Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Vasculaire casting van volwassen en vroege postnatale muislongen voor micro-CT-beeldvorming

7.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61242

⸱

20 juni 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Translational Vascular Medicine Branch, National Heart Lung and Blood Institute, National Institutes of Health, 2Mouse Imaging Facility, National Institute of Neurological Disorders and Stroke, National Institutes of Health, 3Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill

In dit artikel

Samenvatting

Het doel van deze techniek is ex vivo visualisatie van longslagaderlijke netwerken van vroege postnatale en volwassen muizen door middel van longinflatie en injectie van een radio-ondoorzichtige polymeer-gebaseerde verbinding via de longslagader. Mogelijke toepassingen voor gegoten weefsels worden ook besproken.

Samenvatting

Bloedvaten vormen ingewikkelde netwerken in de 3-dimensionale ruimte. Daarom is het moeilijk om visueel te begrijpen hoe vasculaire netwerken interageren en zich gedragen door het observeren van het oppervlak van een weefsel. Deze methode biedt een middel om de complexe 3-dimensionale vasculaire architectuur van de long te visualiseren.

Om dit te bereiken, wordt een katheter in gebracht in de longslagader en de vasculatuur wordt tegelijkertijd gespoeld van bloed en chemisch verwijd om weerstand te beperken. Longen worden vervolgens opgeblazen door de luchtpijp bij een standaard druk en het polymeer verbinding wordt toegediend in het vasculaire bed met een standaard stroomsnelheid. Zodra het volledige arteriële netwerk is gevuld en mag genezen, kan de longvaatculatuur direct worden gevisualiseerd of op een micro-CT -scanner (μCT) worden afgebeeld.

Wanneer met succes uitgevoerd, kan men waarderen de longslagader netwerk in muizen, variërend van vroege postnatale leeftijden tot volwassenen. Bovendien, terwijl aangetoond in het longslagaderlijk bed, kan deze methode worden toegepast op elk vaatbed met geoptimaliseerde katheter plaatsing en eindpunten.

Inleiding

De focus van deze techniek is de visualisatie van longslagaderarchitectuur met behulp van een polymeer-gebaseerde verbinding in muizen. Terwijl uitgebreid werk is uitgevoerd op systemische vasculaire bedden zoals hersenen, hart, en nier1,,2,,3,,4,5, minder informatie beschikbaar is over de voorbereiding en vulling van het longslagadernetwerk. Het doel van deze studie is dan ook om uit te breiden naar eerder werk6,7,8 en een gedetailleerde schriftelijke en visuele referentie te geven die onderzoekers gemakkelijk kunnen volgen om beelden met hoge resolutie van de longslagaderboom te produceren.

Hoewel er tal van methoden bestaan voor etikettering en beeldvorming van de longvaatculatuur, zoals magnetische resonantiebeeldvorming, echocardiografie of CT-angiografie9,10, slagen veel van deze modaliteiten er niet in om de kleine vaten adequaat te vullen en/of vast te leggen, waardoor de reikwijdte van wat kan worden bestudeerd wordt beperkt. Methoden zoals seriële secties en reconstructie bieden een hoge resolutie, maar zijn tijd/arbeidsintensief11,12,13. De omliggende integriteit van weke delen wordt aangetast bij traditionele corrosieafgieten10,13,14,15,16. Zelfs dierlijke leeftijd en grootte worden factoren bij een poging om een katheter in te voeren of, de resolutie ontbreekt. De polymeerinjectietechniek daarentegen vult slagaders tot het capillaire niveau en zorgt in combinatie met μCT voor een ongeëvenaarde resolutie5. Monsters uit muizenlongen zo jong als postnatale dag 14 zijn met succes gegoten8 en verwerkt in een kwestie van uren. Deze kunnen voor onbepaalde tijd opnieuw worden gescand, of zelfs verzonden voor histologische voorbereiding / elektronenmicroscopie (EM) zonder afbreuk te doen aan het bestaande zachte weefsel17. De belangrijkste beperkingen van deze methode zijn de upfront kosten van CT-apparatuur / software, uitdagingen met nauwkeurige monitoring intravasculaire druk, en het onvermogen om gegevens te verwerven in de lengterichting in hetzelfde dier.

Dit papier bouwt voort op bestaand werk om de longslagader injectietechniek verder te optimaliseren en leeftijd/grootte gerelateerde grenzen te verleggen naar postnatale dag 1 (P1) om opvallende resultaten op te leveren. Het is vooral handig voor teams die arteriële vasculaire netwerken willen bestuderen. Daarom bieden we nieuwe richtlijnen voor katheterplaatsing/stabilisatie, meer controle over de vulsnelheid/-volume en wijzen we op opmerkelijke valkuilen voor meer castingsucces. Resulterende afgietsjts kan vervolgens worden gebruikt voor toekomstige karakterisering en morfologische analyse. Misschien nog belangrijker, dit is de eerste visuele demonstratie, voor zover wij weten, dat de gebruiker door deze ingewikkelde procedure leidt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle hier beschreven methoden zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (ACUC) van het National Heart Lung and Blood Institute.

1. Voorbereiding

  1. Injecteer de muis intraperitoneally met heparine (1 eenheid /g muis lichaamsgewicht) en laat het ambulate voor 2 min.
  2. Euthanaseren het dier in een CO2-kamer.
  3. Schik de muis in een supine positie op een chirurgische raad en zet alle vier de ledematen op het bord met tape. Gebruik vergroting voor fijne dissectie.

2. Bloot longen en luchtpijp

  1. Spray de ventrale kant van de muis met 70% ethanol om haarinterferentie te minimaliseren.
  2. Pak de buikhuid met tangen en maak een kleine incisie met een schaar in de navelstreng. Schuif de uiteinden van de schaar in de fasciale laag tussen de buikspier en de huid en beginnen met het scheiden van de twee lagen. Werk rostrally, het verwijderen van de huid uit de buik, ribbenkast, en nek.
  3. Open het buikspierstelsel met een schaar en snijd zijwaarts aan beide zijden totdat het middenrif wordt blootgesteld.
  4. Pak het xiphoïde proces voorzichtig vast en til de ribbenkast iets op waardoor het zicht op de staartlongen door het dunne, semitransparante middenrif wordt gemaximaliseerd. Maak voorzichtig een kleine incisie in het middenrif net onder het xiphoidproces. De longen zullen instorten en zich terugtrekken uit het middenrif. Ontleden het middenrif uit de buurt van de ribbenkast, waarbij u ervoor zorgt dat de longen niet worden gejat.
  5. Zoek en verdring de inferieure vena cava (IVC) en slokdarm waar ze door het middenrif. Gebruik gaas om het samen te ruimen bloed in de borstholte, het vermijden van contact met de longen.
  6. Pak de xiphoid nog eens vast en til voorzichtig op. Snijd de ribbenkast bilateraal (ongeveer op de midaxillaire lijn) het vermijden van contact met de longen. Verwijder de voorste ribbenkast volledig, waardoor de uiteindelijke snede langs de achtersteven hoek net voor het manubrium.
  7. Met behulp van een voorgevulde spuit, royaal nat de longen met fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS, pH 7.4) om uitdroging te voorkomen. Zet deze routine gedurende de hele procedure voort.
  8. Met behulp van tangen, pak het manubrium en zachtjes verheffen uit de buurt van het lichaam. Snijd met een schaar 1-2 mm laterale naar het manubrium, doorsnijden van sleutelbeenderen en verwijder. Dit zal de thymus eronder blootleggen.
  9. Pak elke kwab van de thymus, trek uit elkaar en verwijder. Herhaal deze procedure met de submandibulaire klier. Verwijder ten slotte het spierweefsel dat de luchtpijp bedekt.
    OPMERKING: Na de dissectie moeten het hart, de oplopende aorta (AA), de longslagaderlijke romp (PAT) en de luchtpijp zichtbaar zijn. Zorg ervoor dat de primaire arteriële takken uit de stam niet worden verdeeld of gewond.

3. PA katheterisatie en bloedperfusie

  1. Voor het monteren van unit 1, rijg 15 cm PE-10 buizen op de naaf van een 30 G naald en bevestig aan een 1 mL spuit voorgevuld met 10-4 M natrium nitroprusside (SNP) in PBS. Prime de slang door het bevorderen van de zuiger totdat alle lucht is gezuiverd uit deze eenheid ( figuur 1).
    LET OP: SNP is giftig bij inslikken. Vermijd contact met de huid en ogen. Was de huid grondig na behandeling. Draag passende persoonlijke beschermingsmiddelen.
    1. U ook unit 2 monteren. Voor muizen postnatale dag 7 (P7) en jonger, gebruik een hemostat om een extra 30 G naald los te maken van de naaf en schroef de naald op het open uiteinde van de slang van eenheid 1 (Figuur 1).
  2. In plaats van een naald, gebruik gebogen scherpe tangen om een uiteinde van een 10 cm lengte van 7-0 zijde te grijpen. Penetreer de top van het hart binnen die van de ene kant en het passeren van de uiteinden van de tang door de spier en uit de andere kant. Pak de zijde met een andere set tangen en trek ongeveer een lengte van ongeveer 2 cm door en bind af. Neem het resterende 8 cm einde van de hechting, trekken het hart caudally, en tape het einde van de chirurgische raad.
    OPMERKING: Dit zal spanning creëren, waardoor de grote bloedvaten verder worden blootleggen en het hart op zijn plaats worden vastgebonden, waardoor de katheter gemakkelijker in de longslagader kan worden geplaatst.
  3. Haak de uiteinden van gebogen tang onder zowel de AA en PAT. Trek een 3 cm lengte van 7-0 zijde terug door de opening en maak een single-throw losse hechting.
  4. Met behulp van een schaar maak een 1-2 mm incisie in de richting van de top van het hart, penetreren de dunwandige rechter ventrikel (RV), om het inbrengen van de katheter (Unit 1). Controleer voorafgaand aan het inbrengen of er geen lucht in het systeem zit. Introduceer de geprimede slang in de rechter hartkamer en ga voorzichtig verder in de semitransparante dunwandige PAT.
    1. Controleer visueel of de katheter niet in de linker- of rechter longtak is gevorderd en niet op het vertakking van de longslagader komt. Met behulp van tape, zet het distale gedeelte van de slang aan de chirurgische raad.
      OPMERKING: Om de RV te identificeren, gebruik tangen om de rechterkant van het hart te knijpen. In tegenstelling tot de linker ventrikel, moet de relatief dunne vrije muur van de RV gemakkelijk worden begrepen.
    2. Voor muizen jonger dan P7 bevestigt u Unit 2 aan een micromanipulator en introduceert u het naaldeinde van het apparaat in de PAT zoals hierboven beschreven met behulp van de manipulator.
  5. Draai voorzichtig de losse hechting rond beide grote vaten aan en snijd de 8 cm lengte van de hechting die in stap 3.2 is gemaakt om het hart terug te brengen naar een natuurlijke rustpositie. De katheter is nu stevig vastgezet in de PAT.
  6. Klem de linker oorschelp van het hart om het systeem te laten doordringen.
  7. Beveilig de SNP-bevattende spuit (eenheid 1 of eenheid 2, grootteafhankelijk) in de spuitpomp en doorslis de oplossing met een snelheid van 0,05 mL/min om het bloed te spoelen en de vaatculatuur maximaal te verwijden. Bloed/perfusate zal verlaten via de afgeknipte oorschelp. Doorgaan perfusie totdat perfusate loopt duidelijk (~ 200 μL in een volwassen muis, minder voor jongere dieren).
    OPMERKING: Bij het doorsbrengen van de lage viscositeit PBS/SNP werd een relatief hogere infusiesnelheid gebruikt in het belang van tijdsbesparing. De meer viskeuze polymeer verbinding is toegediend in een langzamer tempo om te voorkomen dat overvulling, breuk, en maximaliseren van de controle over distale eindpunten.

4. Tracheostomie en longinflatie

  1. Bouw de longinflatie -eenheid (figuur 2).
    1. Sluit een flexibele plastic 24 G intraveneuze (IV) katheter (naald verwijderd) / vlinder infusie ingesteld op een stopcock, bevestigd aan een open 50 mL spuit (geen zuiger). Hang de spuit aan een ringstandaard.
    2. Voeg 10% gebufferd formaline toe aan de spuit. Open de stopcock, waardoor formaline in de slang en zuiveren alle lucht uit het systeem. Sluit de stopcock en hef de spuit tot de meniscus 20 cm boven de luchtpijp8ligt.
      LET OP: Formaline is ontvlambaar, kankerverwekkend, acuut giftig bij inname, en veroorzaakt huidirritatie, ernstig oogletsel, huidsensibilisatie en kiemcelmutagee. Vermijd inname en contact met huid en ogen. Vermijd inademing van de damp of mist. Blijf uit de buurt van ontstekingsbronnen. Draag passende persoonlijke beschermingsmiddelen.
  2. Plaats twee losse hechtingen inferieur aan het cricoïde kraakbeen 2-4 mm uit elkaar.
  3. Met behulp van een schaar, maak een kleine incisie in de cricothyroid ligament superieur aan de hechtingen.
  4. Steek de INTheter in de opening en ga verder dan de twee losse hechtingen.
  5. Draai de hechtingen rond de luchtpijp aan en open de stopcock. Laat de formaline in de longen door de zwaartekracht en wacht 5 minuten voor de longen volledig opblazen. Als de longen zich hechten aan de ribbenkast tijdens de inflatie, pak de buitenkant van de ribbenkast met botte fuitjes en bewegen in alle richtingen om te helpen bij het bevrijden van de lobben. Maak geen direct contact met de longen.
  6. Na 5 min, terug de IV katheter na de eerste hechting en ligate. Herhaal dit voor de tweede hechting. De longen zijn nu opgeblazen in een gesloten, onder druk staat.

5. Gieten van de vasculatuur

  1. Bereid in een buis van 1,5 mL 1 mL van een 8:1:1-oplossing8 van polymeer:verdunningsmiddel:uithardingsmiddel en draai het meerdere keren voorzichtig om om een goede menging te garanderen.
  2. Haal de zuiger uit een spuit van 1 cc, bedek het tegenovergestelde uiteinde met een gehandschoende vinger en giet de polymeerverbinding in de spuit. Plaats de zuiger voorzichtig opnieuw, omkeert en ga de zuiger vooruit om alle lucht te verwijderen en een meniscus te vormen op het puntje van de spuit.
  3. Verwijder de SNP/PBS spuit uit de naaf van de naald en druppel extra PBS in de naaf om een meniscus te maken. Controleer de hub zorgvuldig op gevangen lucht, verjagen indien nodig, en hervorm de meniscus. Sluit de hub aan bij de spuit gevuld met de polymeerverbinding.
    OPMERKING: Het maken van een meniscus aan beide uiteinden vermindert de kans dat lucht in het systeem komt aanzienlijk.
  4. Bevestig de met polymeersamenstelling gevulde spuit aan de spuitpomp en beslever op 0,02 mL/min.
    OPMERKING: Voor kleinere longen kan een langzamer tarief nuttig zijn om overvulling te voorkomen, maar het is niet essentieel.
  5. Controleer de verbinding als het vrij beweegt de PE-slang en let op de spuit volume als het gaat om de PAT. Blijven vullen totdat alle lobben volledig zijn gevuld tot aan het capillaire niveau en stop de spuitpomp. Controleer het spuitvolume nog eens.
    OPMERKING: Na verschillende runs kan een geschat volume worden gebruikt om een bij benadering eindpunt te meten (~35 μL voor een volwassen muis en ~ 5 μL voor een P1-pup). Nadat de pomp is gestopt, blijft de restdruk in het systeem de polymeerverbinding in de longslagaders duwen. Alle longlobben moeten in een vergelijkbaar tempo worden gevuld.
  6. Bedek de longen met een glasvezel reinigingsdoek, royaal toe te passen PBS, en laat het karkas te zitten ongestoord voor 30-40 min op kamertemperatuur. Tijdens deze periode zal de polymeerverbinding genezen en uitharden.
  7. Verwijder de katheter, verbreed de armen/onderste helft van de muis en plaats het hoofd/thorax in een conische conische 50 mL gevuld met 10% gebufferde formaline 's nachts.
  8. Na fixatie, pak de luchtpijp en voorzichtig scheiden van het hart / long eenheid van de resterende ribbenkast en thorax. Plaats het hart/longblok in een formaline gevulde scintillatie flacon. Gooi de rest weg.

6. Alternatieve vaatbedden voor het gieten (tabel 1)

OPMERKING: Elk doel vasculaire bed kan vereisen verschillende katheter plaatsingen, infusie tarieven, en optimale vultijden. Zo zullen meerdere dieren nodig zijn om meerdere organen te werpen.

  1. Voor systemische vaatbedden superieur of inferieur aan het middenrif volg stappen 1.1-2.5 zoals hierboven. Zie aanvullende notities over het portaalsysteem en het middenrif(tabel 1).
  2. Pak het xiphoïde proces met een hemostat en snijd de ribbenkast bilateraal (ongeveer in de midaxillaire lijn) net voor de interne thoracale slagaders.
  3. Vouw de nog verbonden ribbenkast over zodanig dat het rust op de nek van het dier / hoofd, volledig bloot de borstholte.
  4. Volg stap 3.1 hierboven en verwijder vervolgens de longen. Zodra de thoracale aorta (TA) zichtbaar is, haak de uiteinden van gebogen tangen eronder, ~ 10 mm superieur aan het middenrif. Pak een lengte van 3 cm van 7-0 zijde, trek terug door de opening onder de TA, en maak een single-throw losse hechting. Herhaal deze procedure ~ 8 mm boven het middenrif.
  5. Voor structuren die superieur zijn aan het middenrif, gebruik de veerschaar om een klein gaatje (~ 30% van de totale omtrek) te maken op het ventrale gedeelte van de TA, ~ 2 mm inferieur aan de losse hechtingen geplaatst in stap 6.4.
    1. Voor structuren inferieur aan het middenrif, in plaats daarvan, maak een klein gat ~ 2 mm superieur aan de losse hechtingen.
  6. Breng afhankelijk van de grootte van het dier eenheid 1 of 2 in het vat, ga verder dan losse hechtingen en ligate het vat voorzichtig.
  7. Volg stap 3.7, stel de spuitpomp in op een snelheid van 1,0 mL/min en perfusing een minimum van 5 mL. Perfusate zal verlaten via het IVC.
  8. Volg de stappen 5.1 - 5.4 waarbij de infusiesnelheid wordt aangepast aan 0,05 mL/min, waarbij het doelweefsel visueel wordt gecontroleerd in real-time.
    LET OP: Het infusievolume is orgaan- en dierleeftijdsspecifiek. Het volume kan verder worden beperkt door het ligateren van arteriële takken die leiden tot niet-doel vasculaire bedden (dat wil zeggen, hersenen, lever, nier, darm).
  9. Volg 5.6 verwijder vervolgens doelweefsel en plaats in formaline.

7. Monster mount, scan, en reconstructie voor micro-CT

  1. Met behulp van paraffine film, maak een vlakke ondergrond op het scanbed en het centrum van de natte monster op dit oppervlak (Figuur 3A).
    OPMERKING: Als bewegingsartefact wordt gedetecteerd, moet het monster mogelijk verder stabiliseren.
  2. Licht tent/dekselmonster met extra paraffinefilm om uitdroging te voorkomen. Zorg er met speciale zorg voor dat u de paraffinefilm niet op het monster laat rusten en het weefsel vervormt(figuur 3B).
  3. Scan het voorbeeld met behulp van de in tabel 2 beschreven instellingen en standaardiseer deze parameters binnen een bepaald experiment.
    OPMERKING: Dit is afhankelijk van het experiment/eindpunt. Standaardiseer de gekozen parameters voor het gemak van vergelijking tussen monsters.
  4. Breng de gereconstrueerde scans over voor nabewerking en analyse.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Een succesvolle cast zal vertonen uniforme vulling van het gehele longslagadernetwerk. We tonen dit aan in C57Bl/6J muizen variërend in leeftijd: Postnatale dag P90 (Figuur 4A),P30 (Figuur 4B), P7 (Figuur 4C), en P1 (Figuur 4D). Door de snelheid van de stroom te regelen en de vulling in real-time visueel te monitoren, werden betrouwbare eindpunten van de meest desalische...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze methode wordt goed uitgevoerd en levert opvallende beelden op van longslagadernetwerken, waardoor vergelijking en experimenten in knaagdiermodellen mogelijk zijn. Verschillende kritische stappen onderweg zorgen voor succes. Eerst moeten onderzoekers het dier in de voorbereidende fase inbrengen om te voorkomen dat bloedstolsels zich vormen in de longvaatculatuur en kamers van het hart. Dit zorgt voor de volledige arteriële doorvoer van polymeer verbinding. Ten tweede, bij het doorboren van het middenrif en het verwij...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd mede ondersteund door het NHLBI Intramural Research Program (DIR HL-006247). We willen de NIH Mouse Imaging Facility bedanken voor de begeleiding bij het verwerven en analyseren van afbeeldingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1cc-spuitBecton Dickinson309659
20ml glazen scintillatie-buisjesFisher03-340-25P
30G-naaldBecton Dickinson305106
50mL kegelvormige buizenCornin352098Voor monsters opslag en scannen
60cc-spuitBecton Dickinson309653
7-0 zijden hechtdraadTeleflex103-S
Analyze 12.0 SoftwareAnalyzeDirect Inc.N/APrimaire software
Amira 6.7 SoftwareThermo ScientificN/AAlternatieve software
CeramaCut-schaar 9cmFine Science tools14958-09
Keramisch gecoate gebogen pincetFine Science tools11272-50
CO2-tankRobert's Oxygen Co.n/a
Dubbele spuitpompCole ParmerEW-74900-10
Dumont Mini-pincetFine Science tools11200-14
EthanolPharmco111000200
FormalineSigma - Life SciencesHT501128
GaasCovidien441215
HemostatFine Science tools13013-14
Heparine (1000USP-eenheden/ml)HospiraNDC 0409-2720-01
Horos SoftwareHoros ProjectN/AAlternatieve software
inductiekamern/an/a
KimwipeFisher06-666vezel optisch reinigingsdoekje
Labeling TapeFisher15966
Magnetische basisKanetecN/A
Micro-CT systeemPerkinElmerQuantum GX
Microfil (Polymeerverbinding)Flowech Inc.Kit B - MV-1228 oz. MV-verbinding; 8 oz. verdunningsmiddel; MV-uithardingsmiddel
MicromanipulatorStoelting56131
Monoject 1/2 ml insuline-spuitCovidien1188528012
Octagon pincet met rechte tandenFine Science tools11042-08
ParafilmBemis company, Inc.#PM999
PE-10 buisInstechBTPE-10
Fosfaat gebufferde zoutoplossingBioRad#161-0780
RingstandaardFisherS13747Hoogte 24 inch.
Natriumnitroprussidesigma71778-25G
Stalen plaatN/AN/A16 x 16 inch oppervlakte, 1/16 inch dik
Rechte veerschaarFine Science tools15000-08
SURFLO 24G Teflon I.V. katheterSanta Cruz Biotechnology360103
Chirurgisch bordFisher12-587-20Dit is een omgebouwde dia-houder
Universele 3-poots klemFisherS24280
Vleugelige inf. Set 25X3/4, 12' SlangNiproPR25G19
Zeiss Stemi-508 Dissectie ScopeZeissn/a

Referenties

  1. Vasquez, S. X., et al. Optimization of microCT imaging and blood vessel diameter quantitation of preclinical specimen vasculature with radiopaque polymer injection medium. PLoS One. 6 (4), 19099(2011).
  2. Hong, S. H., et al. Development of barium-based low viscosity contrast agents for micro CT vascular casting: Application to 3D visualization of the adult mouse cerebrovasculature. Journal of Neuroscience Research. 98 (2), 312-324 (2019).
  3. Perrien, D. S., et al. Novel methods for microCT-based analyses of vasculature in the renal cortex reveal a loss of perfusable arterioles and glomeruli in eNOS-/- mice. BMC Nephrology. 17, 24(2016).
  4. Weyers, J. J., Carlson, D. D., Murry, C. E., Schwartz, S. M., Mahoney, W. M. Retrograde perfusion and filling of mouse coronary vasculature as preparation for micro computed tomography imaging. Journal of Visualized Experiments. (60), e3740(2012).
  5. Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2(+) bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).
  6. Kim, B. G., et al. CXCL12-CXCR4 signalling plays an essential role in proper patterning of aortic arch and pulmonary arteries. Cardiovascular Research. 113 (13), 1677-1687 (2017).
  7. Counter, W. B., Wang, I. Q., Farncombe, T. H., Labiris, N. R. Airway and pulmonary vascular measurements using contrast-enhanced micro-CT in rodents. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 304 (12), 831-843 (2013).
  8. Phillips, M. R., et al. A method for evaluating the murine pulmonary vasculature using micro-computed tomography. Journal of Surgical Research. 207, 115-122 (2017).
  9. Schuster, D. P., Kovacs, A., Garbow, J., Piwnica-Worms, D. Recent advances in imaging the lungs of intact small animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 30 (2), 129-138 (2004).
  10. Samarage, C. R., et al. Technical Note: Contrast free angiography of the pulmonary vasculature in live mice using a laboratory x-ray source. Medical Physics. 43 (11), 6017(2016).
  11. Grothausmann, R., Knudsen, L., Ochs, M., Muhlfeld, C. Digital 3D reconstructions using histological serial sections of lung tissue including the alveolar capillary network. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 312 (2), 243-257 (2017).
  12. Hayworth, K. J., et al. Imaging ATUM ultrathin section libraries with WaferMapper: a multi-scale approach to EM reconstruction of neural circuits. Front Neural Circuits. 8, 68(2014).
  13. Bussolati, G., Marchio, C., Volante, M. Tissue arrays as fiducial markers for section alignment in 3-D reconstruction technology. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 9 (2), 438-445 (2005).
  14. Preissner, M., et al. Application of a novel in vivo imaging approach to measure pulmonary vascular responses in mice. Physiological Reports. 6 (19), 13875(2018).
  15. Junaid, T. O., Bradley, R. S., Lewis, R. M., Aplin, J. D., Johnstone, E. D. Whole organ vascular casting and microCT examination of the human placental vascular tree reveals novel alterations associated with pregnancy disease. Scientific Reports. 7 (1), 4144(2017).
  16. Bolender, R. P., Hyde, D. M., Dehoff, R. T. Lung morphometry: a new generation of tools and experiments for organ, tissue, cell, and molecular biology. American Journal of Physiology. 265 (6), Pt 1 521-548 (1993).
  17. Savai, R., et al. Evaluation of angiogenesis using micro-computed tomography in a xenograft mouse model of lung cancer. Neoplasia. 11 (1), 48-56 (2009).
  18. Ehling, J., et al. Micro-CT imaging of tumor angiogenesis: quantitative measures describing micromorphology and vascularization. American Journal of Pathology. 184 (2), 431-441 (2014).
  19. Sueyoshi, R., Ralls, M. W., Teitelbaum, D. H. Glucagon-like peptide 2 increases efficacy of distraction enterogenesis. Journal of Surgical Research. 184 (1), 365-373 (2013).
  20. Zhang, H., Jin, B., Faber, J. E. Mouse models of Alzheimer's disease cause rarefaction of pial collaterals and increased severity of ischemic stroke. Angiogenesis. 22 (2), 263-279 (2019).
  21. Faight, E. M., et al. MicroCT analysis of vascular morphometry: a comparison of right lung lobes in the SUGEN/hypoxic rat model of pulmonary arterial hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (2), 522-530 (2017).
  22. Fisher, S., Burgess, W. L., Hines, K. D., Mason, G. L., Owiny, J. R. Interstrain Differences in CO2-Induced Pulmonary Hemorrhage in Mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (6), 811-815 (2016).
  23. Munce, N. R., et al. Intravascular and extravascular microvessel formation in chronic total occlusions a micro-CT imaging study. JACC Cardiovascular Imaging. 3 (8), 797-805 (2010).
  24. Shifren, A., Durmowicz, A. G., Knutsen, R. H., Faury, G., Mecham, R. P. Elastin insufficiency predisposes to elevated pulmonary circulatory pressures through changes in elastic artery structure. Journal of Applied Physiology. 105 (5), 1610-1619 (2008).
  25. Sonobe, T., et al. Imaging of the closed-chest mouse pulmonary circulation using synchrotron radiation microangiography. Journal of Applied Physiology (1985). 111 (1), 75-80 (2011).
  26. Ritman, E. L. Micro-computed tomography of the lungs and pulmonary-vascular system. Proceedings of the American Thoracic Society. 2 (6), 477-480 (2005).
  27. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography: a robust ECG-less paradigm for deriving cardiac phase information and functional imaging. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  28. Ashton, J. R., West, J. L., Badea, C. T. In vivo small animal micro-CT using nanoparticle contrast agents. Frontiers in Pharmacology. 6, 256(2015).
  29. Ford, N. L., Thornton, M. M., Holdsworth, D. W. Fundamental image quality limits for microcomputed tomography in small animals. Medical Physics. 30 (11), 2869-2877 (2003).
  30. Boone, J. M., Velazquez, O., Cherry, S. R. Small-animal X-ray dose from micro-CT. Molecular Imaging. 3 (3), 149-158 (2004).
  31. Giuvarasteanu, I. Scanning electron microscopy of vascular corrosion casts--standard method for studying microvessels. Romanian Journal of Morphology and Embryology. 48 (3), 257-261 (2007).
  32. Polguj, M., et al. Quality and quantity comparison study of corrosion casts of bovine testis made using two synthetic kits: Plastogen G and Batson no 17. Folia Morphologica (Warsz). 78 (3), 487-493 (2019).
  33. Verli, F. D., Rossi-Schneider, T. R., Schneider, F. L., Yurgel, L. S., de Souza, M. A. Vascular corrosion casting technique steps. Scanning. 29 (3), 128-132 (2007).
  34. Azaripour, A., et al. A survey of clearing techniques for 3D imaging of tissues with special reference to connective tissue. Progress in Histochemistry and Cytochemistry. 51 (2), 9-23 (2016).
  35. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  36. Albers, J., Markus, M. A., Alves, F., Dullin, C. X-ray based virtual histology allows guided sectioning of heavy ion stained murine lungs for histological analysis. Scientific Reports. 8 (1), 7712(2018).
  37. Katsamenis, O. L., et al. X-ray Micro-Computed Tomography for Nondestructive Three-Dimensional (3D) X-ray Histology. American Journal of Pathology. 189 (8), 1608-1620 (2019).
  38. Morales, A. G., et al. Micro-CT scouting for transmission electron microscopy of human tissue specimens. Journal of Microscopy. 263 (1), 113-117 (2016).
  39. Wen, H., et al. Correlative Detection of Isolated Single and Multi-Cellular Calcifications in the Internal Elastic Lamina of Human Coronary Artery Samples. Scientific Reports. 8 (1), 10978(2018).
  40. Zamir, A., et al. Robust phase retrieval for high resolution edge illumination x-ray phase-contrast computed tomography in non-ideal environments. Scientific Reports. 6, 31197(2016).
  41. Yu, B., et al. Evaluation of phase retrieval approaches in magnified X-ray phase nano computerized tomography applied to bone tissue. Optics Express. 26 (9), 11110-11124 (2018).
  42. Bidola, P., et al. Application of sensitive, high-resolution imaging at a commercial lab-based X-ray micro-CT system using propagation-based phase retrieval. Journal of Microscopy. 266 (2), 211-220 (2017).
  43. Norvik, C., et al. Synchrotron-based phase-contrast micro-CT as a tool for understanding pulmonary vascular pathobiology and the 3-D microanatomy of alveolar capillary dysplasia. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 318 (1), 65-75 (2020).
  44. Weibel, E. R. Lung morphometry: the link between structure and function. Cell and Tissue Research. 367 (3), 413-426 (2017).
  45. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 181 (4), 394-418 (2010).
  46. Sarhaddi, D., et al. Validation of Histologic Bone Analysis Following Microfil Vessel Perfusion. Journal of Histotechnology. 35 (4), 180-183 (2012).
  47. Ehling, J., et al. Quantitative Micro-Computed Tomography Imaging of Vascular Dysfunction in Progressive Kidney Diseases. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (2), 520-532 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

longslagadermuizenlongpolymeerinfusielonginflatiekatheterinsertievasculair netwerknatriumnitroprusside3D visualisatie
Vasculaire casting van volwassen en vroege postnatale muislongen voor micro-CT-beeldvorming
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.