Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een MRI-gebaseerde toolbox voor neurochirurgische planning bij niet-menselijke primaten

4.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61098

⸱

17 juli 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Bioengineering Department, University of Washington, 2Washington National Primate Research Center, University of Washington, 3Electrical and Computer Engineering Department, University of Washington, 4Department of Ophthalmology, SUNY Downstate Health Sciences University, 5Radiology Department, University of Washington

In dit artikel

Samenvatting

De onderstaande methode is bedoeld om een uitgebreid protocol te bieden voor de voorbereiding van niet-menselijke primaten (NHP) neurochirurgie met behulp van een nieuwe combinatie van driedimensionale (3D) printmethoden en MRI-gegevensextractie.

Samenvatting

In dit document schetsen we een methode voor chirurgische voorbereiding die het mogelijk maakt voor de praktische planning van een verscheidenheid aan neurochirurgie in NHPs uitsluitend met behulp van gegevens uit magnetische resonantie beeldvorming (MRI). Dit protocol maakt het mogelijk voor de generatie van 3D-geprinte anatomisch nauwkeurige fysieke modellen van de hersenen en schedel, evenals een agarose gel modelleren van een aantal van de mechanische eigenschappen van de hersenen. Deze modellen kunnen worden geëxtraheerd uit MRI met behulp van brain extractie software voor het model van de hersenen, en aangepaste code voor het model van de schedel. Het voorbereidingsprotocol maakt gebruik van state-of-the-art 3D-printtechnologie om interfacing hersenen, schedels en mallen te maken voor gelhersenmodellen. De schedel- en hersenmodellen kunnen worden gebruikt om hersenweefsel in de schedel te visualiseren met de toevoeging van een craniotomie in de aangepaste code, waardoor een betere voorbereiding op operaties direct met de hersenen mogelijk is. De toepassingen van deze methoden zijn ontworpen voor operaties die betrokken zijn bij neurologische stimulatie en opname, evenals injectie, maar de veelzijdigheid van het systeem zorgt voor toekomstige uitbreiding van het protocol, extractietechnieken en modellen naar een breder scala van operaties.

Inleiding

Primaten onderzoek is een cruciale stap in de progressie van medisch onderzoek van diermodellen naar menselijke proeven1,2. Dit is vooral zo in de studie van neurowetenschappen en neurale engineering als er een grote fysiologische en anatomische discrepantie tussen knaagdierhersenen en die van niet-menselijke primaten (NHP)1,2,3. Met opkomende genetische technologieën zoals chemogenetica, optogenetica, en calcium imaging die genetische modificatie van neuronen vereisen, neurale engineering onderzoek bestuderen neurale functie in NHP's heeft opgedaan speciale aandacht als een preklinisch model voor het begrijpen van hersenfunctie2,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16. In de meeste NHP-neurowetenschappelijke experimenten zijn neurochirurgische maatregelen nodig voor de implantatie van verschillende apparaten zoals hoofdposten, stimulatie- en opnamekamers, elektrodearrays en optische vensters4,5,6,7,10,11,13,14,15,17,18.

Huidige NHP labs maken gebruik van een verscheidenheid van methoden die vaak ineffectieve praktijken, waaronder het verdveemen van het dier om de benen van een hoofdpost passen en benaderen de kromming van de schedel rond de craniotomie site. Andere laboratoria passen de hoofdpost aan de schedel in chirurgie of gebruiken geavanceerdere methodes om de noodzakelijke metingen voor implantatie zoals het analyseren van een NHP hersenenatlas en magnetische resonantie (MR) scans te gebruiken om schedelkrommingen2,10,11,16te schatten. Neurochirurgie in NHPs omvatten ook vloeistof injecties, en laboratoria hebben vaak geen manier om de geprojecteerde injectie locatie in de hersenen2,4,5,13,14 uitsluitend vertrouwen op stereotaxic metingen en vergelijking met MR scans visualiseren. Deze methoden hebben een zekere mate van onvermijdelijke onzekerheid omdat ze de fysieke compatibiliteit van alle complexe componenten van het implantaat niet kunnen testen.

Daarom is er behoefte aan een nauwkeurige niet-invasieve methode voor neurochirurgische planning in NHPs. Hier presenteren we een protocol en methodologie voor de voorbereiding van implantatie- en injectieoperaties bij deze dieren. Het hele proces komt voort uit MRI-scans, waarbij de hersenen en schedel worden geëxtraheerd uit de gegevens om driedimensionale (3D) modellen te maken die vervolgens 3D-geprint kunnen worden. De schedel- en hersenmodellen kunnen worden gecombineerd om zich voor te bereiden op craniotomieoperaties en hoofdposten met een verhoogd niveau van nauwkeurigheid. De hersenen model kan ook worden gebruikt om een mal te maken voor het gieten van een anatomisch nauwkeurige gel model van de hersenen. De gel hersenen alleen en in combinatie met een geëxtraheerde schedel kan worden gebruikt om voor te bereiden op een verscheidenheid van injectie operaties. Hieronder beschrijven we elk van de stappen die nodig zijn voor de MRI-gebaseerde toolbox voor neurochirurgische voorbereiding.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprocedures zijn goedgekeurd door het University of Washington Institute for Animal Care and Use Committee. Er werden twee mannelijke rhesusmaken (aap H: 14,9 kg en 7 jaar oud, aap L: 14,8 kg en 6 jaar oud) gebruikt.

1. Beeldacquisitie

  1. Vervoer de aap naar een 3T MRI-scanner en plaats het dier in een MR-compatibel stereotaxic frame(Table of Materials).
  2. Neem de standaard T1 op (flip angle = 8°, herhalingstijd/echotijd = 7,5/3,69 s, matrixgrootte = 432 x 432 x 80, aanschafduur = 103,7 s, Multicoil (Tabel van Materialen), aantal gemiddelden = 1, snijdikte = 1 mm) anatomische MR-beelden.
    OPMERKING: Voor een succesvolle schedelisolatie, gebruik maken van de MRI-acquisitie parameters hier toegepast om de scheiding tussen schedel en hersenen te maximaliseren.

2. Hersenextractie

  1. Selecteer In de MR imaging software voor brain extraction Open | Afbeelding openen. Laad de T1 Quick Magnetization Prepared Rapid Gradient Echo (MPRAGE) scan verworven in stap 1.2 in een MR imaging software(Table of Materials).
  2. Als u de hersenen wilt extraheren, selecteert u onder het vervolgkeuzemenu Plugins de optie Brein extraheren (BET). Haal bij een intensiteitsdrempel rond 0,5− 0,7 en stel de drempelwaarde voor het verloop in op 0. Gebruik herhaaldelijk de extractiefunctie bij achtereenvolgens lagere intensiteitsdrempels totdat de scan alleen de corticale anatomie(figuur 1B)bevat.
    OPMERKING: Dit is een iteratief proces omdat de software niet is ontworpen voor NHP-hersenen en extractie niet nauwkeurig is
  3. Selecteer onder het menu regio van belang (ROI) Drempel tot ROI en selecteer de optie voor Krimpfloop en 3D om een bitmap van de hersenen te maken. Hiermee wordt het volume omgezet in binaire bits van een verloop, waardoor toekomstige processen voor het genereren van modellen worden gestroomlijnd. Kies een drempel (meestal rond 600) om de hersenen te isoleren van het omliggende weefsel. Deze drempel kan worden gevonden door te zweven over de grijze stof. Selecteer OK om de bitmap te vormen.
  4. Als u een oppervlak wilt maken, selecteert u Surface bouwen onder het afbeeldingsmenu en voert u de drempel in die wordt gebruikt om de hersenen in stap 2.3 te extraheren. Selecteer vervolgens OK. Het resulterende oppervlak kan worden gebruikt als referentie voor het aanpassen van de drempelwaarde om de hoogste kwaliteitsweergave van de beoogde anatomie te produceren (figuur 1C).
  5. Selecteer onder het tabblad Bestand Opslaan of Opslaan alsen sla de uitgepakte roi van de hersenen op als een .nii- of .nii.gz bestand voor gebruik bij het maken van het model van de hersenen.

3. Hersenmodellering

  1. Gegevens laden | selecteren Kies Bestanden om de geëxtraheerde hersenen toe te voegen en te laden die zijn opgeslagen in de .nii of .nii.gz bestandstype in software voor medische beeldverwerking(Tabel van materialen).
  2. Plaats de muisaanwijzer over het vervolgkeuzemenu van Welcome to slicer op de werkbalk van de modules en ga naar alle modules. Selecteer in dat menu de editorfunctionaliteit. Klik op OK op de pop-upwaarschuwing.
  3. Selecteer drempeleffect in het menu Editormodule en pas de schuifregelaars voor drempelbereik aan, zodat het gedeelte van de bitmap met de hersenen in alle drie de segmenten wordt gemarkeerd. Bij het laden van een bitmap selecteert het aanpassen van beide schuifregelaars aan een waarde van 1 de hele hersenen. Selecteer Toepassen.
  4. Open de module modelmaker en selecteer in het vervolgkeuzemenu invoervolumes het bitmapbestand dat in stap 3.3 is gegenereerd. Selecteer onder Modellen de optie Nieuwe modelhiërarchie maken. Nadat u de naam van het model aan de hiërarchie hebt toegewezen, selecteert u Toepassen om het volume te maken.
  5. Sla het bestand op in de .stl-indeling.
  6. Om het hersenmodel verder te wijzigen, laadt u het .stl-bestand als grafische instantie in computerondersteunde ontwerpsoftware(Tabel van materialen)
    OPMERKING: Dit kan een tijdje duren, omdat de geïmporteerde mesh hersenoppervlakken zijn vaak vrij complex.
  7. Zodra het bestand is geïmporteerd, in de functie boom aan de linkerkant van het scherm klik op de kinderen van de grafische lichaam en onnodige grafische functies te onderdrukken totdat alleen de functies met de hersenen zijn nog in het bestand. Sla het resterende bestand op als .prt voor verdere manipulatie en als .stl voor 3D-printen. Sla het resterende bestand op als .prt voor verdere manipulatie en als .stl voor 3D-printen.

4. Breinlijsten

  1. Laad het geëxtraheerde hersenmodel van sectie 3 naar de computerondersteunde ontwerpsoftware door het .prt-bestand te openen. Selecteer onder het gedeelte Functies van het menu invoegen de optie Converteren naar mesh-hoofd . Selecteer het grafische lichaam van de hersenen en zet hetom.
  2. Het creëren van een rechts en links mal van de volledige hersenen
    1. Klik op de knop Schets en selecteer het bovenste vlak als schetsvlak. Teken een rechthoek met daarin het geheel van de rechter- of linkerhersenhelft van de hersenen. Selecteer de extrude boss/base-functie in de schets en extrudeer een kubieke rechthoek om het bovenste deel van de hersenen te bevatten.
      OPMERKING: De kubus moet mogelijk in twee richtingen worden geëxtrudeerd om het hele halfrond te bevatten. Dit komt omdat het nulpunt, waar het vlak van extrusie zich bevindt, in het hersenmodel kan vallen. Extruderen in beide richtingen zorgt ervoor dat de mal zal het hele volume van de rente omvatten.
    2. Selecteer onder het gedeelte Functies van het menu 'invoegen' de optie Converteren naar mesh-hoofd . Selecteer de geëxtrudeerde kubus in de map Vaste lichamen en converteer deze. Als u de negatieve ruimte wilt maken, trekt u het model van de hersenen af van de nieuw geëxtrudeerde kubus met de functie Combineren en selecteert u de optie Aftrekken.
    3. Herhaal stap 4.2.1 en 4.2.2 voor de andere hersenhelft (links of rechts) en sla de resulterende bestanden op als .stl voor 3D-printen en een .prt voor verdere manipulatie.
  3. Het creëren van een rechter en linker mal van de bovenste helft van de hersenen.
    1. Maak een schets in het bovenste vlak en teken een rechthoek met daarin het geheel van de rechter- of linkerhersenhelft van de hersenen. Selecteer de functie extruderen baas/basis terwijl u in de schets zit en extrudeer met de functie Verschuiving uit vlak geselecteerd. Offset de extrusie tot een afstand waar er geen overhangende contouren in de anatomie van de hersenen, het vastleggen van alleen de bovenste anatomie. Selecteer onder het gedeelte Functies van het menu 'invoegen' de optie Converteren naar mesh-hoofd . Selecteer de geëxtrudeerde kubus in de map Vaste lichamen en converteer deze.
    2. Als u de negatieve ruimte wilt maken, trekt u het model van de hersenen af van de nieuw geëxtrudeerde kubus met de functie Combineren en selecteert u de optie Aftrekken.
    3. Maak een schetsvlak aan de rugzijde van de mal en selecteer Entiteiten converteren en selecteer vervolgens de schets uit stap 4.3.1.
    4. Selecteer de extrude boss/base functie terwijl in de schets en, met de blinde extruderen optie geselecteerd, extrudeer het vaste lichaam ongeveer 5 mm om volledig omsluiten de afgetrokken hersenen anatomie in de mal.
    5. Herhaal stap 4.3.1−4.3.4 voor de andere hersenhelft (links of rechts) en sla de resulterende bestanden op als .stl voor 3D-printen en een .prt voor verdere manipulatie.
  4. Door de afmetingen en locatie van de kubus te veranderen en hetzelfde protocol te volgen (stappen 4.1 en 4.2), maak je mallen die verschillende delen van de hersenen bevatten.
  5. Voor 3D-printen gebruikt u ~70% infilldichtheid en verhoog de dikte van de buitenste schil van de afdruk om lekkage van het gietmateriaal te minimaliseren. Als er hiaten of gebreken in de afdruk zitten, vul ze dan met nagellak of een ander bindmiddel.

5. Schedelmodellering

  1. Importeer de QUICK MPRAGE MRI van stap 1.2 in de matrixmanipulatiesoftware als EEN DICOM-bestand. Het DICOM-bestand kan zich in afzonderlijke 2D-frames bevinden. Als dit het geval is, combineer alle frames in een 3D-matrix. Zorg ervoor dat elk 2D-frame van de matrix een coronale plak weergeeft.
  2. Maak een binair masker door de 3D-matrix te thresholderen met een operator die groter is dan de operator voor afzonderlijke pixelwaarden. Pas de drempel zodanig dat de schedel anatomie wordt gevangen door het masker (zie Aanvullende codering bestand KalibrerenMask).
    OPMERKING: Het masker bevat vier verschillende lagen. Van buiten naar binnen worden ze aangeduid als "buiten", "spierstelsel", "schedel" en "hersenen". In dit stadium, "buiten" en "schedel" zijn 0's in het masker, en "spierstelsel" en "hersenen" zijn 1's.
  3. Als u de laag "spierstelsel" wilt verwijderen, verwerkt u elk frame van het 3D-masker afzonderlijk door een 2D-segment van het masker te grijpen (d.w.z. 3D_Mask(:,:,1)).
    1. Selecteer voor elk frame 0 pixels uit de hoeken van het frame in de laag 'buiten' als het 'zaad'. Zoek vervolgens naburige 0's totdat je een 1 pixel tegenkomt. Doorgaan met zoeken totdat er geen 0's meer te vinden zijn. Zet alle aangesloten 0's om naar 1's. Dit wordt gedaan met behulp van de Matlab functie "imfill", waarbij de ingangen en uitgangen worden [MASK2] = imfill(MASK1,LOCATIES, CONNECTIVITEIT), waarbij MASK1 uw oorspronkelijke masker is, en MASK2 het ingevulde masker is (zie Supplemental coding file FillExterior).
  4. Sommige schedel informatie zal verloren gaan tijdens de verwijdering. Als u het informatieverlies wilt beperken, voert u stap 5.3 uit in alle drie de dimensies van de gegevens en houdt u deze gescheiden.
    OPMERKING: Nu zowel "buiten" en "spierstelsel" zijn 1's, en zal worden beschouwd als "buiten". Het masker bevat nu drie verschillende lagen, "buiten", "schedel", en "hersenen". "Buiten" en "hersenen" zijn 1's, en "schedel" is 0's.
  5. Omkeren van de waarden van het masker met behulp van de ~ operator (dat wil zeggen, MASK2 = ~ MASK1). Nu "schedel" is 1's en "buiten" en "hersenen" zijn 0's.
  6. De 1's die elkaar raken in elk masker kan worden beschouwd als "objecten". Maak een index van alle objecten in elk masker met de functie Matlab "bwconncomp", waarbij de ingangen en uitgangen [CC] = bwconncomp(MASK) zijn, waarbij MASK de 3D-maskermatrix is en CC een structureel object is dat de indexwaarden van voor elk object, het aantal objecten en de grootte van de matrix bevat. Verwijder voor elk masker alle objecten, behalve de grootste met de meeste voxels, door de waarden van de kleinere objecten in te stellen op 0's (zie Supplementaal coderingsbestand RemoveNoise).
  7. Voeg de maskers die vanaf elke doorkaart zijn gemaakt samen (zie Aanvullende coderingsbestand MergeMasks).
  8. Schaal de hersenen naar een consistente resolutie.
    1. Vergelijk met de DICOM-header de stapgrootte tussen elk frame van de MRI met de afmetingen van elke pixel.
    2. Als deze waarden verschillend zijn, definieert u een schaalfactor om het verschil in resolutie tussen stapgrootte en pixelgrootte voor elke voxel te compenseren. Als elk frame bijvoorbeeld 1 mm uit elkaar ligt en de pixelafmeting 0,33 mm x 0,33 mm bedraagt, is de schaalfactor 3.
    3. Voeg extra lege voxels toe aan het 3D-masker totdat de laagste resolutiedimensie van het masker groter is met een factor die wordt gedefinieerd door de schaalfactor (zie Supplementaal coderingsbestand "ScaleMask").
    4. Waarden in het masker lineair interpoleren totdat het masker de nieuwe ruimte vult.
    5. Exporteer schedel als een .stl-bestand of vergelijkbaar bestandstype voor 3D-printen.

6. Craniotomie creatie in de 3D schedel model

  1. Met behulp van het MRI-bestand van stap 5.1, handmatig identificeren van de geschatte locatie van de craniotomie van anatomische oriëntatiepunten gevonden in de makaken hersenatlas (bijvoorbeeld centrale sulcus)19.
    1. Bekijk een afzonderlijk segment van de 3D-matrix (vergelijkbaar met stap 5.3).
    2. Scan handmatig vooruit of achteruit door de 3D-matrix totdat herkenbare anatomische oriëntatiepunten zich bevinden.
    3. Het framenummer opslaan als de z-coördinaat (d.w.z. 3D_Mask(:,:,z)
    4. Gebruik een gereedschap voor gegevensselectie om de x- en y-coördinaten van één punt op dit frame op te slaan om de craniotomie te centreren op het gebruik van de Matlab-functie "getpts", waarbij de ingangen en uitgangen [x,y] = getpts zijn. "getpts" opent een gebruikersinterface, klik op het gewenste frame (zie Supplemental coding file LocateCraniotomy).
  2. Converteer de straal van de beoogde craniotomie van mm naar voxels met behulp van de informatie in de DICOM-header.
  3. Met behulp van het punt dat in stap 6.1 is opgegeven als middelpunt, stelt u alle voxels binnen de in 6,2 tot nul in het masker in vanaf stap 5.8.4 met behulp van supplementaire coderingsbestand Craniotomie, waarbij de ingangen en uitgangen [craniotomyMask] = Craniotomy(masker, x, y, z, radius, X, Y, Z, resolutie)waar cranitomyMask een 3D-matrix is met een de craniotomie verwijderd, masker is de eerste 3D-matrix, x,y,z zijn de centerpoint coördinaten van de craniotomie, straal is de straal van de craniotomie, X, Y,Z zijn rastervectoren van de 3D-matrix, en resolutie is uw straal gedefinieerd in stap 6.2 (zie Supplemental coding file Crantomy).
  4. Voor meerdere craniotomieën herhaalt u stap 6.1−6.3 voor elke unieke craniotomie.
  5. Exporteer schedel als een .stl-bestand of vergelijkbaar bestandstype voor 3D-printen.

7.3D afdrukken

OPMERKING: Er worden twee soorten 3D-printers voor fysieke prototypes(Tabel van materialen)gebruikt. Voor de volgende specificaties moeten alle instellingen voor 3D-printers en afdruksoftware standaard zijn, tenzij anders vermeld.

  1. Om de prototypes en mallen af te drukken, gebruik maken van een standaard PLA printer(Tabel van materialen) en maak de G-Code met de volgende printer en software-instellingen: innerlijke dichtheid >50% (dit is vooral belangrijk voor de mallen als ze moeten vloeistof bevatten), snelle honingraat interne vulpatroon, rechtlijnige externe vulpatroon, plaattemperatuur = 50 °C, en extruder temperatuur = 230 °C.
  2. Om hogere getrouwheid modellen van de hersenen en schedel af te drukken gebruik maken van een industriële-grade printer om een gecombineerde afdruk van acrylonitril butadieen styreen (ABS) voor het model en een oplosbare steunmateriaal (Tabel van materialen) te maken. Maak vervolgens de G-Code en met de volgende printerinstellingen: vulstijl Schaars - Hoge dichtheid. Alle andere instellingen worden automatisch ingesteld op de juiste standaardinstelling.
    1. Los het model op in ondersteunend oplosmiddel(Tabel van materialen) voor ~ 12 uur.
  3. Na het implementeren van de juiste printerinstellingen drukt u op Start en bekijkt u de eerste laag van de afdruk om ervoor te zorgen dat de basislaag schoon en gelijkmatig is.
  4. Na 3D-printen van de mallen, patch alle zichtbare gaten met nagellak(Tabel van materialen) om een strakkere afdichting te garanderen.
    OPMERKING: De 3D-geprinte hersenen en schedelmodellen kunnen worden gecombineerd door het hersenmodel in de open onderkant van de schedel te plaatsen. Het verwijderen van de ooganatomie kan de plaatsing van het hersenmodel verlichten zonder belangrijke informatie te verliezen. Wanneer geplaatst in de schedel, de hersenen natuurlijk uitgelijnd op de anatomisch juiste positie.

8. Voorbereiding van agarose

  1. Meng het agarpoeder(Tabel van materialen)en sprinkhanenpoeder(Tabel van materialen)in een 1:4 verhouding door massa.
  2. Combineer het poedermengsel met 1x fosfaatgebufferde oplossing(Tabel van materialen) tot een 0,6% concentratieoplossing in een Erlenmeyer kolf.
    OPMERKING: Concentraties die door andere laboratoria worden gebruikt, dalen in een bereik van 0,5%-0,6%20,21.
  3. Zet de magnetron op maximaal vermogen en plaats de kolf met de oplossing in de magnetron gedurende 2 min.
  4. Let op de oplossing. Wanneer de oplossing begint te bellen, stop de magnetron en timer, verwijder de kolf, en draai krachtig. Zet de kolf terug in de magnetron en hervat de magnetron en timer.
    OPMERKING: Het doel is om de oplossing te verwarmen zonder het volume aanzienlijk te verminderen als gevolg van verdamping tijdens het koken.
  5. Herhaal stap 8.4 tot de twee minuten zijn voltooid.
  6. Verwijder de kolf en houd wervelend om te voorkomen dat de oplossing in de kolf wordt ingesteld.
  7. Laat koud water aan de buitenkant van de kolf lopen om de oplossing te koelen terwijl u dwarrelt. Koel de oplossing totdat de buitenkant van de kolf warm is, maar toch aanvaardbaar en veilig, om te voorkomen dat de oplossing de plastic mal in de volgende stappen vervormt.
  8. Draai de kolf terwijl het vervoer van de oplossing naar de mal om voortijdige verharding te voorkomen.

9. Agarose gieten

OPMERKING: De agarose vormen proces hieronder beschreven is hetzelfde voor de volledige halfrond en de bovenste helft halfrond mallen

  1. Giet de agarose oplossing in een van de hersenen mallen tot vol. Blijven wervelen resterende oplossing in de kolf.
  2. Controleer het niveau van de oplossing in de mal voor lekken. Vul de mal indien nodig, omdat de instelling agarose zal eventuele lekken in de mal afdichting.
  3. Laat de oplossing in de mal te zitten onverbreed op kamertemperatuur totdat de oplossing is ingesteld en gehard in een vaste stof.
    LET OP: Hoewel de wachttijden kunnen variëren afhankelijk van het volume van de oplossing en andere factoren, wordt 2 uur een betrouwbare wachttijd gevonden.
  4. Gebruik een spatel om voorzichtig verwijderen van de gel model uit de mal. Wees strategisch met de locatie van spatel inbrengen in de mal om mogelijke vervormingen aan het oppervlak van de mal te voorkomen.
  5. Om het natuurlijke verdampingsproces en de blootstelling aan biologische agentia te vertragen, plaatst u het gelmodel in een verzegelde container in een koelkast.

10. Injectie in agarose gel model

  1. Bereid de pomp voor op infusie en bevestig deze in een stereotaxic-arm op een stereotaxic frame(Tabel van materialen). Plaats de pomp op de juiste injectiebaan en plaats normaal op het oppervlak van het gelmodel vanaf sectie 9.
  2. Vul een 250 μL spuit (Tabel van materialen) met DI water. Monteer de spuit op de pomp(Tabel van materialen).
    LET OP: Voordat di-water wordt getekend, moet de injectie canule(Tabel van materialen)volledig worden gevuld. Op die manier wanneer de kleurstof wordt opgesteld door middel van de canule is er geen compressie of uitbreiding van de lucht door de zuiger die het injectievolume zou kunnen beïnvloeden.
  3. Gebruik de pompdriver(Tabel van materialen) om de kleurstof(Tabel van materialen) in de spuit terug te trekken naar het doelvolume voor injectie. Injecteer de kleurstof langzaam tot een kleine kraal zich vormt aan het uiteinde van de canule om te voorkomen dat luchtbellen in de gel worden geïnjecteerd. Droog de kraal van de punt van de canule.
  4. Plaats het gelmodel onder de canule. Laat de canule zakken tot de punt het oppervlak van het gelmodel raakt. Let op de metingen op de stereotaxic arm.
  5. Laat de canule in het gelmodel snel en soepel naar de doelinjectiediepte zakken en zorg ervoor dat het oppervlak van de gel rond de canule is afgesloten.
  6. Voer de pomp en observeer de verspreiding van de kleurstof tot het doelvolume wordt geïnjecteerd. Begin met een stroomsnelheid van 1 μL/min en verhoog tot 5 μL/min met 1 μL/min stappen per minuut. De verspreiding van de kleurstof in de gel is een benadering van de verspreiding van een virale vector in de hersenen.
  7. Haal de canule snel en soepel uit de gel.
  8. Leg beelden vast van de verspreiding van de kleurstof met een fotografisch apparaat(Tabel van materialen)en meet fysiek de afmetingen van het embolie om het ellipsoïde volume van de injectie te berekenen. Deze aanpak is mogelijk door het transparante karakter van de gel.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De manipulatie en analyse van MRI's als preoperatieve craniotomieplanningsmaatregel is in de afgelopen2, 5,10,16met succes gebruikt . Dit proces, echter, is sterk verbeterd door de toevoeging van de 3D-modellering van de hersenen, schedel, en craniotomie. We waren in staat om met succes een anatomisch nauwkeurig fysisch model van de hersenen te creëren dat het interessegebied voor onze studies ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit artikel beschrijft een toolbox voor de voorbereiding voor neurochirurgie in NHPs met behulp van fysieke en CAD-modellen van schedel-en hersenanatomie gewonnen uit MR-scans.

Terwijl de geëxtraheerde en 3D geprinte schedel- en hersenmodellen speciaal zijn ontworpen voor de voorbereiding van craniotomieoperaties en hoofdpostimplantaties, leent de methodologie zich voor verschillende andere toepassingen. Zoals eerder beschreven, het fysieke model van de schedel zorgt voor het buigen van de hoo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen op dit moment.

Dankbetuigingen

Dit project werd ondersteund door het Eunice Kennedy Shiver National Institute of Child Health & Human Development van de National Institutes of Health onder Award Number K12HD073945, het Washington National Primate Research Center (WaNPCR, P51 OD010425), het Center for Neurotechnology (CNT, een National Science Foundation Engineering Research Center onder Grant EEC-1028725) en de Universiteit van Washington Royalty Research. Financiering aan de Macknik en Martinez-Conde labs voor dit project kwam van een BRAIN Initiative NSF-NCS Award 1734887, evenals NSF Awards 1523614 & 1829474, en SUNY Empire Innovator Beurzen aan elke professor. Wij danken Karam Khateeb voor zijn hulp bij de voorbereiding van agarose, en Toni J Huan voor technische hulp.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3D Printing Software (GrabCAD Print)StratasysVersie 1.36Gebaten voor hoogwaardige 3D-printen
3D Printing Software (Simplify 3D)Simplify3DVersie 4.1Gebaten voor PLA 3D-printen
AgaroseBenchmark ScientificA1700Gebaten voor het maken van gelhersenen
Zwarte nagellakL.A. ColorsCNP637Gebaten voor gelvorming
Cannula (ID 450 µm, OD 666 µm)Polymicro Technologies1068150625Gebaten om kleurstof in gelhersenen te injecteren
KatheterconnectorB BraunPCC2000Perifix voor 20-24 gauge epidurale katheters; Eenheden per Cs 50
Dremel 3D Digilab 3D45 printerDremelF0133D45AAGebaten voor prototyping in PLA
ECOWORKSStratasys300-00104Gebaten om QSR-ondersteuningsstructuren op te lossen
ErlenmeyerkolfPyrex4980Gebaten voor gelvorming
EthylcyanoacrylaatThe Original Super Glue Corp.15187Gebaten om een gecombineerde canule te maken
Gradueerde cilinder3023Gebaten voor gelvorming
HATCHBOX PLA 3D-printergloeidraadHATCHBOX3DPLA-1KG1.75-ROZE/3DPLA-1KG1.75-ZWART1kg spoel, 1.75mm, Rood/Zwart
JohannisbroodpitmeelModernist Pantry1018Verdikkingsmiddel voor gelhersenen-mengsels
MATLABMathWorksR2019bGebaten voor hersenschedelextractie
McCormick Geel VoedselkleurMcCormickGebaten voor kleurstofinjectie
MicrogolfovenPanasonicNN-SD975SGebaten voor agarose uitharding
MR-beeldvormingssoftware (3D Slicer)3D SlicerVersie 4.10.2Gebaten voor 3D-modelgeneratie
MR-beeldvormingssoftware (Mango met BET-plug-in)Reasearch Imaging InstituteVersie 4.1Gebaten voor hersenextractie
Philips Acheiva MRI-systeemPhilips4522 991 19391Gebaten om niet-menselijke primaten te beeldhouwen
Fosfaatgebufferde oplossingGibco70011-04410X verdund met DI-water tot 1X
PompWPIUMP3T-1Gebaten voor kleurstofinjectie
PompdriverWPIUMP3T-1Gebaten voor kleurstofinjectie
KoelkastGeneral ElectricGebaten om agarosegel te bewaren
Wetenschappelijke spatelVWR82027-494Gebaten om gelvormen te extraheren
SolidWorksDassault Systemes2019
Stratasys ABS-M30 filamentStratasys333-60304Gebaten voor hoogwaardige 3D-printen
Stratasys F170 3D-printerStratasys123-10000Gebaten voor hoogwaardige 3D-printen
Stratasys QSR-ondersteuningStratasys333-63500Gebaten om ondersteuningen te maken met ABS-model
SpuitSGESGE250TLLGebaten voor kleurstofinjectie

Referenties

  1. Phillips, K. A., et al. Why primate models matter. American Journal of Primatology. 76 (9), 801-827 (2014).
  2. Macknik, S. L., et al. Advanced Circuit and Cellular Imaging Methods in Nonhuman Primates. Journal of Neuroscience. 39 (42), 8267-8274 (2019).
  3. Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (9), 3507-3512 (2013).
  4. Ju, N., Jiang, R., Macknik, S. L., Martinez-Conde, S., Tang, S. Long-term all-optical interrogation of cortical neurons in awake-behaving nonhuman primates. PLoS Biol. 16 (8), 2005839(2018).
  5. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Widespread optogenetic expression in macaque cortex obtained with MR-guided, convection enhanced delivery (CED) of AAV vector to the thalamus. Journal of Neuroscience Methods. 293, 347-358 (2018).
  6. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Kharazia, V., Sabes, P. N. Targeted cortical reorganization using optogenetics in nonhuman primates. Elife. 7, (2018).
  7. Ledochowitsch, P., et al. Strategies for optical control and simultaneous electrical readout of extended cortical circuits. Journal of Neuroscience Methods. 256, 220-231 (2015).
  8. Yao, Z., Yazdan-Shahmorad, A. A Quantitative Model for Estimating the Scale of Photochemically Induced Ischemic Stroke. Conference proceedings - IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2018, 2744-2747 (2018).
  9. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Sabes, P. N. Novel techniques for large-scale manipulations of cortical networks in nonhuman primates. Conference proceedings - IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2018, 5479-5482 (2018).
  10. Yazdan-Shahmorad, A., et al. A Large-Scale Interface for Optogenetic Stimulation and Recording in Nonhuman Primates. Neuron. 89 (5), 927-939 (2016).
  11. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Demonstration of a setup for chronic optogenetic stimulation and recording across cortical areas in nonhuman primates. SPIE BiOS. , (2015).
  12. Han, X. Optogenetics in the nonhuman primate. Progress in Brain Research. 196, 215-233 (2012).
  13. Acker, L., Pino, E. N., Boyden, E. S., Desimone, R. FEF inactivation with improved optogenetic methods. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (46), 7297-7306 (2016).
  14. May, T., et al. Detection of optogenetic stimulation in somatosensory cortex by nonhuman primates--towards artificial tactile sensation. PLoS One. 9 (12), 114529(2014).
  15. Griggs, D. J., K, K., Philips, S., Chan, J. W., Ojemann, W. K. S., Yazdan-Shahmorad, A. Optimized large-scale optogenetic interface for nonhuman primates. SPIE BiOS. , (2019).
  16. Khateeb, K., Griggs, D. J., Sabes, P. N., Yazdan-Shahmorad, A. Convection Enhanced Delivery of Optogenetic Adeno-associated Viral Vector to the Cortex of Rhesus Macaque Under Guidance of Online MRI Images. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  17. Lucas, T. H., Fetz, E. E. Myo-cortical crossed feedback reorganizes primate motor cortex output. Journal of Neuroscience. 33 (12), 5261-5274 (2013).
  18. Jackson, A., Mavoori, J., Fetz, E. E. Long-term motor cortex plasticity induced by an electronic neural implant. Nature. 444 (7115), 56-60 (2006).
  19. Paxinos, G., Huang, X. F., Petrides, M., Toga, A. W. The Rhesus Monkey Brain in Stereotaxic Coordinates. 2nd Edition. , Elsevier Science. (2008).
  20. Krauze, M. T., et al. Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents. Journal of Neurosurgery. 103 (5), 923-929 (2005).
  21. Chen, Z. J., et al. A realistic brain tissue phantom for intraparenchymal infusion studies. Journal of Neurosurgery. 101 (2), 314-322 (2004).
  22. Cheng, H., et al. Prolonged operative duration is associated with complications: a systematic review and meta-analysis. Journal of Surgical Research. 229, 134-144 (2018).
  23. Michikawa, T., et al. Automatic extraction of endocranial surfaces from CT images of crania. PLoS One. 12 (4), 0168516(2017).
  24. Soliman, A. S., et al. A realistic phantom for validating MRI-based synthetic CT images of the human skull. Medical Physics. 44 (9), 4687-4694 (2017).
  25. Blonde, J. D., et al. Customizable cap implants for neurophysiological experimentation. Journal of Neuroscience Methods. 304, 103-117 (2018).
  26. Overton, J. A., et al. Improved methods for acrylic-free implants in nonhuman primates for neuroscience research. Journal of Neurophysiology. 118 (6), 3252-3270 (2017).
  27. Lohmeier, J., Kaneko, T., Hamm, B., Makowski, M. R., Okano, H. atlasBREX: Automated template-derived brain extraction in animal MRI. Scientific Reports. 9 (1), 12219(2019).
  28. Ortiz-Rios, M., et al. Improved methods for MRI-compatible implants in nonhuman primates. Journal of Neuroscience Methods. 308, 377-389 (2018).
  29. Nishimura, Y., Perlmutter, S. I., Eaton, R. W., Fetz, E. E. Spike-timing-dependent plasticity in primate corticospinal connections induced during free behavior. Neuron. 80 (5), 1301-1309 (2013).
  30. Seeman, S. C., Mogen, B. J., Fetz, E. E., Perlmutter, S. I. Paired Stimulation for Spike-Timing-Dependent Plasticity in Primate Sensorimotor Cortex. Journal of Neuroscience. 37 (7), 1935-1949 (2017).
  31. Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. 122 (4), 1502-1517 (2019).
  32. Schweizer-Gorgas, D., et al. Magnetic resonance imaging features of canine gliomatosis cerebri. Veterinary Radiology & Ultrasound. 59 (2), 180-187 (2018).
  33. Galvan, A., et al. Nonhuman Primate Optogenetics: Recent Advances and Future Directions. Journal of Neuroscience. 37 (45), 10894-10903 (2017).
  34. Galvan, A., Caiola, M. J., Albaugh, D. L. Advances in optogenetic and chemogenetic methods to study brain circuits in nonhuman primates. Journal of Neural Transmission. 125 (3), 547-563 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

MRI gebaseerde neurochirurgische planninghersenmodel van niet menselijke primaten3D geprint schedelmodelagarosegel hersenmodelsoftware voor hersenextractiemodellering met aangepaste codecraniotomiesimulatiestereotactisch injectieprotocolinterfacing van fysieke modellengereedschapskist voor neurochirurgische voorbereiding
Een MRI-gebaseerde toolbox voor neurochirurgische planning bij niet-menselijke primaten
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.