Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Gerichte neuronale letsel voor de niet-invasieve ontkoppeling van brain circuit

4.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61271

⸱

27 september 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neuroscience, University of Virginia, 2Department of Radiology, Stanford University, 3Department of Neurology, University of Virginia, 4Global Internship Program, Focused Ultrasound Foundation, 5Department of Medicine, University of Virginia, 6Image Guided Therapy, 7Department of Neurosurgery, University of Virginia, 8Center for Brain, Immunology, and Glia, University of Virginia

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Het doel van het protocol is om een methode te bieden voor het produceren van niet-invasieve neuronale laesies in de hersenen. De methode maakt gebruik van Magnetic Resonance-guided Focused Ultrasound (MRgFUS) om de bloedhersenbarrière te openen op een voorbijgaande en brandpuntige manier, om een circulerend neurotoxine te leveren aan de hersenen parenchyma.

Samenvatting

Chirurgische ingreep kan heel effectief zijn voor de behandeling van bepaalde vormen van medisch hardnekkige neurologische ziekten. Deze aanpak is vooral handig voor aandoeningen waarbij identificeerbare neuronale circuits een belangrijke rol spelen, zoals epilepsie en bewegingsstoornissen. Momenteel beschikbare chirurgische modaliteiten, terwijl effectief, in het algemeen betrekking hebben op een invasieve chirurgische ingreep, die kan resulteren in chirurgische letsel aan niet-doelweefsels. Bijgevolg zou het van waarde zijn om het bereik van chirurgische benaderingen uit te breiden met een techniek die zowel niet-invasief als neurotoxisch is.

Hier wordt een methode gepresenteerd voor het produceren van focale, neuronale laesies in de hersenen op een niet-invasieve manier. Deze aanpak maakt gebruik van lage intensiteit gerichte echografie samen met intraveneuze microbellen om tijdelijk en brandpuntsgericht open de Bloedhersenbarrière (BBB). De periode van voorbijgaande BBB opening wordt vervolgens benut om focally leveren een systemisch toegediend neurotoxine aan een gerichte hersenen gebied. Het neurotoxine quinolinic zuur (QA) is normaal BBB-ondoordringbaar, en wordt goed verdragen wanneer toegediend intraperitoneally of intraveneus. Echter, wanneer QA krijgt directe toegang tot hersenweefsel, het is giftig voor de neuronen. Deze methode is gebruikt bij ratten en muizen om specifieke hersengebieden te richten. Onmiddellijk na MRgFUS wordt de succesvolle opening van de BBB bevestigd met behulp van contrastvergeopte T1-gewogen beeldvorming. Na de procedure, T2 beeldvorming toont letsel beperkt tot het beoogde gebied van de hersenen en het verlies van neuronen in het beoogde gebied kan worden bevestigd post-mortem met behulp van histologische technieken. Met name dieren geïnjecteerd met zout in plaats van QA tonen de opening van de BBB aan, maar de stip vertoont geen letsel of neuronaal verlies. Deze methode, genoemd Nauwkeurige Intracerbraral Niet-invasieve Geleide chirurgie (PING) kan een niet-invasieve benadering voor de behandeling van neurologische aandoeningen geassocieerd met verstoringen in neurale circuits.

Inleiding

Het doel van deze methode is om een middel te bieden voor het produceren van niet-invasieve neuronale laesies in een gericht gebied van de hersenen. De reden voor het ontwikkelen van een dergelijke aanpak is het loskoppelen van neuronale circuits die bijdragen aan neurologische aandoeningen. Bijvoorbeeld, chirurgie kan heel effectief zijn bij de behandeling van bepaalde medisch hardnekkige neurologische aandoeningen, zoals resistente epilepsie (DRE)1. Echter, elk van de beschikbare chirurgische modaliteiten bezitten beperkingen in termen van het produceren van ongewenste bijkomende schade aan de hersenen. Traditionele resective chirurgie kan zeer invasief zijn met het risico van bloeden, infectie, bloedstolsels, beroerte, aanvallen, zwelling van de hersenen, en schade aan de zenuwen2. Alternatieven voor resectief chirurgie die minimaal invasief of niet-invasief zijn, zijn laserinterstitiële thermische therapie en radiochirurgie, die ook effectief zijn gebleken bij het onderdrukken van aanvallen bij DRE. Meer recent, thermische laesies geproduceerd door hoge intensiteit gerichte echografie (HIFU) hebben aangetoond belofte in het verminderen van aanvallen. HIFU is niet-invasief; echter, de behandeling venster is momenteel beperkt tot meer centrale gebieden van de hersenen als gevolg van het risico van thermische schade aan niet-doelweefsel gelegen in de buurt van de schedel. Ondanks dergelijke beperkingen wegen de voordelen van chirurgie vaak op tegen de potentiële risico's. Bijvoorbeeld, hoewel een operatie voor DRE kan produceren bijkomende hersenschade, de gunstige effecten in het onderdrukken van aanvallen en het verbeteren van de kwaliteit van leven meestal prevaleren boven de chirurgische risico's.

De hierin beschreven methode, Precise Intracerebral Non-invasive Guided surgery (PING), werd ontwikkeld met het oog op het loskoppelen van neurale circuits, terwijl bijkomende hersenschade werd beperkt. De methode maakt gebruik van lage intensiteit gerichte echografie in combinatie met intraveneuze injectie van microbellen om de BBB te openen, om een neurotoxine te leveren. Deze aanpak produceert geen thermische laesies aan de hersenen3,,4,,5,,6,7, en de periode van BBB opening kan worden benut om BBB-ondoordringbare verbindingen te leveren aan de hersenen parenchyma. De opening van de BBB is van voorbijgaande aard en kan gericht worden geproduceerd met behulp van magnetische resonantiebeeldvormingsbegeleiding. In onze studies is de periode van BBB-opening gebruikt om een circulerend neurotoxine te leveren aan een gericht gebied van de hersenen parenchyma bij ratten en muizen8,9. Quinolinic acid is een neurotoxine dat goed wordt verdragen wanneer toegediend intraveneus10, intraarterially10, of intraperitoneally8,9,11. Het gebrek aan QA-toxiciteit is te wijten aan de slechte BBB-doorlaatbaarheid, waarvan is gemeld dat het verwaarloosbaar is10. In tegenstelling, directe injectie van QA in de hersenen parenchyma produceert neuronale laesies die sparen naburige axonen12,13. Dus, wanneer circulerende QA toegang krijgt tot de hersenen parenchyma in het beoogde gebied van BBB opening, neuronale dood wordt geproduceerd8,9. De huidige methode produceert dus focal neuronale verlies in een precies gerichte en niet-invasieve manier.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle methoden die hier beschreven zijn goedgekeurd door de Universiteit van Virginia Animal Care and Use Committee.

1. Bereiding van reagentia

  1. Bereid op de dag van de operatie 6,0 mL injecteerbaar kinolinzuur (QA) voor. Los 450 mg QA op in 4,0 mL van 1,0 N NaOH. Voeg 0,6 mL 10x PBS, pH tot 7,4 toe en breng tot een eindvolume van 6,0 mL met dH2O. Filter door 0,22 μm spuitfilter. De oplossing is stabiel gedurende 2 weken bij 4 °C.
  2. Bereid een waterige dispersie van microbellen in normale zoutoplossing door sonde sonicatie van decafluorobutaangas en stabiliseren met DSPC / PEG stearate monolayer shell12.
  3. Grootte microbellen door flotatie bij normale zwaartekracht. Bepaal de microbubble concentratie en grootte door electrozone sensing met behulp van Multisizer III teller. De microbubbleconcentratie en de grootteverdeling moeten respectievelijk 6 x 108/mL en ~2 μm (gemiddelde deeltjesdiameter) zijn. De grootste bellen worden verwijderd door flotatie uitsluiting / scheiding.
  4. U ook commercieel beschikbare microbellen aanschaffen.

2. Bereiding van dieren

  1. Acclimatiseren van het dier (rat of muis) gedurende 3 dagen na de bevalling. De hier beschreven experimenten gebruikten Sprague-Dawley ratten (5-6 weken oud) of telencephalic interne structurele heterotopie (tish) ratten (lokale kolonie).
  2. Huis de dieren onder een licht van 12 uur: 12 uur donkere cyclus.
  3. Leg de gewichten van de dieren vast. Deze informatie is belangrijk tijdens de hele procedure.
  4. Verkrijg T2-gewogen MR-afbeeldingen de dag voor de FUS-procedure om preoperatieve basislijnafbeeldingen vast te stellen. Gebruik de volgende parameters voor T2-beeldvorming: herhalingstijd/echotijd [TR/TE] =3.000/138 milliseconden, 3 gemiddelden, gezichtsveld=29 x 45 mm2, matrixgrootte = 125 x 192, plakdikte = 0,23 mm.
  5. Verdoven het dier met isoflurane (4% inductie, 2% onderhoud). Bevestig voldoende diepte van anesthesie met behulp van een teensnuifje. Breng een oogheelkundige zalf aan op de ogen.
  6. Scheer de hoofdhuid van het dier en verwijder het resterende haar met ontharingscrème.
  7. Gebruik een staartaderkatheter voor de infusie van microbellen, contrastmiddel en QA. De katheters bestaan uit een lengte van PE10 buizen voorzien van een 30 G x 1/2 inch naald. Laat een spuit van 1 mL met gehepariniseerde zoutoplossing in de rij staan, om te worden verwijderd en opnieuw bevestigd wanneer de lijn wordt gebruikt voor infusies.

3. MRI- en PING-procedures

  1. Voer de MRI uit op een 7 T MR-eenheid met een hellingssterkte van 600 mT/m/ms(figuur 1 en figuur 2). Voer MRI-acquisities uit met behulp van een oppervlaktespoel die in het FUS-systeem is verwerkt.
    OPMERKING: Het FUS-systeem dat voor de experimenten wordt gebruikt, bestaat uit drie delen: i) het sonicatiesysteem is een MR-compatibele pre-focusede, 8-element ringvormige array, 1,5 MHz transducer (bolvormige radius = 20 mm ± 2 mm, actieve diameter = 25 mm (f-nummer = 0,8), met 80% elektrisch-akoestische efficiëntie, die is aangesloten op een gefaseerde arraygenerator en RF-eindversterker; ii) een MR-compatibel gemotoriseerd positioneringsstadium om de transducer in de richting van voorste achterste en medio-zijwaartse richting te verplaatsen; iii) een thermogidswerkstation om de levering van sonicatie te regelen, met inbegrip van elektronische scherpstelling door middel van fasemodulatie om de brandpuntsdiepte aan te passen (figuur 2).
  2. Plaats het verdoofde dier op de spoelslee (figuur 1) van het MR-compatibele FUS-systeem in de gevoelige positie. Immobiliseer het dier met behulp van de snijtand en de oorbalken die in de wieg van de slee zijn verwerkt.
  3. Breng akoestische gel aan op de met water bevochtigde hoofdhuid; ervoor te zorgen dat er geen bellen bestaan, plaats de membraanbarrière van het watercirculatiegedeelte van de transducer-assemblage boven de schedel van het dier en verlaag de transducerassemblage zoveel mogelijk in een parallelle vlakke oriëntatie ten opzichte van de schedelplaat. Plaats het middenrif van de transducer stevig tegen de geschoren hoofdhuid van het dier direct over de schedelplaat.
  4. Bevestig een pneumatische sensor aan het lichaam met chirurgische tape, om de ademhaling te controleren. Plaats de pneumatische sensor op de linker onderste ribbenkast.
  5. Verplaats de FUS-armassemblage met spoel, slee en dier in de 7T MRI-unit(figuur 1).
  6. Voer een T2-scout sequentie uit om de algemene fysieke positie van de transducerassemblage ten opzichte van het hoofd van het dier te bepalen en maak zo nodig mechanische aanpassingen(figuur 2). De parameters voor T2 imaging zijn: herhalingstijd/echotijd [TR/TE] = 3.000/138 milliseconden, 3 gemiddelden, gezichtsveld = 29 x 45 mm2, matrixgrootte = 125 x 192, plakdikte = 0,23 mm. Thermometrie wordt meestal niet gebruikt in dit protocol.
  7. Verkrijg T2-afbeeldingen om de positionering van de transducer te verfijnen. Definieer precies de locatie van de transducer en geef het brandpunt(en) van sonicatie op met behulp van de targetingfunctie van de software. De parameters voor T2 imaging zijn: herhalingstijd/echotijd [TR/TE] = 3.000/138 milliseconden, 3 gemiddelden, gezichtsveld = 29 x 45 mm2, matrixgrootte = 125 x 192, plakdikte = 0,23 mm.
  8. Vlak voor de sonicatie, injecteer 300 μL/kg microbellen14 via de staartader.
  9. Gebruik een 1,5 MHz transducer om sonicaties te produceren (30 ms wave packet, 3% duty cycle, 1 Hz burst herhaling frequentie, 240 s duur / sonicatie.
  10. Onmiddellijk na sonicatie, injecteren gadodiamide contrastmiddel via de staart ader, en voer vervolgens T1-gewogen plus contrast scans om de opening van de BBB en de nauwkeurigheid van de targeting te bevestigen. De parameters voor T1-gewogen beeldvorming: TR/TE = 900/12 milliseconden, 2 gemiddelden, gezichtsveld = 24 x 30 mm2, matrixgrootte = 208 x 256, plakdikte = 0,7 mm. Meestal wordt een enkele T1-scan uitgevoerd.
  11. Verwijder de FUS arm en slee van de MRI, en plaats het dier op een verwarmingskussen ingesteld op 40 °C, met behoud van 2% isoflurane anesthesie.
  12. Vanaf 30 min na sonicatie gebruikt u een spuitpomp om QA (75 mg/mL voorraadoplossing) gedurende 1 h 1 h te bezielen met een snelheid van 16,8 μL/min om een uiteindelijke dosering van 225 mg/kg (q.s. tot 1,0 mL zoutoplossing) te bereiken.
  13. Wanneer de infusie is voltooid, stop dan met anesthesie en houd het dier op een verwarmingskussen tot ze alert zijn. Plaats het dier in een kooi en controleer routinematige controles voor zijn activiteit om de 15 minuten, gedurende enkele uren na de procedure.
  14. Breng het dier terug naar het vivarium en controleer elke 6 uur voor de eerste dag op nood of onregelmatige activiteit.
  15. Op een dag na de sonicatie, uit te voeren T2-gewogen MR beeldvorming om eventuele schade op het gebied van sonicatie te beoordelen. De parameters voor T2 imaging: herhalingstijd/echotijd [TR/TE] = 3.000/138 milliseconden, 3 gemiddelden, gezichtsveld = 29 x 45 mm2, matrixgrootte = 125 x 192, plakdikte = 0,23 mm. Beelden worden geëvalueerd op gebieden van hyperintensiteit om mogelijke weefselschade/oedeem te identificeren.

4. Postmortem analyse van neuronale verlies

  1. Sta een post-sonicatie, overlevingsperiode van 4-5 dagen voor het beoordelen van neuronale verlies met Fluoro-Jade histochemie.
  2. Verdoven het dier diep met isofluraan en euthanaseren via intracardiale perfusie met 0,1 M fosfaatbuffer (pH 7.4) gevolgd door 4% paraformaldehyde in fosfaatbuffer.
  3. Verwijder de hersenen van de schedel en post-fix voor 2 dagen in 4% paraformaldehyde.
  4. Dompel de hersenen onder in 30% sacharose voor cryoprotectie en snijd secties met een dikte van 20-30 μm met een cryostat.
  5. Zet cryostat secties op gelatinegiseerde dia's en lucht-droog 's nachts.
  6. Rehydraat glijbanen in gedestilleerd water, en vervolgens uitdrogen in oplopende gesorteerde ethanol. Na uitdroging, rehydraat glijbanen in dalende gesorteerde ethanol.
  7. Breng dia's over naar een oplossing van 0,06% kaliumpermanganaat gedurende 15 minuten op een orbitale shaker.
  8. Spoel glijbanen gedurende 1 min in gedestilleerd water en breng over op een 0,001% oplossing van Fluoro-Jade B in 0,1% azijnzuur. Incubeer onder zachte agitatie gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur. Spoel glijbanen drie keer gedurende 1 min in gedestilleerd water.
  9. Droog de dia's op een diawarmer, equilibrate in xylenes gedurende 3 minuten en coverslip met behulp van DPX montagemedia.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Deze sectie beschrijft het effect van PING op neuronen in een neocorticale dysplasie. Weefseldysplasieën zijn een gemeenschappelijk kenmerk in de hersenen van patiënten met resistente epilepsie, en chirurgische verwijdering van epileptische dysplasieën kan een uitstekende controle van aanvallen15. Het definiëren van het effect van PING op dysplastisch hersenweefsel is daarom een belangrijke prioriteit. Een rat model van genetische corticale dysplasie, de tish rat, werd geselecteerd voor het bestud...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De PING-methode is ontworpen om niet-invasieve, gerichte neuronale laesies te produceren. De methode is afgeleid van een sterke en groeiende basis van onderzoek op het gebied van gerichteechografie 3,4,5,6,7. De mogelijkheid om focale toegang te bieden tot specifieke gebieden van de hersenen parenchyma via tijdelijke opening van de BBB heeft een weg gecreëerd ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs erkennen Rene Jack Roy voor zijn uitstekende technische ondersteuning op het gebied van MRI. Dit werk werd ondersteund door de National Institutes of Health (R01 NS102194 aan KSL en R01 CA217953-01 aan MW), het Chester Fund (KSL) en de Focused Ultrasound Foundation (KSL en JW).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
7T-ClinScan MRI SystemBruker Biospin, Ettinglen, DuitslandMR Image Acquisition
Acoustic GelLitho CLEAR11-601High Viscosity Accoustic Transmission Gel
DPX Mounting MediumElectron Microscopy Sciences13512Resin Based Cover Glass Mountant
Fluoro-Jade BEDM MilliporeAG310High Affinity Stain For Degenerating Neurons
Fluovac anesthetic adsorberHarvard Apparatus34-0388Organic Anaesthesia Scavenger
FUS SystemImage Guided Therapy, Pessac, FrankrijkLabFUSMR Compatible Small Animal Focused Ultrasound System
GadodiamideGE Healthcare AS, Oslo, NoorwegenOmniscanMR Contrast Agent
HeparineSAGENTNDC2502140010Anti-Coagulant
Hypodermic needle 30G x 1/2Becton-Dickinson26027Staartvene Catheterisatie
Insulin syringe 28G1/2 (1ml)EXEL26027Toediening van Injecteerbare Middelen naar Staartvene Catheter
Isofluoraan verstuiverSurgiVetVCT302Anesthesie Toediening
IsofluraanHenry ScheinNDC1169567762Anesthesie
KMnO4Sigma223468Reagens Gebruikt in Fluoro-Jade B Kleuring
MicrobubbelsIntern geproduceerd: A. Klibanov305106Bloed-Hersenbarrière Onderbrekend Middel
Microbubbels (commerciële bron)Lantheus Medical Imaging, North Billerica, MADefinity microbubbelsBloed-Hersenbarrière Onderbrekend Middel
Monitoring & Gating SystemSmall Animal InstrumentsModel 1030Ademhaling Monitoring
Multisizer 3 Coulter counterBeckman-Coulter, Hialeah, FLMultisizer 3Gebruikt om Gemiddelde Grootte van Microbubbels te Bepalen
Optixcare EYE LUBECLC MEDICA, Ontario, Canada11611Cornea Beschermer - Eye Lube
PE10 buisBecton-Dickinson427401Staartvene Catheter Component
QuinolinlinezuurSanta Cruz Biotechnology, Dallas, TXCAS 89-00-9Neurotoxine
Sprague-Dawley RattenTaconic BiosciencesSD-MRattenmodel
SpuitpompCarnegie MedicinCMA 100Gecontroleerde Toediening van Quinolinezuur
Thermoguide SoftwareImage Guided Therapy, Pessac, FrankrijkThermoguideBestuurt Lab FUS System
Tish RattenIn-house kolonieRattenmodel
Veet ontharingscremeReckitt BenckiserVerwijdering van Hoofdhaar

Referenties

  1. Wiebe, S., Eliasziw, M., Matijevic, S. I. Changes in quality of life in epilepsy: How large must they be to be real. Epilepsia. 42, 113-118 (2001).
  2. McClelland, S., Guo, H., Okuyemi, K. S. Population-based analysis of morbidity and mortality following surgery for intractable temporal lobe epilepsy in the United States. Archives of Neurology. 68, 725-729 (2011).
  3. Hynynen, K., McDannold, N., Vykhotseva, N., Jolesz, F. A. Noninvasive MR imaging-guided focal opening of the blood-brain barrier in rabbits. Radiology. 220, 640-646 (2001).
  4. McDannold, N., Vykhodtseva, N., Raymond, S., Jolesz, F. A., Hynynen, K. MRI-guided targeted blood-brain barrier disruption with focused ultrasound: histological findings in rabbits. Ultrasound in Medicine & Biology. 31, 1527-1537 (2005).
  5. Park, J., Zhang, Y., Vykhodtseva, N., Jolesz, F. A., McDannold, N. J. The kinetics of blood brain barrier permeability and targeted doxorubicin delivery into brain induced by focused ultrasound. Journal of Controlled Release. 162 (1), 134-142 (2012).
  6. Sheikov, N., McDannold, N., Vykhodtseva, N., Jolesz, F., Hynynen, K. Cellular mechanisms of the blood-brain barrier opening induced by ultrasound in the presence of microbubbles. Ultrasound in Medicine & Biology. 30, 979-989 (2004).
  7. Vlachos, F., Tung, Y. S., Konofagou, E. E. Permeability assessment of the focused ultrasound-induced blood-brain barrier opening using dynamic contrast-enhanced MRI. Physics in Medicine and Biology. 55 (18), 5451-5466 (2010).
  8. Zhang, Y., et al. focal disconnection of brain circuitry using magnetic resonance-guided low-intensity focused ultrasound to deliver a Neurotoxin. Ultrasound in Medicine & Biology. 42 (9), 2261-2269 (2016).
  9. Zhang, Y., et al. Testing different combinations of acoustic pressure and doses of quinolinic acid to induce focal-neuron loss in mice using transcranial low-intensity focused ultrasound. Ultrasound in Medicine & Biology. 45, 129-136 (2018).
  10. Foster, A. C., Miller, L. P., Oldendorf, W. H., Schwarcz, R. Studies on the disposition of quinolinic acid after intracerebral or systemic administration in the rat. Experimental Neurology. 84, 428-440 (1984).
  11. Beskid, M., Różycka, Z., Taraszewska, A. Quinolinic acid: effect on the nucleus arcuatus of the hypothalamus in the rat (ultrastructural evidence). Experimental and Toxicologic Pathology. 49, 477-481 (1997).
  12. Schwarcz, R., Köhler, C. Differential vulnerability of central neurons of the rat to quinolinic acid. Neuroscience Letters. 38, 85-90 (1983).
  13. Schwarcz, R., Whetsell, W. O., Mangano, R. M. Quinolinic acid: an endogenous metabolite that produces axon-sparing lesions in rat brain. Science. 219, New York, N.Y. 316-318 (1983).
  14. Klibanov, A. L. Microbubble contrast agents: targeted ultrasound imaging and ultrasound-assisted drug-delivery applications. Investigative Radiology. 41 (3), 354-362 (2006).
  15. Agari, T., et al. Successful treatment of epilepsy by resection of periventricular nodular heterotopia. Acta Medica Okayama. 66 (6), 487-492 (2012).
  16. Lee, K. S., et al. A genetic animal model of human neocortical heterotopia associated with seizures. The Journal of Neuroscience. 17 (16), 6236-6242 (1997).
  17. Schottler, F., Couture, D., Rao, A., Kahn, H., Lee, K. S. Subcortical connections of normotopic and heterotopic neurons in sensory and motor cortices of the tish mutant rat. The Journal of Comparative Neurology. 395 (1), 29-42 (1998).
  18. Schottler, F., et al. Normotopic and heterotopic cortical representations of mystacial vibrissae in rats with subcortical band heterotopia. Neuroscience. 108 (2), 217-235 (2001).
  19. Zhang, Y., et al. Effects of non-invasive, targeted, neuronal lesions on seizures in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Ultrasound in Medicine and Biology. 46, 1224-1234 (2020).
  20. Holmes, E. W. Determination of serum kynurenine and hepatic tryptophan dioxygenase activity by high-performance liquid chromatography. Analytical Biochemistry. 172, 518-525 (1988).
  21. Shibata, K., Ohno, T., Sano, M., Fukuwatari, T. The urinary ratio of 3-hydroxykynurenine/3-hydroxyanthranilic acid is an index of predicting the adverse effects of D-trytophan in rats. Journal of Nutritional Science and Vitaminology. 60, 261-268 (2014).
  22. Aubry, J. -F., Tanter, M. MR-guided transcranial focused ultrasound. Therapeutic Ultrasound. , 97-111 (2016).
  23. Elias, W. J., et al. A Randomized trial of focused ultrasound thalamotomy for essential tremor. New England Journal of Medicine. 375, 730-739 (2016).
  24. Ghanouni, P., et al. Transcranial MR-guided focused ultrasound: a review of the technology and neuro applications. American Journal of Roentgenology. 205, 150-159 (2015).
  25. Martin, E., Jeanmonod, D., Morel, A., Zadicario, E., Werner, B. High-intensity focused ultrasound for noninvasive functional neurosurgery. Annals of Neurology. 66, 858-861 (2009).
  26. Monteith, S., et al. Transcranial magnetic resonance-guided focused ultrasound for temporal lobe epilepsy: a laboratory feasibility study. Journal of Neurosurgery. 12, 1-8 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Gefocuste ultrasoonbloed hersenbarri rechinolinezuurneuronale laesiesMRgFUSmicrobelletjesinjectiehistologische analyseT2 gewogen beeldvormingniet invasieve chirurgieneurale circuits
Gerichte neuronale letsel voor de niet-invasieve ontkoppeling van brain circuit
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.