Methodenartikel

Tractie microscopie geïntegreerd met microfluïdica voor Chemotactische collectieve migratie

DOI:

10.3791/60415

⸱

13 oktober 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Sciences, Korea University, 2Department of Mechanical Engineering, Korea Advanced Institute of Science and Technology, 3Department of Environmental Health, Harvard T.H. Chan School of Public Health

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Collectieve Celmigratie in ontwikkeling, wondgenezing en kanker metastasen wordt vaak geleid door de gradiënten van groeifactoren of signalering van moleculen. Hier beschreven is een experimenteel systeem dat tractie microscopie combineert met een microfluïdisch systeem en een demonstratie van het kwantificeren van de mechanica van collectieve migratie onder biochemische gradiënt.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cellen veranderen migratiepatronen in reactie op chemische stimuli, met inbegrip van de hellingen van de stimuli. Cellulaire migratie in de richting van een chemische gradiënt, bekend als chemotaxis, speelt een belangrijke rol in de ontwikkeling, de immuunrespons, wondgenezing en kanker metastasen. Terwijl chemotaxis de migratie van enkelvoudige cellen en verzamelingen van cellen in vivo moduleert, is in vitro onderzoek gericht op eencellige chemotaxis, deels als gevolg van het ontbreken van de juiste experimentele gereedschappen. Om die kloof te dichten, hier beschreven, is een uniek experimenteel systeem dat microfluïdica en micropatterning combineert om de effecten van chemische gradiënten op collectieve Celmigratie aan te tonen. Bovendien worden tractie microscopie en monolaag stress microscopie in het systeem opgenomen om veranderingen in cellulaire kracht op het substraat en tussen naburige cellen te karakteriseren. Als proof-of-concept, de migratie van micro patroon circulaire eilanden van Madin-Darby Canine nier (MDCK) cellen wordt getest onder een gradiënt van hepatocyte groeifactor (HGF), een bekende verstrooiing factor. Het is gevonden dat cellen in de buurt van de hogere concentratie van HGF sneller migreren dan die aan de andere kant binnen een celeiland. Binnen hetzelfde eiland, cellulaire tractie is vergelijkbaar aan beide zijden, maar intercellulaire stress is veel lager aan de kant van hogere HGF concentratie. Dit nieuw experimentele systeem kan nieuwe mogelijkheden bieden om de mechanica van Chemotactische migratie door cellulaire collectieven te bestuderen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cellulaire migratie in biologische systemen is een fundamenteel fenomeen betrokken bij weefselvorming, de immuunrespons, en wondgenezing1,2,3. Cellulaire migratie is ook een belangrijk proces in sommige ziekten zoals kanker4. Cellen migreren vaak als een groep in plaats van afzonderlijk, die bekend staat als collectieve cel migratie4,5. Voor cellen om collectief te bewegen, is de detectie van de micro-omgeving essentieel6. Cellen waarnemen bijvoorbeeld fysisch-chemische stimuli en reageren door veranderende beweeglijkheid, celsubstraat interacties en celcelinteracties, resulterend in directionele migratie langs een chemische gradiënt7,8, 9,10. Op basis van deze verbinding zijn er snelle ontwikkelingen gemaakt in lab-on-a-chip-technologieën die goed gecontroleerde chemische micro omgevingen kunnen creëren, zoals de gradiënt van een chemoaantretant11,12,13 . Hoewel deze Lab-op-een-chip-gebaseerde microfluïdica eerder zijn gebruikt om chemotaxis van het cellulaire Ensemble of cellulaire sferoïden14,15,16,17te bestuderen, zijn meestal gebruikt in de context van eencellige migratie18,19,20,21. Mechanismen die aan een cellulaire collectieve respons op een chemische gradiënt ten grondslag liggen, zijn nog steeds niet goed begrepen14,22,23,24,25,26 . Zo zal de ontwikkeling van een platform dat de spatiotemporele controle van oplosbare factoren mogelijk maakt, evenals in situ observatie van cellen biofysische, helpen om de mechanismen achter collectieve Celmigratie te ontrafelen.

Ontwikkeld en beschreven hier is een multi-channeled microfluïdisch systeem waarmee het genereren van een concentratie gradiënt van oplosbare factoren die de migratie van patroon celclusters moduleert. In deze studie wordt hepatocyte growth factor (HGF) gekozen om het migratie gedrag van Madin-Darby Canine nier (MDCK) cellen te reguleren. Hgf staat erom bekend dat de celcelintegriteit wordt verzwakt en de beweeglijkheid van cellen27,28wordt verbeterd. In het microfluïdische systeem worden ook Fourier-transformatie tractie microscopie en monolaag stress microscopie verwerkt, waardoor de beweeglijkheid, de contracactielkracht en de intercellulaire spanning geïnduceerd door samenstellende cellen in reactie op een hgf Verloop. Binnen hetzelfde eiland migreren cellen in de buurt van de hogere concentratie van HGF sneller en vertonen lagere intercellulaire stress niveaus dan die op de zijkant met lagere HGF-concentratie. De resultaten suggereren dat dit nieuwe experimentele systeem geschikt is om andere vragen te onderzoeken op gebieden met betrekking tot collectieve cellulaire migratie onder chemische gradiënten van verschillende oplosbare factoren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opmerking: lithografie van SU-8 mallen voor stencils (dikte = 250 μm) en micro kanaal onderdelen (dikte = 150 μm), glas etsen (diepte = 100 μm), en gegoten fabricage werden uitbesteed door het verzenden van ontwerpen met behulp van computer-aided design software naar fabrikanten.

1. fabricage van Polydimethylsiloxaan (PDMS) stencil en Microchannel

  1. Ontwerp het micro patroon van stencil en micro kanaal.
  2. Fabriceren of uitbesteden SU-8 mallen (dikte van ~ 250 μm voor stencils en ~ 150 μm voor microkanalen) op silicium wafers (4 "diameter).
  3. Bereid het PDMS-mengsel door het basis elastomeer en het Uithardings middel te mengen in een verhouding van 10:1.
    1. Plaats 15 mL basis elastomeer in een conische buis van 50 mL en voeg 1,5 mL Uithardings middel toe. Bereid twee van deze.
    2. Vortex het PDMS mengsel gedurende 5 min. Centrifugeer het PDMS mengsel bij 196 x g gedurende 1 minuut om bubbels te verwijderen.
  4. Voor het fabriceren van PDMS stencil, giet ~ 1 mL van de PDMS mengsel op de wafer, terwijl het vermijden van SU-8 patroon regio's, zodat de PDMS raakt de zijkant van de SU-8 pilaren, maar niet de top van de SU-8 patroon.
    1. Plaats de wafer op een vlakke ondergrond gedurende meer dan 30 minuten bij kamertemperatuur (RT). Genees de PDM'S in een droge oven bij 80 °C gedurende meer dan 2 uur.
    2. Schil de PDM'S voorzichtig van de SU-8 mal en trim het dunne PDMS membraan met een 14 mm holle Punch. Verwijder het stof op het oppervlak van de PDMS stukken met behulp van plakband en autoclaaf de PDMS stencils.
  5. Voor het fabriceren van PDMS Micro Channel, giet ~ 30 mL PDMS mengsel over de SU-8 mal.
    1. Degas gedurende 30 min in een vacuümkamer en genezen de PDM'S in een droge oven bij 80 °C gedurende meer dan 2 uur.
    2. Schil de PDM'S voorzichtig van de SU-8 mal en snijd de PDM'S op een grootte van 24 mm x 24 mm. Maak in elk blok van de PDMS één uitlaat en drie inlaten met een 1 mm biopsie Punch.

2. bereiding van het bodem glas met gel van polyacrylamide (PA)

  1. Vervaardiging of uitbesteden rechthoekige glij bril (24 mm x 24 mm x 1 mm) met een rechthoekige micro-put (6 mm x 12 mm, 100 μm diepte29) door snijden en etsen van glazen.
  2. Silanize het oppervlak van een bodem glas30.
    1. Bereid een BIND silaan oplossing door het mengen van 200 mL gedeïoniseerd water (DIW), 80 μL azijnzuur en 50 μL 3-(trimethoxysilyl) Propylmethacrylaat (TMSPMA) voor 1 uur.
      Let op: TMSPMA is een brandbare vloeistof. Volg de aanbevelingen in materiaalveiligheidsinformatiebladen. Alleen gebruiken in een chemische rook afzuigkap.
    2. Verwijder het stof van het oppervlak van het glas door plakband en autoclaaf het glas.
    3. Bedek het geëtste oppervlak van het bodem glas met 100 μL van de BIND silaan oplossing en laat het glas bij RT gedurende 1 uur.
    4. Spoel het glas af met DIW 3x en laat het glas drogen bij de omgevingslucht temperatuur of door lucht te blazen.
  3. Bereid een geloplossing voor de PA gel31.
    1. Bereid een nieuwe oplossing van 0,5% (w/v) ammonium persulfate (APS) door het oplossen van 5 mg APS in 1 mL DIW.
    2. Bereid de PA-gel oplossing uit 138 μL van 40% acrylamideoplossing, 101 μL van 2% bis-acrylamide oplossing, 5 μL fluorescerende deeltjes oplossing (0,2 μm) en 655 μL DIW.
      Let op: acrylamide en bisacrylamide oplossingen zijn giftig. Draag beschermende handschoenen, kleding en oogbescherming. Bescherm de PA-gel oplossing met fluorescerende deeltjes tegen licht.
      Opmerking: Vortex de fluorescerende kraal oplossing voor pipetteren om een uniform aantal fluorescerende kralen per partij te verkrijgen.
    3. Na toevoeging van 100 μL van de APS-oplossing en 1 μL tetramethylethyleendiamine (TEMED), breng 10 μL gemengde geloplossing over op de rechthoekige micro-put en leg bovenop een ronde dekslip (18 mm).
      Let op: om het onderste glas te vullen met PA-gel zonder bubbels, plaats voldoende gel-oplossing op de groef van het onderste glas, schuif de afdekplaat voorzichtig over de geloplossing en verwijder eventuele overtollige geloplossing.
      Let op: de gel wordt langzaam genezen gedurende ongeveer 40 min. De volgende procedure voor het centrifugeren van gels moet zo snel mogelijk worden uitgevoerd.
    4. Draai de samenstelling van het aangepaste glas, de gel-oplossing en de afdekplaat om en Centrifugeer gedurende 10 minuten bij 96 x g om fluorescerende deeltjes naar de bovenste laag van PA-gel te brengen.
    5. Verwijder de montage van de centrifuge en plaats deze op het vlakke oppervlak met de afdek zijde naar beneden.
      Opmerking: begin met stap 2.3.6, behandel samples in een bioveiligheid Cabinet.
    6. Na 30 min, draai de assemblage en plaats het in een 35 mm Petri schaaltje, vul met 2 mL DIW, en (met behulp van de Tang) voorzichtig verwijderen van de dekslip door te schuiven naar één kant.
      Opmerking: uitgeharde PA-gel kan gedurende 1 maand in DIW worden opgeslagen. Echter, zodra collageen is gecoat op de PA gel, het moet worden gebruikt in een experiment binnen 1 dag.
  4. Coat collageen op de PA gel.
    1. Los 1 mg/mL sulfosuccinimidyl 6-(4 '-azido-2'-nitrofenylamino) hexanoaat (sulfo-SANPAH) op in warme 50 mM HEPES-buffer. Druppel 200 μL van de oplossing op het geloppervlak en Activeer deze met UV-licht (365 nm golflengte) gedurende 10 min.
      Opmerking: Bescherm de sulfo-SANPAH tegen licht.
    2. Spoel de gel af met 0,1 M [4-(2-hydroxyethyl) -1-piperazineethanesulfonzuur; HEPES] buffer 2x en met PBS 1x.
    3. Mantel de PA-gel met collageen oplossing (100 μg/mL in PBS, rat tail collageen type I) bij 4 °C 's nachts. Was de volgende dag met PBS 3x.

3. micropatterning van de celeilanden

  1. Bereid F-127 (Inhoudsopgave) oplossing [2% (w/v) in PBS] en dompel de geautoclaveerd PDMS stencil in de F-127-oplossing. Bewaar het in een incubator van 37 °C voor 1 uur.
  2. Bereid de celoplossing voor (2 x 106 cellen/ml) in celkweek media bestaande uit: dulbecco's gemodificeerde eagle's medium (DMEM) met 10% foetaal runderserum (FBS) en 1% antibioticum-antimycotic (AA).
  3. Was de PDMS stencil met PBS 3x en verwijder de vloeistof uit de PDMS stencil en PA gel. Plaats de PDMS stencil op de PA gel en voeg PBS toe aan het stencil.
  4. Verwijder bubbels in de gaten van PDMS stencil door zachtjes te pipetteren. Verwijder, na het verwijderen van bubbels, PBS uit het oppervlak van de PDMS stencil.
  5. Na het plaatsen van 200 μL celoplossing op PDMS stencil, houd de PA gel in een incubator voor 1 h zodat cellen hechten aan de PA gel.
  6. Spoel de celoplossing voorzichtig af met celkweek media, verwijder het PDMS-stencil en voeg meer celkweek media toe. Controleer de vorming van celeilanden onder een microscoop.

4. assemblage van PA gel met PDMS Microchannel

  1. Verwijder stof op het PDMS-micro kanaal met plakband en vervolgens autoclaaf.
  2. Behandel het oppervlak van het PDMS micro kanaal met zuurstof plasma (80 W, 50 kHz) voor 30 sec.
  3. Na het verwijderen van een vloeistof op de PA gel gevulde bodem glas, plaats de PDMS micro kanaal bovenop het onderste glas en zet de montage op de aangepaste glazen houder.
  4. Vul het micro kanaal met celkweekmedium.
    Let op: Zorg ervoor dat u alle in de kanalen gevangen bubbels verwijdert door warme media voorzichtig met een pipet te spoelen. Ook, tijdens het verwijderen van bubbels, zorg ervoor dat u niet loskoppelen van micro patroon celeilanden.

5. geïntegreerd microfluïdisch systeem

  1. Verbind de tubings.
    1. Bereid de connectoren voor door het uiteinde van de naalden (18 G) te trimmen en 90 ° te buigen.
    2. Maak buisleidingen voor drie inlaten en één uitlaat.
      1. Sluit voor de inlaat slang de geknipte naald en een mini volume lijn van 30 cm met een drie-weg stopcock aan. Bereid drie van deze.
      2. Voor uitlaat slangen sluit u de getrimde naald en een mini volume-lijn van 75 cm aan met een drie-weg stopcock. Bereid een van deze.
      3. Vul de buis lijnen met het medium dat voor 1 uur voorverwarmd is.
        Let op: Zorg ervoor dat u alle belletjes in de buisleidingen verwijdert door warme media voorzichtig te spoelen met een spuit.
    3. Bereid reservoirs door het verwijderen van plunjers van spuiten en aansluiten van de inlaatbuizen lijnen.
    4. Steek de naald connectoren van elke slang lijn in de drie inlaten en één uitlaat van het microfluïdische apparaat.
  2. Vul de reservoirs met elk 3 mL vers medium of geconditioneerd medium.
    1. Voor de gradiënt test vult u het linker inlaat reservoir met 20 ng/mL HGF in het celkweekmedium.
    2. Voeg voor de visualisatie van de concentratie gradiënt een fluorescerende kleurstof van 200 μg/mL (Rhodamine B-dextran, 70 kDa) toe aan het linker inlaat reservoir.
    3. Sluit de Uitlaatslang lijn aan op een spuitpomp.
      Opmerking: de bedrijfsmodus van de spuitpomp is "terugtrekking". De stroomsnelheid wordt aangepast aan de capaciteit van de spuit en de werkingssnelheid van de spuitpomp.
  3. Plaats het geïntegreerde microfluïdische systeem op het podium van een conventionele epifluorescerende Microscoop.
    Let op: om een zachte gradiënt van HGF in het microfluïdische kanaal te genereren, moet de stroomsnelheid zo traag zijn als 0,1 μL/min. Dit is voldoende gevoelig, zodat het stabilisatie gedurende 2 uur vereist, en er moet voor worden gezorgd dat fysieke verstoring tijdens het experiment wordt vermeden.

6. beeld verwerving

  1. Maak elke 10 minuten Foto's tot 24 uur met behulp van een geautomatiseerde Microscoop die in een incubator is ondergebracht. Neem op elk tijdpunt een set afbeeldingen met een 4x objectief lens in drie verschillende kanalen, inclusief fase beeld om Celmigratie te visualiseren, groen fluorescerende afbeelding om fluorescerende kralen ingebed in PA-gel te visualiseren en een rood fluorescerende afbeelding om de concentratie gradiënt van een chemische stof.
  2. Na het nemen van timelapse-beelden, bezielen 0,25% trypsine-EDTA-oplossing in microkanalen om cellen los te koppelen van de PA-gel. Na het volledig verwijderen van cellen uit de gel, neem een groene fluorescerende afbeelding om te worden gebruikt als een referentiebeeld voor tractie microscopie.

7. gegevensanalyse

Opmerking: een aangepaste code voor gegevensanalyse is ontwikkeld met behulp van MATLAB, en de details zijn elders beschreven32,33,34,35,36.

  1. Voor fase-beeldanalyse berekent u verplaatsingen in twee opeenvolgende fase beelden met behulp van partikel afbeelding velocimetrie36.
  2. Vergelijk voor Fourier transformatie tractie microscopie elk groen fluorescerende beeld met de referentieafbeelding en bereken de verplaatsingen in elke afbeelding met behulp van de deeltjes afbeelding velocimetrie36. Van de verplaatsingen, herstel tractie gemaakt door cellen op pa gel met Fourier Transform tractie microscopie33,34,37.
  3. Uit de tractie gegevens, bereken stress binnen de monolaag van het celeiland met behulp van monolaag stress microscopie op basis van eindige element methoden32,34,38.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Om de collectieve migratie onder een chemisch gradiënt te verkennen, werd een microfluïdisch systeem geïntegreerd met tractie microscopie (Figuur 1). Om het geïntegreerde systeem te bouwen, werd de gel van polyacrylamide (PA) op maat gesneden glas gegoten en werden MDCK-cellen in micro patroon eilanden van een PDMS-stencil gescheiden. Voor dit experiment werden twaalf eilanden van MDCK-cellen (vier rijen met drie kolommen, diameter van ~ 700 μm) gecreëerd. Nadat de cellen zijn gekoppeld aan ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Collectieve migratie van samenstellende cellen is een belangrijk proces tijdens de ontwikkeling en regeneratie, en de migratie richting wordt vaak geleid door de chemische gradiënt van groeifactoren4,23. Tijdens de collectieve migratie houden cellen interactie met naburige cellen en onderliggende substraten. Dergelijke mechanische interacties geven aanleiding tot opkomende verschijnselen zoals durotaxis42, plithotaxis33

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd gesteund door de National Research Foundation of Korea (NRF) subsidie gefinancierd door de Koreaanse overheid (MSIP) (nr. NRF-2017R1E1A1A01075103), Korea University Grant, en het BK 21 plus programma. Het werd ook gesteund door de National Institutes of Health (U01CA202123, PO1HL120839, T32HL007118, R01EY019696).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.25% trypsin-EDTA (1X)Gibco25200-056
1 M HEPES bufferoplossingGibco15630-056
1 mm Biopsie punchIntegra Miltex33-31AA-P/25
100 mm petrischalenSPL10100100 mm diameter, 15 mm hoogte
14 mm holle punchILJIN124-0571
18 mm Ø DekglasMarienfeld-Superior111580Circulair 18 mm, dikte Nr. 1 (0,13 tot 0,16 mm)
2% bis-acrylamide oplossingBio-Rad1610142Draag beschermende handschoenen, kleding en oogbescherming.
3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylaat (TMSPMA)Sigma-Aldrich440159-500ML
3-weg stopkraanHyupsungHS-T-61NVOORZICHTIG: niet gebruiken als eerder geopend. niet resteriliseren of hergebruiken
30 cm minimum volumelijn (voor pediatrisch)HyupsungHS-MV-30VOORZICHTIG: niet gebruiken als eerder geopend. niet resteriliseren of hergebruiken
35 mm celkweekschaalCorning430165
40% Acrylamide-oplossingBio-Rad1610140Draag beschermende handschoenen, kleding en oogbescherming.
75 cm minimum volumelijn (voor pediatrisch)HyupsungHS-MV-75VOORZICHTIG: niet gebruiken als eerder geopend. niet resteriliseren of hergebruiken
azijnzuurJ.T. BakerJT9508-03
Ammoniumpersulfaat (APS)Bio-Rad1610700
Antibioticum-AntimycoticumGibco15240-062
OnderglaschipMicroFIT24 x 24 x 1 mm, op maat gemaakt, rechthoekige groef (6 x 12 mm, diepte : 100 μm)
Collageen typeI, RattenstaartCorning354236
Aangepaste glazen houderHan-Gug Mechatronicsop maat gemaakt
Dulbecco's gemodificeerd Eagle's Medium (DMEM)WelgeneLM 001-11
Dulbecco's fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS)BiowestL0615-500zonder magnesium, calcium
Fetaal bovien serum (FBS)Gibco26140-179
FluoSpheres amine-gemodificeerde microsferenInvitrogenF87640,2 µm, geel-groen fluorescent (505/515)
Hepatocytengroeifactor (HGF)Sigma-AldrichH1404-5UGrecombinant, humaan
JuLI stage live cell beeldvormingssysteemNanoEnTek InGeautomatiseerd X-Y-Z-podium en fluorsent beeldvorming Incubator-compatibel (37 °C en 5% CO2)
Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) celtype II
ZuurstofplasmasysteemFemto ScienceCUTE-MPR
Pluronic F-127Sigma-AldrichP2443-250G
Rhodamine B isothiocyanate–dextranSigma-AldrichR9379-100MG70 kDa, gebruikt om de ruimtelijk-tijdelijke verdeling van HGF in het microfluïdische kanaal te schatten
Steriele hypodermische naald 18 GKOVAXSnijd de punt van de naald af en buig deze 90 graden voor het verbinden van in/uit-poorten met volumelijn
Zelfklevende tape3M/Scotch810D33 m x 19 mm
SU-8 master mallenMicroFIT4” diameter, op maat gemaakt
sulfosuccinimide 6-(4’-azido-2’-nitrofenylamino)hexanoaat (Sulfo-SANPAH)Thermo Scientific22589Bewaar bij -20°C. Bewaar beschermd tegen vocht en licht.
Sylgard 184 Elastomer KitDow CorningPDMS
SpuitpompChemyx Inc.model fusion 720trek vloeistof terug
SpuitenKOVAX1, 3, 5, 10 of 50 cc voor gebruik in reservoir of uitlaatspuitpomp
tetramethylethyleendiamine (TEMED)Bio-Rad1610800Draag beschermende handschoenen, kleding en oogbescherming.
Ultraviolet (UV) lampUVP LLC95-0248-02365 nm golflengte

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Reig, G., Pulgar, E., Concha, M. L. Cell migration: from tissue culture to embryos. Development. 141 (10), 1999-2013 (2014).
  2. Luster, A. D., Alon, R., von Andrian, U. H. Immune cell migration in inflammation: present and future therapeutic targets. Nature Immunology. 6 (12), 1182-1190 (2005).
  3. Liang, C. C., Park, A. Y., Guan, J. L. In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro. Nature Protocols. 2 (2), 329-333 (2007).
  4. Friedl, P., Gilmour, D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 10 (7), 445-457 (2009).
  5. Mayor, R., Etienne-Manneville, S. The front and rear of collective cell migration. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 17 (2), 97-109 (2016).
  6. DuFort, C. C., Paszek, M. J., Weaver, V. M. Balancing forces: architectural control of mechanotransduction. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 12 (5), 308-319 (2011).
  7. Vogel, V. Mechanotransduction involving multimodular proteins: converting force into biochemical signals. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. 35, 459-488 (2006).
  8. Roca-Cusachs, P., Sunyer, R., Trepat, X. Mechanical guidance of cell migration: lessons from chemotaxis. Current Opinion in Cell Biology. 25 (5), 543-549 (2013).
  9. Weber, G. F., Bjerke, M. A., DeSimone, D. W. A mechanoresponsive cadherin-keratin complex directs polarized protrusive behavior and collective cell migration. Developmental Cell. 22 (1), 104-115 (2012).
  10. Ingber, D. E. Cellular mechanotransduction: putting all the pieces together again. FASEB Journal. 20 (7), 811-827 (2006).
  11. Ricart, B. G., Yang, M. T., Hunter, C. A., Chen, C. S., Hammer, D. A. Measuring traction forces of motile dendritic cells on micropost arrays. Biophysical Journal. 101 (11), 2620-2628 (2011).
  12. Garcia, S., et al. Generation of stable orthogonal gradients of chemical concentration and substrate stiffness in a microfluidic device. Lab on a Chip. 15 (12), 2606-2614 (2015).
  13. Zhang, Z., et al. Scalable Multiplexed Drug-Combination Screening Platforms Using 3D Microtumor Model for Precision Medicine. Small. 14 (42), 1703617(2018).
  14. Ayuso, J. M., et al. Study of the Chemotactic Response of Multicellular Spheroids in a Microfluidic Device. PLoS ONE. 10 (10), 0139515(2015).
  15. McCutcheon, S., et al. In vitro formation of neuroclusters in microfluidic devices and cell migration as a function of stromal-derived growth factor 1 gradients. Cell Adhesion & Migration. 11 (1), 1-12 (2017).
  16. Ellison, D., et al. Cell-cell communication enhances the capacity of cell ensembles to sense shallow gradients during morphogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (6), 679-688 (2016).
  17. Fujimori, T., Nakajima, A., Shimada, N., Sawai, S. Tissue self-organization based on collective cell migration by contact activation of locomotion and chemotaxis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2019).
  18. Li Jeon, N., et al. Neutrophil chemotaxis in linear and complex gradients of interleukin-8 formed in a microfabricated device. Nature Biotechnology. 20 (8), 826-830 (2002).
  19. Saadi, W., Wang, S. J., Lin, F., Jeon, N. L. A parallel-gradient microfluidic chamber for quantitative analysis of breast cancer cell chemotaxis. Biomedical Microdevices. 8 (2), 109-118 (2006).
  20. Abhyankar, V. V., Lokuta, M. A., Huttenlocher, A., Beebe, D. J. Characterization of a membrane-based gradient generator for use in cell-signaling studies. Lab on a Chip. 6 (3), 389-393 (2006).
  21. Bersini, S., et al. A microfluidic 3D in vitro model for specificity of breast cancer metastasis to bone. Biomaterials. 35 (8), 2454-2461 (2014).
  22. Rorth, P. Whence directionality: guidance mechanisms in solitary and collective cell migration. Developmental Cell. 20 (1), 9-18 (2011).
  23. Rorth, P. Collective guidance of collective cell migration. Trends in Cell Biology. 17 (12), 575-579 (2007).
  24. McCutcheon, S., et al. In vitro formation of neuroclusters in microfluidic devices and cell migration as a function of stromal-derived growth factor 1 gradients. Cell Adhesion & Migration. 11 (1), 1-12 (2017).
  25. Rorth, P. Whence directionality: guidance mechanisms in solitary and collective cell migration. Developmental Cell. 20 (1), 9-18 (2011).
  26. Rorth, P. Collective guidance of collective cell migration. Trends in Cell Biology. 17 (12), 575-579 (2007).
  27. Farrell, J., et al. HGF induces epithelial-to-mesenchymal transition by modulating the mammalian hippo/MST2 and ISG15 pathways. Journal of Proteome Research. 13 (6), 2874-2886 (2014).
  28. Wang, T. W., Zhang, H., Gyetko, M. R., Parent, J. M. Hepatocyte growth factor acts as a mitogen and chemoattractant for postnatal subventricular zone-olfactory bulb neurogenesis. Molecular and Cellular Neuroscience. 48 (1), 38-50 (2011).
  29. Lin, Y. C., et al. Mechanosensing of substrate thickness. Physical Review. E, Statistical, Nonlinear and Soft matter Physics. 82, 4 Pt 1 041918(2010).
  30. Serra-Picamal, X., Conte, V., Sunyer, R., Munoz, J. J., Trepat, X. Mapping forces and kinematics during collective cell migration. Methods in Cell Biology. 125, 309-330 (2015).
  31. Denisin, A. K., Pruitt, B. L. Tuning the Range of Polyacrylamide Gel Stiffness for Mechanobiology Applications. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (34), 21893-21902 (2016).
  32. Jang, H., et al. Traction microscopy with integrated microfluidics: responses of the multi-cellular island to gradients of HGF. Lab on a Chip. 19 (9), 1579-1588 (2019).
  33. Tambe, D. T., et al. Collective cell guidance by cooperative intercellular forces. Nature Materials. 10 (6), 469-475 (2011).
  34. Jang, H., et al. Homogenizing cellular tension by hepatocyte growth factor in expanding epithelial monolayer. Scientific Reports. 8, 45844(2017).
  35. Trepat, X., et al. Physical forces during collective cell migration. Nature Physics. 5 (6), 426(2009).
  36. Tolic-Norrelykke, I. M., Butler, J. P., Chen, J., Wang, N. Spatial and temporal traction response in human airway smooth muscle cells. American Journal of Physiology - Cell Physiology. 283 (4), 1254-1266 (2002).
  37. Butler, J. P., Tolic-Norrelykke, I. M., Fabry, B., Fredberg, J. J. Traction fields, moments, and strain energy that cells exert on their surroundings. American Journal of Physiology - Cell Physiology. 282 (3), 595-605 (2002).
  38. Tambe, D. T., et al. Monolayer stress microscopy: limitations, artifacts, and accuracy of recovered intercellular stresses. PLoS ONE. 8 (2), 55172(2013).
  39. Dembo, M., Wang, Y. L. Stresses at the cell-to-substrate interface during locomotion of fibroblasts. Biophysical Journal. 76 (4), 2307-2316 (1999).
  40. Wang, N., et al. Cell prestress. I. Stiffness and prestress are closely associated in adherent contractile cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 282 (3), 606-616 (2002).
  41. Notbohm, J., et al. Cellular Contraction and Polarization Drive Collective Cellular Motion. Biophysical Journal. 110 (12), 2729-2738 (2016).
  42. Sunyer, R., et al. Collective cell durotaxis emerges from long-range intercellular force transmission. Science. 353 (6304), 1157-1161 (2016).
  43. Kim, J. H., et al. Propulsion and navigation within the advancing monolayer sheet. Nature Materials. 12 (9), 856-863 (2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Microfluidic ChipChemotactic MigrationCollective Cell MigrationMonolayer Stress MicroscopyHepatocyte Growth FactorMadin Darby Canine Kidney CellsPDMS StencilPolyacrylamide GelFluorescent Beads

Gerelateerde artikelen