Methodenartikel

Het bestuderen van Linker Ventriculaire Omgekeerde Remodeling door Aorta Debanding in Knaagdieren

DOI:

10.3791/60036

⸱

14 juli 2021

 ,  ,  , 
1Unidade de Investigação Cardiovascular, Departamento de Cirurgia e Fisiologia, Faculdade de Medicina, Universidade do Porto

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier beschrijven we een stapsgewijs protocol van chirurgische aorta-debanding in het gevestigde muizenmodel van aorta-vernauwing. Deze procedure maakt het niet alleen mogelijk om de mechanismen te bestuderen die ten grondslag liggen aan de linker ventriculaire omgekeerde remodellering en regressie van hypertrofie, maar ook om nieuwe therapeutische opties te testen die myocardherstel kunnen versnellen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Om de linker ventriculaire (LV) reverse remodeling (RR) beter te begrijpen, beschrijven we een knaagdiermodel waarbij muizen na aortabanding-geïnduceerde LV-remodellering RR ondergaan bij verwijdering van de aortavernauwing. In dit artikel beschrijven we een stapsgewijze procedure om een minimaal invasieve chirurgische aorta-debanding bij muizen uit te voeren. Echocardiografie werd vervolgens gebruikt om de mate van cardiale hypertrofie en disfunctie tijdens LV-remodellering en RR te beoordelen en om de beste timing voor aortadebanding te bepalen. Aan het einde van het protocol werd terminale hemodynamische evaluatie van de hartfunctie uitgevoerd en werden monsters genomen voor histologische studies. We toonden aan dat debanding geassocieerd is met chirurgische overlevingspercentages van 70-80%. Bovendien veroorzaakt de significante vermindering van ventriculaire nabelasting twee weken na de de banding de regressie van ventriculaire hypertrofie (~20%) en fibrose (~26%), herstel van diastolische disfunctie zoals beoordeeld door de normalisatie van linkerventrikelvulling en einddiastolische druk (E/e' en LVEDP). Aorta-debanding is een nuttig experimenteel model om LV RR bij knaagdieren te bestuderen. De mate van myocardherstel is variabel tussen proefpersonen, waardoor de diversiteit van RR die optreedt in de klinische context, zoals aortaklepvervanging, wordt nagebootst. We concluderen dat het aortabanding/debanding model een waardevol hulpmiddel is om nieuwe inzichten in de mechanismen van RR te ontrafelen, namelijk de regressie van cardiale hypertrofie en het herstel van diastolische disfunctie.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De vernauwing van de transversale of oplopende aorta in de muis is een veel gebruikt experimenteel model voor drukoverbelasting-geïnduceerde cardiale hypertrofie, diastolische en systolische disfunctie en hartfalen1,2,3,4. Aorta-vernauwing leidt in eerste instantie tot gecompenseerde linkerventrikel (LV) concentrische hypertrofie om wandspanning te normaliseren1. Onder bepaalde omstandigheden, zoals langdurige hartstapeling, is deze hypertrofie echter onvoldoende om de wandspanning te verminderen, waardoor diastolische en systolische disfunctie (pathologische hypertrofie) wordt veroorzaakt5. Tegelijkertijd leiden veranderingen in extracellulaire matrix (ECM) tot de collageenafzetting en crosslinking in een proces dat bekend staat als fibrose, dat kan worden onderverdeeld in vervangende fibrose en reactieve fibrose. Fibrose is in de meeste gevallen onomkeerbaar en brengt het myocardherstel in gevaar na overbelastingsontlasting6,7. Niettemin, recente cardiale magnetische resonantie beeldvorming studies bleek dat reactieve fibrose in staat is om terug te gaan op de lange termijn8. Al met al maken fibrose, hypertrofie en hartdisfunctie deel uit van een proces dat bekend staat als myocardremodellering dat snel evolueert naar hartfalen (HF).

Het begrijpen van de kenmerken van myocardremodellering is een belangrijk doel geworden voor het beperken of omkeren van de progressie ervan, de laatste bekend als reverse remodeling (RR). De term RR omvat elke myocardverandering die chronisch wordt omgekeerd door een bepaalde interventie, zoals farmacologische therapie (bijv. antihypertensieve medicatie), klepchirurgie (bijv. aortastenose) of ventriculaire hulpmiddelen (bijv. chronische HF). RR is echter vaak onvolledig als gevolg van de heersende hypertrofie of systolische / diastolische disfunctie. Zo ontbreekt de verduidelijking van de onderliggende mechanismen van RR en nieuwe therapeutische strategieën nog steeds, wat meestal te wijten is aan de onmogelijkheid om bij de meeste van deze patiënten toegang te krijgen tot menselijk myocardweefsel tijdens RR en deze te bestuderen.

Om deze beperking te overwinnen, hebben knaagdiermodellen een belangrijke rol gespeeld bij het bevorderen van ons begrip van de signaleringsroutes die betrokken zijn bij HF-progressie. In het bijzonder is aortadebanding van muizen met een aortavernauwing een nuttig model om de moleculaire mechanismen te bestuderen die ten grondslag liggen aan ongunstige LV-remodellering9 en RR10,11, omdat het het mogelijk maakt myocardmonsters op verschillende tijdstippen in deze twee fasen te verzamelen. Bovendien biedt het een uitstekende experimentele setting om potentiële nieuwe doelen te testen die RR kunnen bevorderen / versnellen. In aortastenosecontext kan dit model bijvoorbeeld informatie verschaffen over de moleculaire mechanismen die betrokken zijn bij de enorme diversiteit van myocardrespons die ten grondslag ligt aan de (on)volledigheid van de RR6,12, evenals de optimale timing voor klepvervanging, wat een grote tekortkoming van de huidige kennis vertegenwoordigt. De optimale timing voor deze interventie is inderdaad een onderwerp van discussie, vooral omdat het wordt gedefinieerd op basis van de omvang van aortagradiënten. Verschillende studies pleiten ervoor dat dit tijdspunt misschien te laat is voor het myocardherstel, omdat fibrose en diastolische disfunctie vaak al aanwezig zijn12.

Voor zover wij weten, is dit het enige diermodel dat het proces van zowel myocardremodellering als RR samenvatten dat plaatsvindt in omstandigheden zoals aortastenose of hypertensie voor en na klepvervanging of het begin van antihypertensiva.

Om de hierboven samengevatte uitdagingen aan te pakken, beschrijven we een chirurgisch diermodel dat zowel bij muizen als ratten kan worden geïmplementeerd en de verschillen tussen deze twee soorten aanpakt. We beschrijven de belangrijkste stappen en details die betrokken zijn bij het uitvoeren van deze operaties. Tot slot rapporteren we de belangrijkste veranderingen die plaatsvinden in de LV vlak voor en tijdens RR.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierproeven voldoen aan de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren (NIH-publicatie nr. 85–23, herzien in 2011) en de Portugese wet op het dierenwelzijn (DL 129/92, DL 197/96; P 1131/97). De bevoegde lokale autoriteiten hebben dit experimentele protocol (018833) goedgekeurd. Zeven weken oude mannelijke C57B1/J6 muizen werden in geschikte kooien gehouden, met een regelmatige 12/12 uur licht-donker cyclus omgeving, een temperatuur van 22 °C en 60% vochtigheid met toegang tot water en een standaard dieet ad libitum.

1. Voorbereiding van het operatiegebied

  1. Desinfecteer de operatieplaats met 70% alcohol en plaats een wegwerptafeldeksel boven het operatiegebied.
  2. Steriliseer alle instrumenten voor de operatie.
    OPMERKING: Deze procedure vereist een microchirurgische schaar, 2 fijne gebogen tangen, 3 fijne rechte tangen, een scalpel, een kleine tang, een schuine dissectorschaar, een naaldhouder, een ultrafijn ligatiehulpmiddel, 2 hemostasemiddelen en ten slotte een magnetisch fixatorterugtreksysteem wordt sterk aanbevolen (Figuur 1A).
  3. Curve de punt van een 26 G stompe naald tot 90° voor een gemakkelijkere benadering van de aorta. Een naald van 26 G creëert een aortavernauwing met een diameter van 0,45 mm (figuur 1B).
  4. Stel de temperatuur van het verwarmingskussen in op 37 ± 0,1 °C.

2. Muizenvoorbereiding en intubatie

  1. Verdoof jonge C57B1/J6 muizen (20-25 g) door inademing van 8% sevofluraan met 0,5 - 1,0 L/min 100% O2 in een kegelbuisje.
  2. Controleer de diepte van de anesthesie met behulp van de teenknijpontwenningsreflex.
  3. Plaats de muis bij dorsale ligfiets op een hellende plaat en ga verder met orotracheale intubatie.
  4. Beweeg de muis naar het verwarmingskussen en sluit de orotracheale buis snel aan op de ventilator om de mechanische ventilatie te starten.
  5. Stel de ventilatorparameters in op een frequentie van 160 ademhalingen/min en een getijdenvolume van 10 ml/kg.

3. Voorbereiding op chirurgie (voor zowel banderolleren als debanderen operaties)

  1. Scheer en breng de ontharingscrème aan van de halslijn tot het midden van de borst van de muizen.
  2. Breng ooggel aan op de ogen van de dieren om uitdroging uit het hoornvlies te voorkomen.
  3. Plaats een rectale sonde en de oximeter op de poot of staart voor het bewaken van respectievelijk temperatuur en zuurstoftoevoer in het bloed en de hartslag.
    OPMERKING: Anesthesie veroorzaakt aanzienlijke onderkoeling, daarom is het belangrijk om de normale lichaamstemperatuur tijdens de operatie te handhaven om een snelle daling van de hartslag te voorkomen.
  4. Zorg voor anesthesie met sevofluraan (2,0 - 3,0%). Controleer het juiste niveau van anesthesie door het ontbreken van de teenknijpreflex.
  5. Plaats de muizen in rechts-laterale decubitus op een verwarmingskussen en bevestig de ledematen aan het magnetische fixatorterugtreksysteem met een tape om het dier tijdens de operatie in de juiste positie te houden (Figuur 2, Figuur 3A).
  6. Desinfecteer de muizenborst met 70% alcohol gevolgd door providon-jodiumoplossing.

4. Oplopende aortabandoperatie

OPMERKING: Raadpleeg 2 , 3,4,13voor een gedetailleerde protocolbeschrijving .

  1. Voer met een wegwerpmes een kleine (~ 0,5 cm) huidincisie uit aan de linkerkant direct onder het okselniveau en ontleed de huid.
  2. Ontleed en scheid voorzichtig de pectoralisspier en andere spierlagen totdat de ribben zichtbaar worden. Gebruik fijne tangen en vermijd het snijden van de spier.
  3. Identificeer onder een microscoop de intercostale ruimtes en open een kleine incisie tussen de 2e en 3 rd intercostale ruimte met fijne tang.
  4. Trek de ribben terug door het borstoprolmechanisme te plaatsen (afbeelding 2A).
  5. Gebruik kleine tangen om de thymische kwabben voorzichtig te ontleden en te scheiden totdat de oplopende aorta zichtbaar wordt.
    OPMERKING: Katoenen applicatoren moeten handig zijn in geval van bloeding. Warme steriele zoutoplossing moet subcutaan worden toegediend in geval van significante bloedingen (bijv. de borstslagader).
  6. Gebruik kleine tangen om de aorta voorzichtig te ontleden.
    OPMERKING: Aorta wordt beschouwd als ontleed wanneer er geen vet of andere verklevingen omheen zijn en het mogelijk is om het vat gemakkelijk te omringen met een kleine curve forceps.
  7. Plaats na aortadissectie een 7-0 polypropyleen ligatuur rond de aorta met behulp van ligatiehulpmiddel en gebogen tang (figuur 2B).
  8. Plaats de stompe naald van 26 G evenwijdig aan de aorta (punt gericht op de muizenkop) (afbeelding 2B). Voor muizen met een gewicht van 20-25 g induceert deze naald een reproduceerbare 65-70% aortavernauwing.
  9. Maak 2 losse knopen rond de aorta en de 26 G naald met behulp van 2 tangen (Figuur 2B).
  10. Draai de1e knoop vast en snel daarna de2e knoop. Bevestig kort de juiste positionering van de vernauwing en verwijder snel de naald om de aortabloedstroom te herstellen. Maak ten slotte een 3rd knoop (BA-groep).
  11. Herpositioneer de thymus en de spieren in hun beginpositie.
  12. Voer de schijnprocedure uit die identiek is aan de vernauwingsprocedure, maar houd de hechting los rond de aorta (SHAM-groep).
  13. Snijd de uiteinden van de hechting door en verwijder het oprolmechanisme van de borstkas.
    OPMERKING: Korte hechtingsuiteinden kunnen de kans vergroten dat knopen losraken met aortadruk, terwijl lange uiteinden de debandingsprocedure riskanter maken, omdat er verklevingen kunnen optreden tussen de hechting en het linkeratrium.
  14. Sluit de borstwand met een 6-0 polypropyleen hechtdraad met een eenvoudige onderbroken of continue hechting met behulp van het laagst mogelijke aantal hechtingen. Draai de laatste borstknoop aan met de longen opgeblazen aan het einde inspiratie door de uitstroom van de ventilator voor 2s af te knijpen om de longen opnieuw op te blazen.
  15. Sluit de huid met een 6-0 zijde/polypropyleen hechtdraad in een continu hechtpatroon.
    OPMERKINGEN: Als een recentere ventilator wordt gebruikt, is het mogelijk om deze te programmeren om te pauzeren in inspiratie (Setup-Advanced-Pause-Inspiration)

5. Postoperatieve zorg

  1. Breng providon-jodiumoplossing aan op de hechtplaats van de huid.
  2. Voor de juiste analgesie, buprenorfine subcutaan 0,1 mg/kg toedienen, tweemaal daags, totdat het dier volledig herstelt (meestal 2-3 dagen na de operatie).
  3. Injecteer steriele zoutoplossing intraperitoneaal om uitdroging te voorkomen in geval van significante bloedingen tijdens de operatie.
  4. Schakel de anesthesie uit (zonder de muis te deïntuberen) en wacht tot het dier de reflexen herstelt (snorharenbewegingen zijn een ontwakend signaal) en spontaan begint te ademen.
  5. Verwijder de luchtpijp canule.
  6. Laat het dier herstellen in een incubator bij 37 °C.
  7. Breng het dier na volledig herstel terug naar een licht/donker fietsruimte van 12 uur.

6. Aorta debanding chirurgie

  1. Zeven weken later voert u de debanding van de aorta uit bij de helft van de BA-dieren en verwijdert u de losse hechting van de helft van de SHAM-muizen, waardoor 2 nieuwe groepen ontstaan - respectievelijk debanding (DEB) en debanding SHAMA (DESHAM). DESHAM vertegenwoordigt de controle voor de DEB-groep (figuur 4).
  2. Herhaal alle hierboven genoemde stappen 2.1 tot en met 3.6.
  3. Ontleed voorzichtig de weefsels, verklevingen en fibrose rond de aorta totdat de vernauwing zichtbaar wordt.
  4. Ontleed de aorta voorzichtig en scheid de hechting van de aorta. Knip de hechtdraad met een schuine veerschaar met één sonde (figuur 3B).
  5. Sluit de borstwand met een 6-0 polypropyleen hechtdraad met een eenvoudige onderbroken of continue hechting met behulp van het minimum aantal mogelijke hechtingen.
    OPMERKING: Probeer de laatste borst hechting aan te spannen wanneer de longen zijn opgeblazen om pneumothorax te voorkomen.
  6. Sluit de huid met een 6-0 zijde/polypropyleen hechtdraad in een continu hechtpatroon.
  7. Voer alle postoperatieve zorgprocedures uit zoals vermeld in 5.
  8. Offer de dieren 2 weken later op.

7. Echocardiografie om de hartfunctie en linkerventrikelhypertrofie in vivo te beoordelen

  1. Voer het echocardiografisch onderzoek elke 2-3 weken uit om de progressie van hypertrofie en hartfunctie te volgen.
  2. Verdoof de dieren, zoals beschreven, door inademing van 5% sevofluraan met een neuskegel. Pas het anesthesieniveau aan door het te verlagen tot 2,5%.
  3. Scheer en breng de ontharingscrème aan van de halslijn tot het midden van de borst.
  4. Plaats het dier op een verwarmingskussen en plaats de ECG-elektroden. Verzeker een goed ECG-spoor en behoud de hartslag tussen 300 en 350 slagen/min.
  5. Controleer de temperatuur (~37 °C).
  6. Breng echogel aan en plaats het dier bij de linker laterale decubitus.
  7. Start de echocardiografie en pas de instellingen aan.
  8. Plaats een ultrasone sonde over de thorax.
  9. Beoordeel de drukgradiënt over de banderolleren op respectievelijk 7 en 2 weken na de banderollerings- en debandingoperatie. Plaats de sonde op de LV lange as en plaats de straal over de aorta. Druk op de toets PW om gepulseerde golf Doppler echocardiografie te activeren. Na zeven weken banderolleren worden aortagradiënten >25 mmHg in de gestreepte dieren.
  10. Neem tweedimensionale geleide beelden van aorta op die de aan- of afwezigheid van de oplopende aortavernauwing laten zien om de effectiviteit van de banderolleren en debanding anatomisch te visualiseren.
    OPMERKING: Het is mogelijk om turbulente stroming op vernauwingsniveau te visualiseren als de kleurmodus beschikbaar is.
  11. Beoordeel hypertrofie door de sonde op een LV korte as te plaatsen, op papillaire spierniveau, en druk op M-modus tracing om LV voorste wand (LVAW), LV diameter (LVD) en LV posterieure wand (LVPW) in diastole (D) en systole (S) te visualiseren (Figuur 5).
  12. Beoordeel de systolische functie, bereken de ejectiefractie en fractionele verkorting zoals eerder beschreven14,15.
  13. Beoordeel de diastolische functie door 1) het bepalen van de piek van gepulseerde golf Doppler van de vroege en late mitralisstroomsnelheid (respectievelijk E- en A-golven) met behulp van een apicale 4-kamer apicale weergave net boven de mitralisbijsluiters; 2) registratie van laterale mitralis-ringvormige myocard vroege diastolische (E') en piek systolische (S') snelheden met behulp van pulsed-TDI en apicale 4-kamer apicale weergave (Figuur 5).
  14. Registreer ten minste drie opeenvolgende heartbeats voor elke parameterbeoordeling. Deze waarden worden vervolgens gemiddeld.

8. Hemodynamische beoordeling

  1. Voer aan het einde van het protocol (figuur 4) de laatste echocardiografie uit, zoals beschreven in 7, vóór de terminale hemodynamische beoordeling.
  2. Herhaal stap 2.1 tot en met 3.6.
  3. Canuleer de juiste halsader en perfuseer steriele zoutoplossing bij 64 ml/kg/h.
  4. Draai het dier lichtjes naar de linkerkant en maak een huidincisie ter hoogte van de xiphoid appendix.
  5. Scheid de huid van de spier met een tang of met een schaar.
  6. Maak een laterale incisie tussen de linkerribben op het niveau van de xiphoid appendix.
  7. Voer een linker laterale thoracotomie uit om het hart volledig bloot te stellen.
    OPMERKING: Om bloedingen en longschade te voorkomen, steekt u een wattenstaafje in de borstholte en duwt u de long voorzichtig terwijl u twee hemostases aan de rechter- en linkerkant van de te snijden plaats inbrengt.
  8. Verwarm de P-V-luskatheters voor in een waterbad bij 37 °C.
  9. Kalibreer de katheter (opstelling, kanaalinstelling, kies het juiste kanaal voor druk en volume, eenheden).
  10. Plaats een katheter apically in de LV en zorg ervoor dat de volumesensoren zich tussen de aortaklep en de top bevinden. Volumes kunnen worden beoordeeld aan de hand van echocardiografie (figuur 5). Visualisatie van de drukvolumelussen helpt om de juiste positionering van de katheter te bevestigen (Figuur 6).
  11. Laat het dier 20-30 minuten stabiliseren zonder significante veranderingen in de vorm van de drukvolumelussen.
  12. Als de ventilatie aan het einde van de vervaldatum is opgehangen, moet u basisregistraties verkrijgen (figuur 6). Continu gegevens verkrijgen bij 1.000 Hz om vervolgens offline te worden geanalyseerd door de juiste software.
  13. Bereken parallelle geleiding na de hypertone zoutoplossing bolus (10%, 10 μL).
  14. Terwijl verdoofd, offer het dier door exsanguinatie, verzamel en centrifugeer het bloed.
  15. Tot slot, accijns en verzamel het hart. Weeg het hart, de linker en de rechterventrikel afzonderlijk af en bewaar de monsters onmiddellijk in vloeibare stikstof of formaline voor respectievelijk latere moleculaire of histologische studies.

9. Aortabanding/debanding procedure bij ratten

  1. Voer aortabanding uit in jonge Wistar (70-90 g) met behulp van een 22 G naald en 6-0 polypropyleen ligatuur om de aorta te vernauwen.
  2. Zorg voor een goede verdoving en pijnstillende procedures met respectievelijk 3-4% sevofluraan en 0,05 mg/kg buprenorfine.
  3. Verzeker tijdens echocardiografie een hartslag die altijd hoger is dan 300 / min (idealiter tussen 300 en 350).
  4. Voordat u stap 8.9 de rataorta voorzichtig ontleedt, plaatst u er een stroomsonde omheen om de cardiale output te meten. Het gebruik van de aortastroomsonde is de gouden standaardprocedure voor ratten.
  5. Voor de hemodynamische evaluatie kannuleren van de halsslagader of femurader voor vloeistoftoediening (32 ml/kg/h).
  6. Vervang de drukvolumekatheter SPR-1035 door de SPR-847 of SPR-838, waarvan de afmetingen beter passen bij de afmetingen van de rattenventriculaire.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Postoperatieve en late overleving
De perioperatieve overleving van de banderollerenprocedure is 80% en de mortaliteit tijdens de eerste maand is meestal <20%. Zoals eerder vermeld, is het succes van de debanding-operatie sterk afhankelijk van hoe invasief de vorige operatie was. Na een leercurve ligt het sterftecijfer tijdens de debandingprocedures rond de 25%. Voor deze sterfte zijn meestal sterfgevallen tijdens de operatieprocedure, waaronder aorta of linker atriumruptuur (bij ratten is de overlevin...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het hierin voorgestelde model bootst het proces van LV-remodellering en RR na respectievelijk aortabanding en debanding na. Daarom vertegenwoordigt het een uitstekend experimenteel model om onze kennis over de moleculaire mechanismen die betrokken zijn bij de ongunstige LV-remodellering te bevorderen en om nieuwe therapeutische strategieën te testen die myocardherstel van deze patiënten kunnen induceren. Dit protocol beschrijft stappen voor het maken van een knaagdierdiermodel van aortabanding en debanding met een minima...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen belangenverstrengeling.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs danken de Portugese Stichting voor Wetenschap en Technologie (FCT), de Europese Unie, Quadro de Referência Estratégico Nacional (QREN), Fundo Europeu de Desenvolvimento Regional (FEDER) en Programa Operacional Factores de Competitividade (COMPETE) voor de financiering van unic (UID/IC/00051/2013) onderzoekseenheid. Dit project wordt ondersteund door FEDER via COMPETE 2020 – Programa Operacional Competitividade E Internacionalização (POCI), het project DOCNET (NORTE-01-0145-FEDER-000003), ondersteund door het regionale operationele programma van Norte Portugal (NORTE 2020), in het kader van de partnerschapsovereenkomst voor Portugal 2020, via het Europees Fonds voor Regionale Ontwikkeling (EFRO), het project NETDIAMOND (POCI-01-0145-FEDER-016385), ondersteund door de Europese structuur- en investeringsfondsen, het regionale operationele programma van Lissabon 2020. Daniela Miranda-Silva en Patrícia Rodrigues worden gefinancierd door Fundação para a Ciência e Tecnologia (FCT) door fellowship grants (respectievelijk SFRH/BD/87556/2012 en SFRH/BD/96026/2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Absorption SpearsF.S.T18105-03Om vloeistoffen te absorberen tijdens de operatie
BladesF.S.T10011-00Voor het maken van de huidsnede
BuprenorfineBuprelieveAnalgesisch medicijn
CatuteryF.S.T18010-00Om exsanguinatie te voorkomen
Catutery tipsF.S.T18010-01Om exsanguinatie te voorkomen
WattenstaafjeJohnson'sOm vloeistoffen te absorberen tijdens de operatie
OntharingscremeVeetOm het dier te ontharen
Wegwerp dekbed over de operatietafelMEDKINEDYND4030SBOm het chirurgische gebied af te dekken
EchosondeSiemensSequoia 15L8WUltrageluid signaalverwerving
EchocardiograafSiemensAcuson Sequoia C512Ultrageluid signaalverwerving
Eind-expiratoire CO2 monitorKent ScientificCapnoStatOm de verzadiging van het uitademingsgas te controleren
Pincet/tangF.S.T11255-20Om de weefsels en aorta te dissecteren
Pincet/tangF.S.T11272-30Om de weefsels en aorta te dissecteren
Pincet/tangF.S.T11151-10Om de weefsels en aorta te dissecteren
Pincet/tangF.S.T11152-10Om de weefsels en aorta te dissecteren
GassysteemPenlon Sigma DeltaVoor anesthesie en mechanische ventilatie
HemostatenF.S.T13010-12Om de hechting vast te houden voordat de aorta wordt vastgebonden
HemostatenF.S.T13011-12Om de hechting vast te houden voordat de aorta wordt vastgebonden
HechthulpenF.S.T18062-12Om een hechting rond de aorta te plaatsen
Magnetische retractorF.S.T18200-20Om het dier in een goede positie te houden
NaaldhouderF.S.T12503-15Om het dier te hechten
Naald 26GB-BRAUN4665457Om als mal voor de diameter van de aortavernauwing te dienen
ZuurstofAir LiquideVoor anesthesie en mechanische ventilatie
Polipropilene hechtingVycrilW8304/W8597Om het dier te hechten en om de vernauwing te maken
Povidon-jodium oplossingBetadine®Huidantisepticum
PowerLabMillar instrumentsML880 PowerLab 16/30PV loop Signaalverwerving
PulsoximeterKent ScientificMouseStatOm de hartslag en bloedverzadiging te controleren
PVAN softwareMillar InstrumentsOm de hemodynamische gegevens te analyseren
PV loop katheterMillar instrumentsSPR-1035. 1.4 FPV loop Signaalverwerving
RetractorF.S.T17000-01Om een beter overzicht van de aorta te krijgen
Scalpet handvatF.S.T10003-12Om de huidsnede uit te voeren
SchaarF.S.T15070-08Om de hechting te snijden tijdens de ontbindingsoperatie
SchaarF.S.T14084-09Om ander materiaal tijdens de operatie te snijden, bijv. hechting, papier
SevofluraanBaxter533-CA2L9117
TemperatuurregelmoduleKent ScientificRightTempOm de lichaamstemperatuur van het dier te regelen
VentilatorKent ScientificPhysioSuiteOm het dier te beademen
WaterbadThermo Scientific™TSGP02Om de watertemperatuur adequaat te houden om de P-V loop katheters te verwarmen

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Arany, Z., et al. Transverse aortic constriction leads to accelerated heart failure in mice lacking PPAR-gamma coactivator 1alpha. Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 103 (26), 10086-10091 (2006).
  2. Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy. Journal of Visualized Experiment. (127), e56231(2017).
  3. Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K., Chow, B. K. Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice. Journal of Visualized Experiment. (121), e55293(2017).
  4. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proceedings of the National Academy of Science. 88 (18), 8277-8281 (1991).
  5. Koide, M., et al. Premorbid determinants of left ventricular dysfunction in a novel model of gradually induced pressure overload in the adult canine. Circulation. 95 (6), 1601-1610 (1997).
  6. Rodrigues, P. G., Leite-Moreira, A. F., Falcao-Pires, I. Myocardial reverse remodeling: how far can we rewind. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 310 (11), 1402-1422 (2016).
  7. Weidemann, F., et al. Impact of myocardial fibrosis in patients with symptomatic severe aortic stenosis. Circulation. 120 (7), 577-584 (2009).
  8. Bing, R., et al. Imaging and Impact of Myocardial Fibrosis in Aortic Stenosis. JACC Cardiovascular Imaging. 12 (2), 283-296 (2019).
  9. Conceicao, G., Heinonen, I., Lourenco, A. P., Duncker, D. J., Falcao-Pires, I. Animal models of heart failure with preserved ejection fraction. Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).
  10. Weinheimer, C. J., et al. Load-Dependent Changes in Left Ventricular Structure and Function in a Pathophysiologically Relevant Murine Model of Reversible Heart Failure. Circulation Heart Failure. 11 (5), 004351(2018).
  11. Bjornstad, J. L., et al. A mouse model of reverse cardiac remodelling following banding-debanding of the ascending aorta. Acta Physiologica (Oxford). 205 (1), 92-102 (2012).
  12. Yarbrough, W. M., Mukherjee, R., Ikonomidis, J. S., Zile, M. R., Spinale, F. G. Myocardial remodeling with aortic stenosis and after aortic valve replacement: mechanisms and future prognostic implications. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 143 (3), 656-664 (2012).
  13. deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. Transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiment. (38), 1729(2010).
  14. Hamdani, N., et al. Myocardial titin hypophosphorylation importantly contributes to heart failure with preserved ejection fraction in a rat metabolic risk model. Circulation: Heart Failure. 6 (6), 1239-1249 (2013).
  15. Li, L., et al. Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging. Journal of Visualized Experiment. (112), e54101(2016).
  16. Lygate, C. A., et al. Serial high resolution 3D-MRI after aortic banding in mice: band internalization is a source of variability in the hypertrophic response. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 8-16 (2006).
  17. Platt, M. J., Huber, J. S., Romanova, N., Brunt, K. R., Simpson, J. A. Pathophysiological Mapping of Experimental Heart Failure: Left and Right Ventricular Remodeling in Transverse Aortic Constriction Is Temporally, Kinetically and Structurally Distinct. Frontiers in Physiology. 9, 472(2018).
  18. Garcia-Menendez, L., Karamanlidis, G., Kolwicz, S., Tian, R. Substrain specific response to cardiac pressure overload in C57BL/6 mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulation Physiology. 305 (3), 397-402 (2013).
  19. Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
  20. Li, Y. H., et al. Effect of age on peripheral vascular response to transverse aortic banding in mice. The Journal of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 58 (10), 895-899 (2003).
  21. Ruppert, M., et al. Myocardial reverse remodeling after pressure unloading is associated with maintained cardiac mechanoenergetics in a rat model of left ventricular hypertrophy. American Journal of Physiology-Heart and Circulation Physiology. 311 (3), 592-603 (2016).
  22. Treibel, T. A., et al. Reverse Myocardial Remodeling Following Valve Replacement in Patients With Aortic Stenosis. Journal of the American College of Cardiology. 71 (8), 860-871 (2018).
  23. Dadson, K., et al. Cellular, structural and functional cardiac remodelling following pressure overload and unloading. International Journal of Cardiology. 216, 32-42 (2016).
  24. Krayenbuehl, H. P., et al. Left ventricular myocardial structure in aortic valve disease before, intermediate, and late after aortic valve replacement. Circulation. 79 (4), 744-755 (1989).
  25. McCann, G. P., Singh, A. Revisiting Reverse Remodeling After Aortic Valve Replacement for Aortic Stenosis. Journal of the American College of Cardiology. 71 (8), 872-874 (2018).
  26. Miranda-Silva, D., et al. Characterization of biventricular alterations in myocardial (reverse) remodelling in aortic banding-induced chronic pressure overload. Science Reports. 9 (1), 2956(2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Aortic DebandingLeft Ventricular RemodelingReverse RemodelingEchocardiography AssessmentHemodynamic EvaluationHistological StudiesSurgical ProcedureCardiac HypertrophyDiastolic FunctionRodent Model

Gerelateerde artikelen