Een beeld Geleid Transapical Mitral Valve Leaflet Punctie Model van controlled volume overbelasting van Mitral Regurgitation in de Rat

Samenvatting

Een knaagdier model van linker hart volume overbelasting van mitralregurgitatie wordt gemeld. Mitralisregurgitatie van gecontroleerde ernst wordt veroorzaakt door het bevorderen van een naald van gedefinieerde afmetingen in de voorste bijsluiter van de mitralisklep, in een kloppend hart, met echografie.

Samenvatting

Mitralre oprisping (MR) is een veel voorkomende hartkleplaesie, die hartherstel veroorzaakt en leidt tot congestief hartfalen. Hoewel de risico's van ongecorrigeerde MR en de slechte prognose bekend zijn, worden de longitudinale veranderingen in hartfunctie, structuur en remodelleren onvolledig begrepen. Deze kenniskloof heeft ons begrip van de optimale timing voor MR-correctie beperkt, en het voordeel dat vroege versus late MR-correctie kan hebben op de linker ventrikel. Om de moleculaire mechanismen te onderzoeken die ten grondslag liggen aan de herbouw van ventriculaire ventriculaire ventriculaire in de setting van MR, zijn diermodellen noodzakelijk. Traditioneel is het aorto-caval fistelmodel gebruikt om volumeoverbelasting te veroorzaken, wat afwijkt van klinisch relevante laesies zoals MR. MR vertegenwoordigt een lagedrukvolumeoverbelasting hemodynamische stressor, die diermodellen vereist die deze aandoening nabootsen. Hierin beschrijven we een knaagdiermodel van ernstige MR waarbij de voorste bijsluiter van de ratmitralisklep is geperforeerd met een 23G-naald, in een kloppend hart, met echocardiografische beeldbegeleiding. De ernst van MR wordt beoordeeld en bevestigd met echocardiografie, en de reproduceerbaarheid van het model wordt gerapporteerd.

Inleiding

Mitralre regurgitatie (MR) is een gemeenschappelijke hartklep laesie, gediagnosticeerd in 1,7% van de algemene Amerikaanse bevolking en in 9% van de oudere bevolking ouder dan 65 jaar¹. In deze hartklep laesie, onjuiste sluiting van de mitralisklep folders in systole, veroorzaakt regurgitatie van bloed uit de linker ventrikel in het linker atrium. MR kan optreden als gevolg van verschillende etiologieën; echter, primaire laesies van de mitralisklep (primaire MR) worden gediagnosticeerd en vaker behandeld in vergelijking met secundaire MR². Geïsoleerde primaire MR is vaak een gevolg van myxomatous degeneratie van de mitralisklep, wat resulteert in verlenging van de folders of chordae tendineae, of breuk van sommige chordae, die allemaal bijdragen aan het verlies van systolische kolion tie van de klep.

MR als gevolg van dergelijke kleplaesies verheft het bloedvolume vullen van de linker ventrikel in elke hartslag, het verhogen van het einde diastolische muur stress en het verstrekken van een hemodynamische stressor die aanzet tot hartaanpassing en remodelleren. Cardiale remodelleren in deze laesie wordt vaak gekenmerkt door aanzienlijke kamervergroting^3,4, milde wandhypertrofie, met een behouden contractiele functie voor langere tijd. Aangezien de uitwerpfractie vaak wordt bewaard, wordt correctie van MR met chirurgische of transkathetermiddelen vaak vertraagd, tot het begin van symptomen zoals dyspneu, hartfalen en hartritmestoornissen. Echter, ongecorrigeerde MR wordt geassocieerd met een hoog risico op cardiale bijwerkingen, hoewel momenteel kennis over de ultrastructurele veranderingen die ten grondslag liggen aan deze gebeurtenissen onbekend zijn.

Diermodellen van MR bieden een waardevol model om dergelijke ultrastructurele veranderingen in het hart te onderzoeken en de longitudinale progressie van de ziekte te bestuderen. Eerder hebben onderzoekers MR veroorzaakt bij grote dieren, waaronder varkens, honden en schapen, door het creëren van een externe venttriculo-atrialshunt⁵, intracardiale akkoordbreuk⁶, of bijsluiter perforatie⁷. Hoewel chirurgische technieken gemakkelijker zijn bij grote dieren, zijn deze studies beperkt tot subchronische follow-up in een kleine steekproefgrootte, vanwege de hoge kosten van het uitvoeren van dergelijke studies bij grote dieren. Bovendien is moleculaire analyse van weefsel uit deze modellen vaak een uitdaging vanwege beperkte soortenspecifieke antilichamen en geannoteerde genoombibliotheken voor uitlijning.

Kleine diermodellen van MR kunnen een geschikt alternatief bieden om deze kleplaesie en de impact ervan op de cardiale remodelleren te bestuderen. Historisch gezien is het rattenmodel van aorto-caval fistel (ACF) van cardiale volumeoverbelasting gebruikt. Voor het eerst beschreven in 1973 door Stumpe et al.⁸, een arterio-veneuze fistel is chirurgisch gemaakt om hoge druk arteriële bloed te omzeilen van de dalende aorta in de lage druk inferieure vena cava. De hoge stroomsnelheid in de fistel veroorzaakt een drastische overbelasting van het volume aan beide zijden van het hart, waardoor aanzienlijke rechter- en linkerventriculaire hypertrofie en disfunctie optreedt binnen enkele dagen na het creëren van de ACF⁹. Ondanks het succes bootst ACF de hemodynamica van MR niet na, een overbelasting van het lagedrukvolume, die voorbelasting verhoogt, maar ook de nabelasting vermindert. Vanwege dergelijke beperkingen van het ACF-model, hebben we geprobeerd om een model van MR te ontwikkelen en te karakteriseren dat de overbelasting van het lagedrukvolume beter nabootst.

Hierin beschrijven we het protocol voor een model van mitralisklep bijsluiter punctie om ernstige MR bij ratten^10,,11te creëren. Een hypodermische naald werd geïntroduceerd in het kloppende rat hart, en geavanceerde in de voorste mitralisklep bijsluiter onder real-time echocardiografische begeleiding. De techniek is zeer reproduceerbaar en een relatief goed model dat MR nabootst zoals gezien bij patiënten. Mr ernst wordt gecontroleerd door de grootte van de naald die wordt gebruikt om de mitralisbijsluiter te perforeren en de ernst van MR kan worden beoordeeld met behulp van transoestale echocardiografie (TEE).

Protocol

De procedures werden goedgekeurd door het Animal Care and Use Program van Emory University onder het protocolnummer EM63Rr, goedkeuringsdatum 06/06/2017.

1. Prechirurgische bereiding

1. Stoom steriliseren chirurgische instrumenten voorafgaand aan de procedure.
2. Op de dag van de procedure, overdracht ratten van huisvesting naar chirurgie, en weeg ze.
3. Teken preoperatieve en postoperatieve geneesmiddelen op basis van het gewicht: twee doses Carprofen (elk 2,5 mg/kg), één dosis Gentamycine (6 mg/kg) en één dosis Buprenorfine (0,02 mg/kg).
4. Zorg voor voldoende volume isofluraan in de gasmixer en er is zuurstof in de tanks beschikbaar voor de operatie. Een volle tank zuurstof (24 ft³⁾is vaak voldoende.

2. Voorbereiding van dieren

OPMERKING: Volwassen Sprague-Dawley mannelijke ratten met een gewicht van 350-400 g werden gebruikt in deze studie. De chirurgische technieken zijn vatbaar voor iets kleinere of grotere dieren, indien gewenst.

1. Verdoven van de rat in een inductiekamer met 5% isofluraan gemengd in 1 LPM (liter per minuut) van 100% zuurstof. Bepaal voldoende niveau van sedatie van een tragere ademhalingsfrequentie onder visuele observatie, en verlies van twitch bij het knijpen van de teen van de rat.
2. Intuberen van de rat met een 16 G angiocath, gemonteerd voor gebruik als een endotracheale buis.
   1. Visualiseer de luchtpijp en stembanden met behulp van een otoscoop, en gebruik een katoenen tip applicator om faryngeale afscheidingen duidelijk.
   2. Introduceer de endotracheale buis op een 0,034-inch geleidedraad in de stembanden. Zodra de buis op de juiste manier in de luchtpijp is geplaatst, duwt u de buis naar binnen en trekt u de draad(figuur1).
3. Plaats de rat op het verwarmde chirurgische pad dat op 37 °C wordt gehouden en sluit de endotracheale buis aan op een mechanische ventilator. Voer het gewicht van de rat in de ventilatorbesturingssoftware, die de ventilatiesnelheid en het getijdenvolume berekent. In deze studie werden 66 ademhalingen per minuut met een getijdenvolume van 1 mL/100 g lichaamsgewicht gebruikt (Figuur 1D).
   1. Gebruik 100% zuurstof (1 LPM) gemengd met 2-2,5% isofluraan als inhalant anesthesie en bevestig het niveau van anesthesie met verlies van kaaktoon en verlies van reactie op teen knijpen.
   2. Houd er rekening mee dat als goed geïntubeerd, borstbeweging moet synchroniseren met de ventilator.
   3. Als verkeerd geïntubeerd, zal de borstbeweging niet synchroniseren met de ventilator. Om te testen op onjuiste intubatie, comprimeer de buik van rat, die tegendruk op de ventilator creëert, het genereren van een overdruk alarm. Trek in dit scenario de angiocath voorzichtig in en breng de rat met 5% isofluraan enkele minuten terug naar de inductiekamer om ervoor te zorgen dat de rat voldoende verdoofd is en de rat opnieuw intubert.
   4. Eenmaal goed geïntubeerd, zet u de endotracheale buis vast door het proximale uiteinde van de buis aan de wang van de rat te hechten met een 4-0 zijdehechting om extubatie tijdens de procedure te voorkomen.
4. Plaats een rectale temperatuursonde om de lichaamstemperatuur te controleren en een vier-terminal elektrocardiogram om ECG tijdens de gehele procedure te controleren.
   1. Gebruik een overhead verwarmingslamp als de warmte van het chirurgische platform onvoldoende is. Zet de lamp uit als de lichaamstemperatuur boven de 37 °C komt.
   2. Beoordeel het elektrocardiogram visueel op hartritmestoornissen of tekenen van myocardiale ischemie. Als er geen aanwezig zijn, registreert u het basislijn-elektrocardiogram.
5. Transthoracale echocardiografie (TTE) uitvoeren voor de hartfunctie van de uitgangswaarde (figuur 2A).
   1. Draai de rat in een supine positie en scheer de linkerkant van de thorax. Om duidelijke echo weergaven te verkrijgen, verwijder haar met behulp van een ontharingscrème.
   2. Gebruik een echografie systeem met voldoende frequentie voor hoge hartslag beeldvorming. In deze studie gebruikten we het Visualsonics 2100-systeem met een 21 MHz-sonde, die geschikt is voor cardiale beeldvorming bij ratten.
   3. Verkrijg Afbeeldingen in de B-modus in het parasternale lange-asvlak om de linker ventriculaire volumes te berekenen. In hetzelfde vlak u afbeeldingen in de M-modus verkrijgen om de afmetingen van de muur te meten.
   4. Draai de sonde met 90°, en verkrijg B-modus en M-modus parasternale korte-as uitzicht op het mid-papillaire niveau om dwarsdoorsnede wand afmetingen te meten.
6. Transesophageal echocardiografie (TEE) uitvoeren voor basisbeeldvorming (figuur 2B).
   1. Plaats de rat in de juiste decubituspositie en plaats een 8 Fr intracardiale echografie sonde (8 MHz) in de slokdarm van de rat met een kleine hoeveelheid gel toegepast op de tip. De frequentie van de ICE (intracardiale echocardiografie) sonde is voldoende om 4-6 frames per hartslag te verkrijgen, die voldoende zijn om de klepbeweging te visualiseren.
      OPMERKING: Een GE Vivid I- of Siemens SC2000 prime-systeem kan worden gebruikt voor ICE-beeldvorming.
   2. Het verkrijgen van een hoge slokdarm uitzicht op een twee-kamer uitzicht op de linkerkant van het hart te verkrijgen. Deze weergave is ideaal om het linker atrium, de mitralisklep en de linkerventrikel te visualiseren. Plaats de sonde zodanig dat voorste en achterste folders worden gevisualiseerd en coaptatie centraal staat. Deze hoek maakt het ook mogelijk Doppler metingen over de mitralisklep, zonder hoekcorrectie.
   3. Meet links atriumgebied en mitralisklep annulus afmetingen in deze weergave.
   4. Voer kleur Doppler imaging uit om de klepcompetentie en het ontbreken van MR bij de basislijn te bevestigen. Voer gepulseerde golf en continue golf Doppler beeldvorming om mitralire instroom te kwantificeren en te bevestigen gebrek aan regurgitant stroom.
   5. Voer B-modus en gepulseerde golf Doppler beeldvorming van de aorta om de aorta wortel diameter te meten en te berekenen aortastroom.
   6. Uitvoeren gepulseerde golf Doppler beeldvorming van de longader om longwraake stroom te meten.
7. Injecteer een enkele dosis Carprofen (2,5 mg/kg, SQ, niet-steroïde ontstekingsremmende), Gentamycine (6 mg/kg, SQ, antibioticum) en steriele zoutzout (1 mL, SQ) om het bloedverlies tijdens de procedure preventief te compenseren.
8. Scheer de linkerkant van de thorax zo nodig om het resterende haar uit het chirurgische veld te verwijderen. Scheren van de onderste nek regio naar de xyphoid, en van de linkerarm naar het midden van het borstbeen moet voldoende zijn om een veld dat verstoken is van haar te waarborgen en het risico van chirurgische site besmetting te verminderen.
9. Scrub het chirurgische gebied met een gaas gedrenkt in Betadine, gevolgd door een gaas gedrenkt in 70% ethanol. Schrob het gebied in cirkelvormige bewegingen op de huid, zodat het gaas geen contact heeft met een eerder geschrobd gebied.
10. Herhaal deze stap drie keer om een adequaat steriel veld voor chirurgie te bereiken.
11. Drapeer het dier met steriele covers, het openen van een raam om toegang te krijgen tot de steriele chirurgische gebied.

3. Linker thoracotomie

1. Voer de gehele chirurgische ingreep met behulp van aseptische technieken, met isofluraan gehandhaafd op 2-2,5% in 1 LPM van zuurstof. Plaats alle instrumenten in een steriele lade en plaats na elk gebruik terug in de lade.
2. Draag steriele handschoenen, een masker en een chirurgische pet door de chirurg voor de hele procedure. Een steriele chirurgische jurk kan ook worden gedragen, maar het is optioneel, tenzij besmetting wordt verwacht.
3. Gebruik een chirurgische scalpel met een No #15 mes om een huidincisie te maken aan de linkerkant van de thorax, ongeveer 1 cm proximale aan de xyphoid. Gebruik een stompe ontleden tip schaar om de huidlaag te scheiden van de spierlaag en maak een longitudinale incisie.
4. Ontleed de spierlagen op dezelfde manier totdat de ribben worden blootgesteld.
5. Maak voorzichtig een longitudinale incisie van 2-3 cm in de vijfde intercostale ruimte, voldoende om oprolmechanismen in te brengen en het hart bloot te leggen.
6. Gebruik fijne getipte tangen om het hartzakje op te heffen, en micro-schaar om het te verwijderen in de regio rond de top van het hart. Deze stap helpt om post-chirurgische verklevingen van het hart aan de borstwanden en het middenrif te voorkomen.
   OPMERKING: Vermijd chirurgische insnijdingen dicht bij het borstbeen om bloedingen te minimaliseren. Transecting de interne borstslagaders die langs het borstbeen lopen, kan leiden tot overmatigbloeden. Als u met een dergelijke bloeding wordt aangetroffen, identificeert u de bleeder en cauterize het.

4. Echo geleide MR-procedure (figuur 3 en figuur 4)

1. Gebruik een 6-0 prolene hechting en een micronaald houder, om een portemonnee string hechting op de top van de linker ventrikel. Gebruik indien nodig microtangen om het hart te stabiliseren.
2. Voorzichtig aandeden de apicale hechting om de top te stabiliseren en steek een 23 G naald (gespoeld met zout, en met een stopcock aan het distale einde) in het midden van de tastoon hechting, in de linker ventriculaire holte.
3. Gebruik de ene hand om de naald stabiel vast te houden en te begeleiden, en de andere hand om tegelijkertijd de transoesofageale echosonde te manipuleren om een optimale echoweergave te bereiken om de naald te visualiseren, zoals hierboven beschreven.
4. Met real-time echografie, vooraf de naald naar de ventriculaire kant van de voorste mitralis bijsluiter. Zodra de naaldpositie is bevestigd op echografie, vooraf de naald in een fijne beweging door de klep bijsluiter. Als een weerstand wordt gevoeld, draai de naald als het wordt gevorderd in de bijsluiter om het te perforeren.
   OPMERKING: Het te ver in het linkeratrium gaan kan leiden tot een linker atriumperforatie, waardoor overmatig bloeden en de dood van dieren kan ontstaan. De naald moet te allen tijde worden gevisualiseerd op echografie.
5. Trek de naald in de linker ventriculaire kamer, uit de buurt van de mitralisklep, en bevestig MR door het inschakelen van kleur Doppler beeldvorming.
6. Als MR niet wordt gezien op kleur Doppler beeldvorming, herhaal t/m stap 4.4 en 4.5. Pas de echosonde indien nodig aan om een beter zicht te krijgen. Na de praktijk in weinig ratten, is het mogelijk om een bijsluiter punctie induceren in een beweging van de naald, inducerende een gat dat is de grootte van de buitenste diameter van de naald. Dit werd bevestigd na obductie van de rattenharten.
7. Zodra MR is bevestigd, trek je de naald uit de linker ventriculaire holte en bind je de tasstring hechting voorzichtig vast.
8. Gebruik een steriel gaas om bloed op de top en in de borstholte te weken.
   OPMERKING: Het aanraken van de echosonde met de chirurgische handschoenen kan leiden tot besmetting van de steriele omgeving. Spray je handschoenen met 70% ethanol of vervang de handschoenen door nieuwe, op de juiste manier.

5.

1. Na 5-10 minuten van stabiele hartfunctie (normale ECG en hartslag), sluit de thoracotomie in lagen met 4-0 vicryl, terwijl isofluraan in stappen wordt verminderd.
2. Gebruik een onderbroken hechting om de ribben te benaderen, waarbij isofluraan op 2% wordt gehouden. Steek een borstbuis in de zesde intercostale ruimte en zet deze vast aan de steriele gordijnen om onbedoelde vooruitgang van de buis in de borstholte te voorkomen.
3. Gebruik een continue hechting om de spierlaag te sluiten met isofluraan gehandhaafd op 1,5%.
4. Gebruik een continue hechting om de huidlaag te sluiten met isofluraan gehandhaafd op 1%.
5. Sluit een 10 mL Luer-lock klep getipt spuit op de borstbuis en afvoer 10-12 mL van de lucht uit de borstholte en verwijder vervolgens de borstbuis.
6. Toedienen van een laatste dosis Carprofen (2,5 mg/kg, SQ) en uitschakelen isofluraan.
7. Doorgaan met mechanische ventilatie, terwijl rat spenen van anesthesie, het toezicht op vitale functies (SpO₂ en hartslag). Bij het begin van spontane ademhaling, zet ventilatie uit om het vermogen van de rat om een dergelijke ademhaling en goede SpO₂te handhaven te testen.
8. Als spo_2-niveaus onder de 90% beginnen te dalen, schakelt u de ventilator in. Zodra de rat in staat is om SpO₂ niveaus te handhaven zonder ventilatie, de verankering hechting aan de endotracheale buis wordt gesneden, en het dier is voorbereid op extubatie.
9. Zodra de rat tekenen van alertheid vertoont, waaronder snorharen of oogbewegingen, extubate het dier.
10. Plaats een neuskegel met 100% zuurstof totdat de rat ambulant is.
11. Breng rat naar een schone kooi met minimale beddengoed en blijven vitale functies te controleren met behulp van een handheld SpO₂ monitor, geplaatst op de voet van de rat of staart, totdat rat is ambulante.
    OPMERKING: Als nadelige effecten van de operatie worden waargenomen, kunnen dieren een langere hersteltijd hebben en kan het langer duren om hoge SpO_2-niveaus vast te houden. Als dit gebeurt, kan een neuskegel met 100% zuurstof worden toegepast totdat de SpO_2-niveaus stabiel zijn.
12. Om het risico op letsel aan de chirurgische plaats te verminderen en het risico op infectie te voorkomen, één huis ratten na de operatie.
13. Toedienen Buprenorfine binnen 3 uur na de rat is wakker en voldoende ambulante. Buprenorfine kan ademhalingsproblemen veroorzaken wanneer het vroeg in de pooperatieve herstelperiode wordt toegediend, waardoor het wordt uitgesteld tot de rat zonder problemen ademt.
14. Na de operatie krijgen alle dieren de volgende medicijnen: gentamicin (6 mg/kg, SQ, SID POD 1-3) en rimadyl (5 mg/kg, SQ, SID POD 1-3). Alle dieren worden eenmaal per dag gedurende vijf dagen na de operatie waargenomen voor onderzoek van incisieplaatsen, en eenmaal daags gedurende de eerste twee weken na de operatie voor pijnbeoordeling.

6. Validatie van mr-ernst met echocardiografie (figuur 5)

1. Herhaal TEE op twee weken na de operatie, met dezelfde stappen als omschreven in punt 2.7. Twee weken na de operatie is voldoende tijd voor de hemodynamica te stabiliseren.
2. Verkrijgen van kleur Doppler beeldvorming op een 2-kamer bekijken met behulp van transoesofageale echografie, visualiseren van de linker ventrikel en linker atrium. Meet het gebied van het linker atrium en MR jet. Bereken de MR-straalgebiedsfractie met behulp van
   (1)
   Ernstige MR wordt gedefinieerd als MR-straalgebied ≥ 30%.
3. Benader het gebied van de regurgitant opening door het oppervlak van 23 G naald te berekenen, met behulp van de buitenste diameter van de naald. Deze vergelijking gaat ervan uit dat het gebied van de regurgitant opening is gelijk aan het gebied van de 23G naald.
   (2)
4. Verkrijg continue-golf Doppler beeldvorming met de Doppler poort aan de opening van de regurgitant jet. Traceer de golfvorm om VTI van de regurgitant jet te berekenen. Mr-volume kan worden geschat aan de hand van
   (3)
   Ernstige MR wordt gedefinieerd als MR-volume ≥ 95 μL.
5. Verkrijgen van pulsgolf Doppler beeldvorming van de longader door het draaien van de echo sonde zijwaarts, met de klok mee. Meet de systolische en diastolische golfsnelheden en gebruik de volgende vergelijking om de verhouding te berekenen.
   (4)
   Een negatieve longstroomverhouding duidt op ernstige MR.

7. Schijnchirurgie

1. Secties 1-3 uitvoeren zoals beschreven.
2. Modify sectie 4 werd zodanig gewijzigd dat de 23 G naald wordt ingevoegd in de linker ventriculaire kamer, door middel van een taskoord hechting op de linker ventriculaire top, maar niet gevorderd in de mitralisklep om MR. Steek de naald in de linker ventriculaire kamer en onmiddellijk intrekken, na het aanscherpen en sluiten van de ventriculaire top.
3. Voer sectie 5 uit zoals beschreven.
4. Voer de mitralisklepbeoordeling uit zoals beschreven in punt 6. Mr mag echter niet aanwezig zijn bij een van de dieren, dus kwantificering zoals beschreven is niet nodig.

Resultaten

Haalbaarheid en reproduceerbaarheid
Het voorgestelde MR-model is zeer reproduceerbaar, met een duidelijk gedefinieerd gat in de mitralisfolder die in 100% van de ratten die in deze studie worden gebruikt, wordt bereikt. Figuur 6A toont de richting van de naald als deze in de mitralisklep wordt ingebracht. Figuur 6B toont een gat in de mitralisklep bijsluiter van een representa...

Discussie

Een reproduceerbaar knaagdiermodel van ernstige MR met een goede overleving (93,75% overleving na een operatie) en zonder significante postoperatieve complicaties wordt gemeld. Real-time beeldvorming met transoesofageale echocardiografie en introductie van een naald in het kloppende hart om de mitralisbijsluiter te doorboren is haalbaar en kan worden onderwezen. Ernstige MR werd geproduceerd met de 23 G naald grootte in deze studie, die kan worden gevarieerd zoals gewenst met behulp van een kleinere of grotere naald. MR ...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
23G needle	Mckesson	16-N231
25G needle, 5/8 inch	McKesson	1031797
4-0 vicryl	Ethicon	J496H
6-0 prolene	Ethicon	8307H
70% ethanol	McKesson	350600
ACE Light Source	Schott	A20500
ACUSON AcuNav Ultrasound probe	Biosense Webster	10135936	8Fr Intracardiac echo probe
ACUSON PRIME Ultrasound System	Siemens	SC2000
Betadine	McKesson	1073829
Blunted microdissecting scissors	Roboz	RS5990
Buprenorphine	Patterson Veterinary	99628
Carprofen	Patterson Veterinary	7847425
Chest tube (16G angiocath)	Terumo	SR-OX1651CA
Disposable Surgical drapes	Med-Vet	SMS40
Electric Razor	Oster	78400-XXX
Gentamycin	Patterson Veterinary	78057791
Heat lamp with table clamp	Braintree Scientific	HL-1 120V
Hemostatic forceps, curved	Roboz	RS7341
Hemostatic forceps, straight	Roboz	RS7110
Induction chamber	Braintree Scientific	EZ-1785
Injection Plug, Cap, Luer Lock	Exel	26539
Isoflurane	Patterson Veterinary	6679401725
Mechanical ventilator	Harvard Apparatus	Inspira ASV
Microdissecting forceps	Roboz	RS5135
Microdissecting spring scissors	Roboz	RS5603
Needle holder	Roboz	RS6417
No. 15 surgical blade	McKesson	1642
Non-woven sponges	McKesson	446036
Otoscope	Welch Allyn	23862
Oxygen	Airgas Healthcare	UN1072
Pulse Oximeter	Nonin Medical	2500A VET
Retractor, Blunt 4x4	Roboz	RS6524
Rodent Surgical Monitor	Indus Instruments	113970	The integrated platform allows for monitoring of vital signs and surgical warming
Scale	Salter Brecknell	LPS 150
Scalpel Handle	Roboz	RS9843
Silk suture 3-0	McKesson	220263
Small Animal Anesthesia System	Ohio Medical	AKDL03882
Sterile saline (0.9%)	Baxter	281322
Sugical Mask	McKesson	188696
Surgical cap	McKesson	852952
Surgical gloves	McKesson	854486
Syringe 10mL	McKesson	1031801
Syringe 1mL	McKesson	1031817
Ultra-high frequency probe	Fujifilm Visualsonics	MS250
Ultrasound gel	McKesson	150690
VEVO Ultrasound System	Fujifilm Visualsonics	VEVO 2100