Methodenartikel

Invasieve hemodynamische beoordeling voor het rechter ventrikel systeem en hypoxie-geïnduceerde pulmonale arteriële hypertensie bij muizen

8.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/60090

⸱

24 oktober 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Beijing Key Laboratory of Pre-clinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Centre for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Laboratory Animal Center, Peking University, 3Center of Cardiac Surgery for Adults, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Centre for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor het uitvoeren van een invasieve hemodynamische beoordeling van de rechter ventrikel en longslagader bij muizen met behulp van een open-borstchirurgie aanpak.

Samenvatting

Pulmonale arteriële hypertensie (PAH) is een chronische en ernstige Cardiopulmonaire aandoening. Muizen zijn een populair diermodel dat wordt gebruikt om deze ziekte na te bootsen. De evaluatie van rechter ventriculaire druk (RVP) en pulmonale slagader druk (PAP) blijft echter technisch uitdagend bij muizen. RVP en PAP zijn moeilijker te meten dan de linker ventriculaire druk vanwege de anatomische verschillen tussen de linker en rechter hart systemen. In dit artikel beschrijven we een stabiele rechter hart hemodynamische meetmethode en de validatie ervan met behulp van gezonde en PAH muizen. Deze methode is gebaseerd op open-borstchirurgie en mechanische ventilatie ondersteuning. Het is een ingewikkelde procedure in vergelijking met gesloten borst procedures. Hoewel een goed opgeleide chirurg nodig is voor deze operatie, is het voordeel van deze procedure dat het zowel RVP-als PAP-parameters tegelijkertijd kan genereren, dus het is een voorkeurs procedure voor de evaluatie van PAH-modellen.

Inleiding

Pulmonale arteriële hypertensie (PAH) is een chronische en ernstige cardiopulmonale stoornis met een hoogte in longslagader druk (PAP) en rechter ventriculaire druk (RVP) die wordt veroorzaakt door cellulaire proliferatie en fibrose van kleine longslagaders 1. longslagader katheters, ook wel Swan-Ganz katheters2genoemd, worden vaak gebruikt in de klinische controle van RVP en PAP. Bovendien is een draadloos PAP-bewakingssysteem klinisch3,4,5gebruikt. Om de ziekte na te bootsen voor onderzoek bij muizen, wordt een hypoxische omgeving gebruikt om humane Klinische manifestaties van PAH6te simuleren. Bij de evaluatie van PAP bij dieren zijn grote dieren relatief gemakkelijk te controleren door middel van longslagader katheters met dezelfde techniek als voor menselijke proefpersonen, maar kleine dieren zoals ratten en muizen zijn moeilijk te beoordelen vanwege hun kleine lichaamsgrootte. Hemodynamische meting van het rechter ventrikel systeem bij muizen is mogelijk met een ultrakleine maat 1 FR katheter7. Een methode voor het meten van RVP en PAP bij muizen is gerapporteerd in de literatuur8,9, maar de methodologie mist een gedetailleerde beschrijving. RVP en PAP zijn moeilijker te meten dan de linker ventriculaire druk vanwege de anatomische verschillen tussen de linker en rechter hart systemen.

Om zowel PAP-als RVP-parameters in dezelfde muis te krijgen, beschrijven we een open-borstchirurgie-gebaseerde aanpak voor rechter hart hemodynamische metingen, de validering ervan met gezonde en PAH muizen, en hoe om te voorkomen dat kunstmatige gegevens worden gegenereerd tijdens de gecompliceerde open-Chest Chirurgie. Hoewel deze techniek het beste kan worden uitgevoerd door een goed opgeleide chirurg, heeft het het voordeel om PAP en RVP in dezelfde muis te kunnen beoordelen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het Animal protocol werd herzien en goedgekeurd door het institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité in het Fuwai Hospital, de Chinese Academie van medische wetenschappen, Peking Union Medical College (NO. 0000287). De proefdieren werden ondergebracht en gevoed volgens de richtlijnen van dierenwelzijn in China.

Let op: acht tot 12 weken oude mannelijke C57BL muizen werden ondergebracht in een omgeving met een 12 h donker/12 h licht cyclus. De PAH muizen werden 4 weken ondergebracht onder een zuurstofconcentratie van 10%, onderhouden door een zuurstof geregelde hypoxie kamer om pulmonale hypertensie te induceren, en controle muizen werden onder identieke omstandigheden in kamerlucht ondergebracht (21% zuurstof). RVP en PAP metingen werden uitgevoerd aan het einde van de 4 weken van hypoxie Challenge.

1. preoperatieve voorbereiding

  1. De katheter van de drukomvormer (grootte: 1 FR) in 0,9% zoutoplossing bij kamertemperatuur gedurende ten minste 30 minuten voor het hemodynamische experiment weken.
  2. Filter 2, 2, 2-Tribromoethanol oplossing met 0,22 μm filter en bewaar in 4-graden koelkast.
  3. Bereid gereinigd chirurgie gereedschappen en benodigdheden zoals handschoenen voor chirurgie.
  4. Bereid 10 mL van 1,0% spijsverterings enzym oplossing voor de reiniging van de katheter.
  5. Sluit de catheter van de drukomvormer aan op een druk volume systeem.
  6. Kalibreer de druk transducer vóór het verkrijgen van drukmetingen voor elke muis.
    1. Draai de kalibratieknop op 0 mmHg en 25 mmHg om een verificatie druk signaal naar de software voor gegevensverzameling te sturen en de kalibratie-instelling in de software te configureren.
    2. Draai de knop naar de transducer en stel de balans knop in op nulwaarde.
  7. Stel een standaard stereomicroscoop en een temperatuurgestuurde kleine dier chirurgische tafel voor lichaamstemperatuur onderhoud tijdens de operatie.
  8. Stel een licht verlichtingssysteem in voor microchirurgie om voldoende licht te geven over het chirurgische gebied.

2. Open-borstchirurgie en hemodynamische meting

  1. Anesthetize muizen met 250 mg/kg 2, 2, 2-Tribromoethanol via intraperitoneale (i.p.) injectie. Indien nodig, herhaal de aanvullende doses bij 1/3 tot 1/2 van de oorspronkelijke dosis tijdens de procedure.
  2. Verwijder borst en nek vacht met behulp van een scheerapparaat en ontharings lotion (Figuur 1a, 2a).
  3. Beveilig elke muis in rugligging op een kleine chirurgische tafel met temperatuurregeling om de lichaamstemperatuur (37 °C) tijdens de operatie te handhaven.
  4. Reinig de operatieplaats met 70% ethanal.
  5. Zodra anesthesie is in werking, bevestig adequate anesthesie inductie met behulp van een teen knijpen.
  6. Maak een middenlijn incisie op de nekhuid (Figuur 1a).
  7. Ontleden de skeletspieren met behulp van gebogen Tang en stel de luchtpijp bloot (Figuur 1B, 1c).
  8. Voer intubatie door de mond met behulp van een gemodificeerde 22 G intraveneuze schede katheter. Bevestig dat de slang in de luchtpijp met behulp van een tang (Figuur 1D).
  9. Sluit de slang aan op een kleine dierlijke ventilator. Bereken en stel de ademhalingssnelheid en het getijden volume in op basis van het lichaamsgewicht volgens de gebruikershandleiding van de ventilator10. Stel bijvoorbeeld de ademhalingssnelheid in op 133/min en het getij volume tot 180 μL voor een 30 g muis op basis van de beschreven berekening.
  10. Beveilig de slang voor ventilatie met behulp van tape.
  11. Bevestig adequate anesthesie inductie met behulp van een teen pinch.
  12. Maak een middenlijn incisie op de borst huid en voorzichtig ontleden de borstspieren met behulp van een cauterie tool (Figuur 2B, 2c).
  13. Snijd het borstbeen met een schaar over het midden en stel de thoracische holte bloot (Figuur 2D).
  14. Voorkom bloedingen met behulp van het hulpmiddel tijdens de open-borstchirurgie.
  15. Stel de rechter ventrikel bloot met oprolmechanismen (Figuur 2E).
  16. Plaats de door zout geweekte katheter van de drukomvormer via een kleine tunnel die is gemaakt met een 25 G naald in de rechter ventrikel om de RVP te meten (Figuur 2F en Figuur 3a, 3c).
  17. Houd de katheter kabel en steek de pulmonaire klep op een coaxiale manier met de longslagader. Observeer de druk golfvorm en verkrijg een stabiel PAP-signaal (Figuur 3B, 3D).
  18. Hemodynamische gegevens opnemen met behulp van het gegevensverwervings systeem en de software.
  19. Na de laatste metingen euthaniseer muizen humaan door middel van i.p. injectie van een overtollige dosis van 2, 2 en 2-Tribromoethanol oplossing.
  20. Verwijder voorzichtig katheter uit het rechter hartsysteem en plaats in een 1 mL spuit met 1% verterings enzym oplossing.
  21. Gebruik gedestilleerd water om de katheter continu voorzichtig te spoelen en op te slaan in de originele doos.

3. gegevensanalyse voor hemodynamiek

Opmerking: de hemodynamische gegevens werden geregistreerd en geanalyseerd met behulp van Analysis software11 (tabel met materialen).

  1. Selecteer voor elke muis ten minste 10 continue en stabiele heartbeat-cycli zonder ruis om de gemiddelde gegevens van RVP-of PAP-gegevens voor elke parameter te verkrijgen.
  2. Gebruik de t-toets van de student om de normale lucht controle-en hypoxie-groepen te vergelijken. Opmerking: p < 0,05 werd als statistisch significant beschouwd. Gegevens worden gepresenteerd als het gemiddelde ± SD.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De sonde van de drukomvormer werd in de rechter ventrikel (Figuur 3A) ingebracht via een tunnel die door een 25 G-naald werd geëxpandeerd, en een typische RVP-golfvorm (Figuur 3C) werd verkregen. De katheter werd voortdurend aangepast en langzaam gevorderd en bewaard in dezelfde as als de longslagader tijdens het passeren van de pulmonaalklep (Figuur 3B). Toen de druksensor met succ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Tracheale intubatie is de eerste belangrijke stap voor open-thorax operaties. De klassieke methode van tracheale intubatie voor kleine dieren, zoals ratten of muizen, omvat het maken van een T-vormige incisie op de luchtpijp en het rechtstreeks inbrengen van Y-type tracheale slangen in de luchtpijp. In de praktijk vinden we dat deze methode niet gemakkelijk is tijdens het gebruik. De Y-type tracheale slang is te groot voor kleine dieren en vormt een hoek met de luchtpijp. Het is dus moeilijk om de slang op zijn plaats te...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek wordt ondersteund door het postdoctoraal onderwijs-en Onderwijshervormings project van Peking Union Medical College (10023-2016-002-03), het Fuwai Hospital Youth Fund (2018-F09), en het directeur Fonds van Beijing Key Laboratory van preklinisch onderzoek en Evaluatie voor cardiovasculaire implantaat materialen (2018-PT2-ZR05).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2,2,2-TribromoethanolSigma-AldrichT48402-5GVoor anesthesie
Animal temperature controllerPhysitemp Instruments, Inc.TCAT-2LVVoor temperatuurcontrole
Dissection forcepsFine Science Tools, Inc.11274-20Voor chirurgie
Gemini Cautery SystemGeminiGEM 5917Voor chirurgie
Intravenous catheter (22G)BD angiocath381123Voor intubatie
LabChart 7.3ADInstrumentsVoor data-analyse
Light illumination systemOlympusVoor chirurgie
Mikro-Tip catheterMillar Instruments, Houston, TXSPR-1000Voor drukmeting
Millar Pressure-Volume SystemsMillar Instruments, Houston, TXMVPS-300Voor drukmeting
O2 Controller and Hypoxia chamberBiospherixProOx 110Voor chronische hypoxie
PowerLab Data Acquisition SystemADInstrumentsPowerLab 16/30Voor dataregistratie
ScissorsFine Science Tools, Inc.14084-08Voor chirurgie
Small animal ventilatorHarvard ApparatusMini-Vent 845Voor chirurgie
StereomicroscopeOlympusSZ61Voor chirurgie
Surgery tape3MVoor chirurgie
Terg-a-zyme enzymeSigma-AldrichZ273287-1EAVoor katheterreiniging

Referenties

  1. Humbert, M., et al. Advances in therapeutic interventions for patients with pulmonary arterial hypertension. Circulation. 130 (24), 2189-2208 (2014).
  2. Chatterjee, K. The Swan-Ganz catheters: past, present, and future: a viewpoint. Circulation. 119 (1), 147-152 (2009).
  3. Adamson, P. B., et al. CHAMPION trial rationale and design: the long-term safety and clinical efficacy of a wireless pulmonary artery pressure monitoring system. Journal of Cardiac Failure. 17 (1), 3-10 (2011).
  4. Abraham, W. T., et al. Wireless pulmonary artery haemodynamic monitoring in chronic heart failure: a randomised controlled trial. The Lancet. 377 (9766), 658-666 (2011).
  5. Adamson, P. B., et al. Wireless pulmonary artery pressure monitoring guides management to reduce decompensation in heart failure with preserved ejection fraction. Circulation: Heart Failure. 7 (6), 935-944 (2014).
  6. Shatat, M. A., et al. Endothelial Kruppel-like Factor 4 modulates pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 50 (3), 647-653 (2014).
  7. SPR-1000 Mouse Pressure Catheter. , Available from: https://millar.com/products/research/pressure/single-pressure-no-lumen/spr-1000 (2019).
  8. Tabima, D. M., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Measuring right ventricular function in the normal and hypertensive mouse hearts using admittance-derived pressure-volume loops. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology. 299 (6), 2069-2075 (2010).
  9. Skuli, N., et al. Endothelial deletion of hypoxia-inducible factor-2alpha (HIF-2alpha) alters vascular function and tumor angiogenesis. Blood. 114 (2), 469-477 (2009).
  10. Harvard Inspira Advanced Safety Ventilator User's Manual. , Available from: http://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Inspira_557058_9.pdf. (2019).
  11. LabChart. , Available from: https://www.adinstruments.com/products/labchart?creative=290739105773_keyword=labchart_matchtype=e_network=g_device=_gclid=CjwKCAjwxrzoBRBBEiwAbtX1n42I2S06KmccVncUHkmExU8KKOXXREyzx8bvTrxYMSze-ooE0atcbRoCliwQAvD_BwE (2019).
  12. Marius, M. H., et al. Definitions and diagnosis of pulmonary hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 62 (25), 42-50 (2013).
  13. Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 184 (10), 1171-1182 (2011).
  14. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  15. Chen, W. C., et al. Right ventricular systolic pressure measurements in combination with harvest of lung and immune tissue samples in mice. Journal of Visualized Experiments. (71), 50023(2013).
  16. Ma, Z., Mao, L., Rajagopal, S. Hemodynamic characterization of rodent models of pulmonary arterial hypertension. Journal of Visualized Experiments. (110), 53335(2016).
  17. Chen, M. Berberine attenuates hypoxia-induced pulmonary arterial hypertension via bone morphogenetic protein and transforming growth factor-β signaling. Journal of Cellular Physiology. , (2019).
  18. Bueno-Beti, C., Hadri, L., Hajjar, R. J., Sassi, Y. The Sugen 5416/Hypoxia mouse model of pulmonary arterial hypertension. Experimental Models of Cardiovascular Diseases. Methods in Molecular Biology. vol 1816. Ishikawa, K. , Humana Press. New York, NY. (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Rechterventrikeldruklongslagaderdrukopenborstoperatiedruktransducerkathetermechanische beademinghemodynamische gegevensverwervingchronisch hypoxiemodelventilator voor kleine dierenstereomicroscoopopstellingcorrecties bij gegevensanalyse

Gerelateerde artikelen