
| Cell strainer 70 µm | BD Biosciences, Franklin Lakes, NJ, USA | 352350 | |
| Collageenase Type I | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | 1148089 | |
| Deoxyribonuclease II | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | D8764 | |
| Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (PBS), steriele | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | D8662 | |
| Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline (PBS), zonder calciumchloride en magnesiumchloride, steriele | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | D8537 | |
| Ethyleendiaminetetraazijnzuur (EDTA) oplossing | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | E7889 | |
| FACS buizen, 5 ml | Sarstedt, Nümbrecht, Duitsland | 551579 | |
| Fetaal kalfs serum (FCS) | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | F2442 | |
| Pincet | Fine Science Tools, Heidelberg, Duitsland | 11049-10 | |
| Isofluraan | Baxter, Unterschleißheim, Duitsland | ||
| Ketamine hydrochloride | Serumwerk Bernburg, Bernburg, Duitsland | ||
| Lipopolysacchariden (LPS) van Escherichia coli O111:B4 | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | L2630 | |
| LIVE/DEAD Fixable Dead Cell Green Kit | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | L23101 | |
| Gezuiverde rat Anti-muis CD16/CD32 (muis BD Fc Block™), Clone 2.4G2 | BD, Franklin Lakes, NJ, USA | 553141 | |
| Rode bloedcel lyse buffer | Thermo Fisher, Waltham, MA, USA | 00-4333-57 | |
| RPMI-1640, met L-glutamine en natriumbicarbonaat | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | R8758 | |
| Schaar | Fine Science Tools, Heidelberg, Duitsland | 14060-09 | |
| Natriumazid (NaN3) | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | S2002 | |
| Spring schaar | Fine Science Tools, Heidelberg, Duitsland | 15018-10 | |
| Weefselpincet | Fine Science Tools, Heidelberg, Duitsland | 11021-12 | |
| Buizen | Eppendorf, Hamburg, Duitsland | 30125150 | |
| Veneuze katheter, 22 gauge | B.Braun, Melsungen, Duitsland | 4268091B | |
| Xylazin hydrochloride | Serumwerk Bernburg, Bernburg, Duitsland |
Referenties
- Fink, M. P. Animal models of sepsis. Virulence. 5 (1), 143-153 (2014).
- Lu, Y. -C., Yeh, W. -C., Ohashi, P. S. LPS/TLR4 signal transduction pathway. Cytokine. 42 (2), 145-151 (2008).
- Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (3), 379-399 (2008).
- Rabelo, M. A. E., et al. Acute Lung Injury in Response to Intratracheal Instillation of Lipopolysaccharide in an Animal Model of Emphysema Induced by Elastase. Inflammation. 41 (1), 174-182 (2018).
- Liu, F., Li, W., Pauluhn, J., Trübel, H., Wang, C. Lipopolysaccharide-induced acute lung injury in rats: comparative assessment of intratracheal instillation and aerosol inhalation. Toxicology. 304, 158-166 (2013).
- Rittirsch, D., et al. Acute Lung Injury Induced by Lipopolysaccharide Is Independent of Complement Activation. Journal of Immunology. 180 (11), Baltimore, Md. 7664-7672 (2008).
- D'Alessio, F. R., et al. CD4+CD25+Foxp3+ Tregs resolve experimental lung injury in mice and are present in humans with acute lung injury. The Journal of Clinical Investigation. 119 (10), 2898-2913 (2009).
- Ehrentraut, H., Weisheit, C., Scheck, M., Frede, S., Hilbert, T. Experimental murine acute lung injury induces increase of pulmonary TIE2-expressing macrophages. Journal of Inflammation. 15, 12(2018).
- Szarka, R. J., Wang, N., Gordon, L., Nation, P. N., Smith, R. H. A murine model of pulmonary damage induced by lipopolysaccharide via intranasal instillation. Journal of Immunological Methods. 202 (1), 49-57 (1997).
- Reutershan, J., Basit, A., Galkina, E. V., Ley, K. Sequential recruitment of neutrophils into lung and bronchoalveolar lavage fluid in LPS-induced acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 289 (5), 807-815 (2005).
- Hoegl, S., et al. Capturing the multifactorial nature of ARDS - approach to model murine acute lung injury. Physiological Reports. 6 (6), (2018).
- Weisheit, C., et al. Ly6Clow and Not Ly6Chigh Macrophages Accumulate First in the Heart in a Model of Murine Pressure-Overload. PLoS ONE. 9 (11), (2014).
- Grommes, J., Soehnlein, O. Contribution of Neutrophils to Acute Lung Injury. Molecular Medicine. 17 (3-4), 293-307 (2011).
- Müller-Redetzky, H. C., Suttorp, N., Witzenrath, M. Dynamics of pulmonary endothelial barrier function in acute inflammation: mechanisms and therapeutic perspectives. Cell and Tissue Research. 355 (3), 657-673 (2014).
- Fujita, M., et al. Endothelial cell apoptosis in lipopolysaccharide-induced lung injury in mice. International Archives of Allergy and Immunology. 117 (3), 202-208 (1998).
- Doyen, V., et al. Inflammation induced by inhaled lipopolysaccharide depends on particle size in healthy volunteers. British Journal of Clinical Pharmacology. 82 (5), 1371-1381 (2016).
- Stephens, R. S., Johnston, L., Servinsky, L., Kim, B. S., Damarla, M. The tyrosine kinase inhibitor imatinib prevents lung injury and death after intravenous LPS in mice. Physiological Reports. 3 (11), (2015).
- Yu, Y., Jing, L., Zhang, X., Gao, C. Simvastatin Attenuates Acute Lung Injury via Regulating CDC42-PAK4 and Endothelial Microparticles. Shock. 47 (3), Augusta, Ga. 378-384 (2017).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
