Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Ex vivo onder druk Hippocampal capillaire-parenchymale Arteriole voorbereiding voor functionele studie

6.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/60676

⸱

18 december 2019

 ,  , 
1Department of Anesthesiology, University of Colorado Anschutz Medical Campus, 2Department of Neurological Sciences, University of Vermont Larner College of Medicine, 3Department of Pharmacology, University of Colorado Anschutz Medical Campus

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige manuscript laat zien hoe hippocampal arteriolen en haarvaten van de muis hersenen isoleren en hoe ze onder druk kunnen worden gezet voor myografie, immunofluorescentie, biochemie en moleculaire studies.

Samenvatting

Van subtiele gedragsveranderingen tot laattijdige dementie ontwikkelt vasculaire cognitieve stoornissen zich meestal na cerebrale ischemie. Beroerte en hartstilstand zijn opmerkelijk seksueel dimorfe ziekten, en beide induceren cerebrale ischemie. Echter, vooruitgang in het begrijpen van de vasculaire cognitieve stoornissen, en vervolgens het ontwikkelen van seks-specifieke behandelingen, is deels beperkt door uitdagingen bij het onderzoeken van de hersenen microcirculatie van Muismodellen in functionele studies. Hier presenteren we een benadering om de capillaire-naar-Arteriole-signalering te onderzoeken in een ex vivo hippocampal capillaire-parenchymale Arteriole (hicapa) voorbereiding van muizenhersenen. We beschrijven hoe de microcirculatie te isoleren, te cannuleren en onder druk te zetten om de arteriolaire diameter te meten als reactie op capillaire stimulatie. We laten zien welke geschikte functionele controles kunnen worden gebruikt om de integriteit van de voorbereiding van de HiCaPA te valideren en typische resultaten weer te geven, waaronder het testen van kalium als een neurovasculaire koppelings agent en het effect van de recentelijk gekarakteriseerde remmer van de Kir2 actieve gelijkrichter kaliumkanaal familie, ML133. Verder vergelijken we de reacties in preparaten die zijn verkregen van mannelijke en vrouwelijke muizen. Hoewel deze gegevens functioneel onderzoek weerspiegelen, kan onze aanpak ook worden gebruikt in moleculaire biologie, Immunochemie en elektrofysiologie studies.

Inleiding

De Piale circulatie op het oppervlak van de hersenen is het voorwerp geweest van veel studie, deels vanwege de experimentele toegankelijkheid. Echter, de topologie van de cerebrale vasculatuur creëert verschillende regio's. In tegenstelling tot het robuuste pial-netwerk dat rijk is aan anastomosen met aanzienlijke capaciteit voor het omleiden van de bloedstroom, presenteren de intracerebrale parenchymale arteriolen (PAs) beperkte onderpand toevoer, elk met een discrete hoeveelheid zenuwweefsel1,2. Dit creëert een knelpunt effect op de bloedstroom die, in combinatie met unieke fysiologische kenmerken3,4,5,6,7,8, maakt intracerebrale arteriolen een cruciale plaats voor de cerebrale doorbloeding (CBF) voorschrift9,10. Ondanks de technische uitdagingen die inherent zijn aan de isolatie en de cannulatie van PAs, heeft de laatste tien jaar een toegenomen belangstelling voor ex-vivo -functionele studies met onder druk staande schepen11,12,13,14,15,16,17. Een van de redenen voor deze toegenomen belangstelling is de aanzienlijke onderzoeksinspanningen uitgevoerd op neurovasculaire koppeling (NVC), het mechanisme ondersteunen van de hersenen functionele hyperemie18.

Regionaal, CBF kan snel toenemen na lokale neurale activering19. De cellulaire mechanismen en signalering eigenschappen die NVC beheersen zijn niet volledig begrepen. Echter, we identificeerden een eerder onverwachte rol voor de hersen capillairen tijdens NVC in sensing neurale activiteit en vertalen in een hyperpolariserende elektrische signaal te verwijden stroomopwaarts arteriolen20,21,22. Actie potentialen23,24 en opening van grote-conductance CA2 +-geactiveerde K+ (BK) kanalen op de astrocytische endfeet25,26 Verhoog de concentratie van de interstitiële kalium ionen [K+]o, wat resulteert in de activering van sterke inkomende gelijkrichter K+ (KIR) kanalen in het vasculaire endotheel van de capillairen. Dit kanaal wordt geactiveerd door externe K+ , maar ook door hyperpolarisatie zelf. De hyperpolariserende stroom verspreidt zich door tussenruimte kruisingen en regenereert vervolgens in aangrenzende capillaire endotheliale cellen tot aan de Arteriole, waar het myocyten ontspanning en CBF verhoogt20,21. De studie van dit mechanisme leidde ons tot het ontwikkelen van een onder druk staande capillaire-parenchymale Arteriole (CaPA) voorbereiding voor het meten van de arteriollaire diameter tijdens capillaire stimulatie met vasoactieve agentia. De capa preparaat is samengesteld uit een gecanuleerde intracerebrale Arteriole segment met een intact, downstream capillaire vertachting. De capillaire uiteinden worden gecomprimeerd tegen de kamer glazen bodem door een micro Pipet, die de gehele vasculaire vorming20,21occludeert en stabiliseert.

Eerder maakten we instrumentale innovaties door Imaging Capa-preparaten uit de muis cortex20,21 en arteriolen van de rat amygdala13 en Hippocampus16,17. Aangezien de hippocampal therapieën meer aandacht krijgt vanwege de gevoeligheid voor pathologische omstandigheden, bieden we hier een stapsgewijze methode voor Capa-bereiding van de muis Hippocampus (hicapa) die niet alleen kan worden gebruikt in functionele NVC-studies, maar ook in moleculaire biologie, Immunochemie en elektrofysiologie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten werden goedgekeurd door het institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité (IACUC) van de Universiteit van Colorado, Anschutz Medical campus en werden uitgevoerd volgens de richtlijnen van de National Institutes of Health.

1. oplossingen

  1. Gebruik MOPS-gebufferde zoutoplossing voor de dissectie en om monsters bij 4 °C te houden vóór het gebruik ervan. Gas de oplossing niet. Bereid MOPS gebufferde zoutoplossing met volgende samenstelling: 135 mM NaCl, 5 mM KCl, 1 mM KH2po4, 1 mm mgso4, 2,5 mm CACL2,5mm glucose, 3 mm Mops, 0,02 mm EDTA, 2 mm Pyruvate, 10 mg/ml boviene serumalbumine, pH 7,3 bij 4 °c.
  2. Gebruik kunstmatige cerebrospinale vloeistof (aCSF) als de badoplossing en pipet oplossing. Gas zowel aCSF en CA2 +-gratis acsf met 5% Co2, 20% O2, en N2 balans. Bereid de oplossing voor met de volgende samenstelling: 125 mM NaCl, 3 mM KCl, 26 mM NaHCO3, 1,25 mm Nah2po4, 1 mM MgCl2, 4 mm glucose, 2 mm CACL2, pH 7,3 (met beluchting met 5% Co2, 20% O2en N2 balans).
  3. Verkrijg de maximale verwijding in nominaal CA2 +-vrije acsf (0 mm [CA2 +]o, 5 mm EGTA).

2. bereiding van de orgaan kamer

  1. Steek de capillairen van borosilicaatglas (buitendiameter = 1,2 mm; binnendiameter = 0,69 mm; lengte = 10 cm) in een glazen trekker. Trek het capillair aan om een lange, dunne punt aan de ene kant te maken.
  2. Aan één kant van de kamer, voeg een canule die kan aansluiten op een miniatuur peristaltische pomp om luminally druk het vat. Breek de punt van de canule onder een dissectie Microscoop, zodat het klein genoeg is om het vat van belang te passen, maar groot genoeg om oplossingen door de tip te laten stromen. Zorg ervoor dat de punt ongeveer 10-15 μm in diameter is.
  3. Vul de canule met behulp van een injectiespuit met een bijgevoegde 0,22 μm filter met zuurstof zuur aCSF. Zorg ervoor dat er geen luchtbellen of vuil in de canule aanwezig zijn.
  4. Voeg nog twee canules toe aan de andere kant van de kamer. Breek hun tips niet.

3. Hippocampus dissectie en isolatie

  1. Euthanize en onthapitate een muis. Gebruik voor dit experiment een 8 weken oude C57BL6/J-muis om verschillen tussen mannetjes en vrouwtjes te vergelijken. Injecteer de muis met pentobarbital en onthoofden met chirurgische schaar.
  2. Met behulp van kleine dissectie schaar, snijd de huid langs de middenlijn aan de bovenkant van het hoofd. Beweeg de huid naar de zijkanten.
  3. Begin aan de caudale kant van de schedel en snijd de schedel langs de middenlijn tot de olfactorische bollen zijn bereikt. Verwijder delen van de schedel totdat de hersenen zichtbaar zijn.
  4. Verwijder langzaam de hersenen, beginnend bij de neus van de muis. Scheid de hersenen van de olfactorische bollen, craniale zenuwen en het ruggenmerg door de structuren te snijden met de kleine dissectie schaar.
  5. Plaats de hersenen in een dissectie plaat met voldoende MOPS-oplossing om het volledig te laten onderdompelen. Met behulp van een dissectie Microscoop, plaats de hersenen in het midden van de dissectie plaat met de ventrale zijde naar beneden gericht.
  6. Met behulp van een scheermesje, snijd je de hersenen in tweeën langs de longitudinale spleet. Houd het mesje zo dat de scherpe rand evenwijdig is aan de onderkant van de dissectie plaat. Druk het mes in één slag door de hersenen. Beweeg een halve bol naar de zijkant van de plaat.
  7. Voer de volgende stappen voor elke halve bol afzonderlijk of parallel uit.
    1. Plaats een halve bol in het midden van de plaat zodat de middenlijn naar beneden is gericht. Gebruik vervolgens het scheermesje om langs de dwars spleet te snijden om de cerebellum en de hersenstam te verwijderen. Duw het blad recht door het weefsel.
    2. Draai de hemisfeer zodanig dat de mediale zijde naar boven is gericht (Figuur 1A). Gebruik één spatel om de hersenen op zijn plaats te houden. Met behulp van een tweede spatel, steek de punt onder het corpus callosum en schep eronder om de thalamus, septum en hypothalamus te verwijderen, bedekt de Hippocampus (Figuur 1B).
    3. Zorg ervoor dat de hippocampus is nu zichtbaar als een gebogen structuur in de buurt van de achterste kant van de cerebrum. Met behulp van één spatel te houden van de hersenen op zijn plaats, gebruik maken van de tweede spatel te Scoop de Hippocampus uit de hersenen (Figuur 1C).
  8. Breng de hippocampi over naar een nieuwe dissectie plaat gevuld ongeveer halverwege met MOPS-oplossing. Gooi de rest van de hersenen weg.

4. hippocampal Arteriole isolatie

  1. Voltooi de volgende stappen voor elke Hippocampus.
    1. Speld een van de hippocampi met behulp van kleine pinnen aan elk uiteinde van de sectie. De hippocampal slagader is naar boven gericht.
    2. Met behulp van zeer scherpe Tang, voorzichtig rekken kleine delen van de hippocampus. Dit zal het weefsel rond de arteriolen losmaken, waardoor het gemakkelijker is om ze te ontleden.
    3. Zoek door het rugweefsel van hippocampal om de uitwendige dwarse slagader te identificeren (Figuur 1C)16,27.
    4. Pak voorzichtig de uitwendige dwarse slagader en trek hem langzaam weg van het weefsel om de arteriolen en haarvaten te verzamelen die de CA3-regio van de Hippocampus perfectiongebruiken.
    5. Zodra er geen vaten meer uit het weefsel verwijderd worden, gooi de hippocampi weg. Houd de vaten op het ijs in de platen terwijl ze niet in gebruik zijn.

5. hippocampal capillaire-parenchymale Arteriole cannulatie

  1. Vind een Arteriole met een tak die eindigt met haarvaten. Breng het over naar de orgaan kamer. Zorg ervoor dat de Arteriole is ongeveer 15-30 μm wanneer volledig verwijd (Figuur 1D).
  2. Monteer het bloedvat voorzichtig door de canule Tip door de Arteriole Wall onder het doelgebied te duwen. Schuif het vat voorzichtig op de canule totdat er voldoende weefsel is om de stropdas op te plaatsen.
  3. Maak een losse knoop met 12-0 nylon hechtingen zodat deze over het bloedvat en de canule past. Gebruik een half-Hitch knoop om banden te beveiligen. Trek vervolgens aan de uiteinden om de knoop aan te spannen en de Arteriole aan de canule te beveiligen. Verwijder alle externe takken van het vaartuig onder de stropdas door ze zachtjes met een tang te trekken.
  4. Maak een andere stropdas en Beveilig het aan de andere kant van de Arteriole om het te verzegelen.
  5. Verlaag de canule met het bijgevoegde vat totdat deze plat is tegen de afdekplaat aan de onderkant van de kamer. Wees voorzichtig om de canule niet te veel te verlagen of het zal breken.
  6. Met behulp van een canule aan de andere kant van de kamer, verlaag het zo dat het punt van het pinnen van de stropdas op het einde van de Arteriole.
  7. Gebruik de derde canule om de capillaire tak aan de dekslip te vastmaken. Plaats het uiteinde dicht bij het uiteinde van de tak en laat de uiteinden van de haarvaten bloot (niet onder de canule).

6. myografie van de druk

  1. Verplaats de kamer van het dissectie bereik naar de microscoop met de opname software.
  2. Sluit de toevoer-en uitstroom slang aan op de kamer voor perfusie. Start de perfusie met verwarmde aCSF (37 °C) met een debiet van 4 mL/min.
  3. Bevestig de druk canule aan een peristaltische pomp in combinatie met een druk transducer en breng de inwendige druk op 20 mm Hg.
  4. Start de opname software. Pas de Microscoop-en beeldvormings instellingen aan om het duidelijkste beeld te bereiken. Start de opname zodra de instellingen zijn geoptimaliseerd voor de detectie software.
  5. Verhoog de druk van het vat tot 40 mm Hg tijdens het opnemen van de arteriële diameter met een randdetectie software.
  6. Laat ~ 15-20 min om MOPS-oplossing uit de kamer te spoelen met aCSF, en om de HiCaPA-bereiding te laten equilibreren en myogene Toon te ontwikkelen.
  7. Om de levensvatbaarheid van een vat te testen, breng 1 μM NS309 oplossing aan op de badperfusie (Zie Figuur 2a, B en de sectie representatieve resultaten). Het arteriollaire segment moet verwijden, waarbij ongeveer 30-40% myogene Toon wordt aangetoond zoals eerder beschreven3,14,20.

7. focale stimulatie van capillaire uiteinden

  1. Zodra de basislijn Toon voor de Arteriole is vastgesteld en de endotheliale functie is beoordeeld, test de respons van capillaire stimulatie.
  2. Met behulp van een glazen trekker, maken canules zodat er een fijne punt aan de ene kant. Breek de tip van een canule zodat het geteste medicijn door de tip soepel kan stromen bij 5 psi.
  3. Vul de canule met de drug-oplossing van belang en voeg deze toe aan een 3-assige micro manipulator bevestigd aan de Microscoop. Sluit de slang van het drukejectiesysteem aan op de canule.
  4. Verlaag de canule langzaam in het bad in de buurt van de haarvaten, en zorg ervoor dat u geen enkel deel van het vat of de hardware in de kamer raakt. Manoeuvreren de punt van de canule naast de uiteinden van de haarvaten zonder ze aan te raken. Houd de punt van de canule net buiten de dekslip om te voorkomen dat het vat wordt gestimuleerd als de canule lekt.
  5. Wanneer klaar om de haarvaten te stimuleren, verlaagt u de canule naar de dekslip en net naast de haarvaten. Activeer het drukejectiesysteem met de gewenste ejectietijd (hier 20 s). Zodra de stimulatie is voltooid, verhoogt u de canule iets om verdere stimulatie te voorkomen.
  6. Herhaal de stimulatie indien nodig. Verander het drukejectiesysteem canule om verschillende geneesmiddel verbindingen te testen.
  7. Om te bevestigen dat alleen de capillairen worden gestimuleerd, vult u de canule met 1 μM NS309 oplossing en herhaalt u de bovenstaande stappen.
    Opmerking: capillaire endotheliale cellen niet uitdrukken K+ kanalen geactiveerd door NS309, zodat de Arteriole mag niet reageren op de stimulatie. Als de Arteriole verwijde, dan zal de canule moeten worden verplaatst of de diameter van het gat moet kleiner zijn (Zie Figuur 2A, B en de representatieve resultaten sectie).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Endotheliale Small-conductance (SK) en intermediaire-conductance (IK) CA2 +-gevoelige K+ kanalen oefenen een dilatorische invloed uit op de diameter van de PAs. Bad toepassing van 1 μM NS309, een synthetische IK en SK kanaal agonist, veroorzaakt in de buurt van maximale verwijding (Figuur 2a, B). Echter, capillaire endotheliale cellen missen IK en SK kanalen en niet hyperpolariseren in reactie op NS3092...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De onder druk staande hicapa (hippocampal capillaire-parenchymale Arteriole) voorbereiding beschreven in het huidige manuscript is een Verleng teken van onze gevestigde procedure om parenchymale arteriolen29te isoleren, onder druk te zetten en te bestuderen. We onlangs gemeld dat Kir 2.1 kanalen in hersen capillaire endotheliale cellen Sense toeneemt in [K+]o geassocieerd met neurale activering, en het genereren van een stijgende hyperpolariserende signaal dat stroomopwaarts ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs willen Jules Morin bedanken voor de inzichtelijke opmerkingen over het manuscript. Dit onderzoek werd gefinancierd door Awards van de CADASIL samen hebben we hoop non-profit organisatie, het centrum voor de gezondheid van vrouwen en onderzoek, en de NHLBI R01HL136636 (FD).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0,22µm SpuitfiltersCELLTREAT Scientific Products229751
12-0 Nylon (12cm) ZwartMicrosurgery Instruments, IncS12-0 NYLON
Automatische temperatuurregelaarWarner InstrumentsTC-324B
Borosilicaatglas O.D.: 1,2 mm, I.D.: 0,68 mmSutter InstrumentsB120-69-10
Rund serum albumineSigma-AldrichA7030
CaCl2 dihydraatSigma-AldrichC3881
D-(+)-GlucoseSigma-AldrichG5767
Dissectie ScopeOlympusSZ11
ECOLINE VC-MS/CA 4-12 — complete Pomp met Drive en MS/CA 4-12 pomp-kopIsmatecISM 1090
EGTASigma-AldrichE4378
Fijne schaar - scherpFine Science Tools14063-09
Inline WaterverwarmingWarner InstrumentsSH-27B
Integra™ Miltex™ weefseltangFisher Scientific12-460-117
KClSigma-AldrichP9333
KH2PO4Sigma-AldrichP5379
Magnesiumsulfaat heptahydraatSigma-AldrichM1880
MgCl AnhydrousSigma-AldrichM8266
MicromanipulatorNarishigeMN-153
ML 133 hydrochlorideTocris4549
MOPSSigma-AldrichM1254
NaClSigma-AldrichS9625
NaH2PO4Sigma-AldrichS9638
NaHCO3Sigma-AldrichS8875
NS309Tocris3895
Picospritzer III - Intracellulaire Micro-injectie Dispenser Systemen, 2-kanaalsParker Hannifin052-0500-900
Druk Servo Controller met Peristaltische PompLiving Systems InstrumentationPS-200
NatriumpyruvaatSigma-AldrichP3662
Super Fijne PincetFine Science Tools11252-20
Chirurgische schaar - Scherp-BluntFine Science Tools14001-13
Verticale Micropipet PullerNarishigePP-83
```

Referenties

  1. Nishimura, N., Schaffer, C. B., Friedman, B., Lyden, P. D., Kleinfeld, D. Penetrating arterioles are a bottleneck in the perfusion of neocortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (1), 365-370 (2007).
  2. Shih, A. Y., et al. Robust and fragile aspects of cortical blood flow in relation to the underlying angioarchitecture. Microcirculation (New York, N.Y.:1994). 22 (3), 204-218 (2015).
  3. Cipolla, M. J., Smith, J., Kohlmeyer, M. M., Godfrey, J. A. SKCa and IKCa Channels, Myogenic Tone, and Vasodilator Responses in Middle Cerebral Arteries and Parenchymal Arterioles: Effect of Ischemia and Reperfusion. Stroke. 40 (4), 1451-1457 (2009).
  4. Nystoriak, M. A., et al. Fundamental increase in pressure-dependent constriction of brain parenchymal arterioles from subarachnoid hemorrhage model rats due to membrane depolarization. AJP: Heart and Circulatory Physiology. 300 (3), H803-H812 (2011).
  5. Dabertrand, F., Nelson, M. T., Brayden, J. E. Acidosis dilates brain parenchymal arterioles by conversion of calcium waves to sparks to activate BK channels. Circulation Research. 110 (2), 285-294 (2012).
  6. Dabertrand, F., Nelson, M. T., Brayden, J. E. Ryanodine receptors, calcium signaling, and regulation of vascular tone in the cerebral parenchymal microcirculation. Microcirculation (New York, N.Y.:1994). 20 (4), 307-316 (2013).
  7. Cipolla, M. J., et al. Increased pressure-induced tone in rat parenchymal arterioles vs. middle cerebral arteries: role of ion channels and calcium sensitivity. Journal of Applied Physiology. 117 (1), 53-59 (2014).
  8. De Silva, T. M., Modrick, M. L., Dabertrand, F., Faraci, F. M. Changes in Cerebral Arteries and Parenchymal Arterioles with Aging: Role of Rho Kinase 2 and Impact of Genetic Background. Hypertension. 71 (5), 921-927 (2018).
  9. Shih, A. Y., et al. The smallest stroke: occlusion of one penetrating vessel leads to infarction and a cognitive deficit. Nature Neuroscience. 16 (1), 55-63 (2013).
  10. Koide, M., et al. The yin and yang of KV channels in cerebral small vessel pathologies. Microcirculation (New York, N.Y.:1994). 25 (1), (2018).
  11. Girouard, H., et al. Astrocytic endfoot Ca2+ and BK channels determine both arteriolar dilation and constriction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (8), 3811-3816 (2010).
  12. Dabertrand, F., et al. Prostaglandin E2, a postulated astrocyte-derived neurovascular coupling agent, constricts rather than dilates parenchymal arterioles. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 33 (4), 479-482 (2013).
  13. Longden, T. A., Dabertrand, F., Hill-Eubanks, D. C., Hammack, S. E., Nelson, M. T. Stress-induced glucocorticoid signaling remodels neurovascular coupling through impairment of cerebrovascular inwardly rectifying K+ channel function. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (20), 7462-7467 (2014).
  14. Dabertrand, F., et al. Potassium channelopathy-like defect underlies early-stage cerebrovascular dysfunction in a genetic model of small vessel disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (7), E796-E805 (2015).
  15. Pires, P. W., Sullivan, M. N., Pritchard, H. A. T., Robinson, J. J., Earley, S. Unitary TRPV3 channel Ca2+ influx events elicit endothelium-dependent dilation of cerebral parenchymal arterioles. AJP: Heart and Circulatory Physiology. 309 (12), H2031-H2041 (2015).
  16. Johnson, A. C., Cipolla, M. J. Altered hippocampal arteriole structure and function in a rat model of preeclampsia: Potential role in impaired seizure-induced hyperemia. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 37 (8), 2857-2869 (2016).
  17. Johnson, A. C., Miller, J. E., Cipolla, M. J. Memory impairment in spontaneously hypertensive rats is associated with hippocampal hypoperfusion and hippocampal vascular dysfunction. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. , (2019).
  18. Iadecola, C. The Neurovascular Unit Coming of Age: A Journey through Neurovascular Coupling in Health and Disease. Neuron. 96 (1), 17-42 (2017).
  19. Roy, C. S., Sherrington, C. S. On the Regulation of the Blood-supply of the Brain. The Journal of Physiology. 11 (1-2), 85-158 (1890).
  20. Longden, T. A., et al. Capillary K+-sensing initiates retrograde hyperpolarization to increase local cerebral blood flow. Nature Neuroscience. 20 (5), 717-726 (2017).
  21. Harraz, O. F., Longden, T. A., Dabertrand, F., Hill-Eubanks, D., Nelson, M. T. Endothelial GqPCR activity controls capillary electrical signaling and brain blood flow through PIP2 depletion. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (15), E3569-E3577 (2018).
  22. Harraz, O. F., Longden, T. A., Hill-Eubanks, D., Nelson, M. T. PIP2 depletion promotes TRPV4 channel activity in mouse brain capillary endothelial cells. eLife. 7, 351(2018).
  23. Hodgkin, A. L., Huxley, A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. The Journal of Physiology. 117 (4), 500-544 (1952).
  24. Ballanyi, K., Doutheil, J., Brockhaus, J. Membrane potentials and microenvironment of rat dorsal vagal cells in vitro during energy depletion. The Journal of Physiology. 495 (Pt 3), 769-784 (1996).
  25. Filosa, J. A., et al. Local potassium signaling couples neuronal activity to vasodilation in the brain. Nature Neuroscience. 9 (11), 1397-1403 (2006).
  26. Attwell, D., et al. Glial and neuronal control of brain blood flow. Nature. 468 (7321), 232-243 (2010).
  27. Coyle, P. Vascular patterns of the rat hippocampal formation. Experimental Neurology. 52 (3), 447-458 (1976).
  28. Wang, H. R., et al. Selective inhibition of the K(ir)2 family of inward rectifier potassium channels by a small molecule probe: the discovery, SAR, and pharmacological characterization of ML133. ACS Chemical Biology. 6 (8), 845-856 (2011).
  29. Pires, P. W., Dabertrand, F., Earley, S. Isolation and Cannulation of Cerebral Parenchymal Arterioles. Journal of Visualized Experiments. (111), 1-11 (2016).
  30. Bayliss, W. M. On the local reactions of the arterial wall to changes of internal pressure. The Journal of Physiology. 28 (3), 220-231 (1902).
  31. Montagne, A., et al. Blood-brain barrier breakdown in the aging human hippocampus. Neuron. 85 (2), 296-302 (2015).
  32. Zhang, X., et al. Circulating heparin oligosaccharides rapidly target the hippocampus in sepsis, potentially impacting cognitive functions. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (19), 9208-9213 (2019).
  33. Kim, K. J., Filosa, J. A. Advanced in vitro approach to study neurovascular coupling mechanisms in the brain microcirculation. The Journal of Physiology. 590 (7), 1757-1770 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Hippocampale capillaire arterioleex vivo preparatiedrukmyografiemeting van arteriolerdiametercapillaire stimulatieKir2 remmer ML133kalium neurovasculaire koppelingsekse specifieke responsenvaatcannulatietechniekisolatie van microcirculatie
Ex vivo onder druk Hippocampal capillaire-parenchymale Arteriole voorbereiding voor functionele studie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.