Methodenartikel

Modellering van primaire bottumoren en botmetastase met implantatie van solide tumortransplantaten in bot

DOI:

10.3791/61313

⸱

9 september 2020

 ,  , 
1Department of Pathology and O'Neal Comprehensive Cancer Center, University of Alabama at Birmingham, 2Surgical Discovery Centre, Department of Veterinary Medicine, University of Cambridge

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Botmetastasemodellen ontwikkelen metastase niet uniform of met een 100% incidentie. Directe intra-osseuze tumorcelinjectie kan leiden tot embolisatie van de long. We presenteren onze techniek voor het modelleren van primaire bottumoren en botmetastase met behulp van solide tumortransplantaatimplantatie in bot, wat leidt tot reproduceerbare transplantatie en groei.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Primaire bottumoren of botmetastasen van solide tumoren resulteren in pijnlijke osteolytische, osteoblastische of gemengde osteolytische / osteoblastische laesies. Deze laesies brengen de botstructuur in gevaar, verhogen het risico op pathologische fracturen en laten patiënten achter met beperkte behandelingsopties. Primaire bottumoren metastaseren naar verre organen, waarbij sommige typen zich kunnen verspreiden naar andere skeletlocaties. Recent bewijs suggereert echter dat met veel solide tumoren, kankercellen die zich naar het bot hebben verspreid, de primaire bron kunnen zijn van cellen die uiteindelijk uitzaaien naar andere orgaansystemen. De meeste syngenetische of xenograft-muismodellen van primaire bottumoren omvatten intra-osseuze (orthotopische) injectie van tumorcelsuspensies. Sommige diermodellen van skeletmetastase van solide tumoren zijn ook afhankelijk van directe botinjectie, terwijl anderen proberen extra stappen van de botmetastatische cascade samen te vatten door cellen intravasculair of in het orgaan van de primaire tumor te injecteren. Geen van deze modellen ontwikkelt echter botmetastase op betrouwbare wijze of met een incidentie van 100%. Bovendien is aangetoond dat directe intra-osseuze injectie van tumorcellen geassocieerd is met potentiële tumorembolisatie van de long. Deze embolische tumorcellen engraferen maar recapituleren de gemetastaseerde cascade niet. We rapporteerden een muismodel van osteosarcoom waarbij verse of gecryopreserveerde tumorfragmenten (bestaande uit tumorcellen plus stroma) rechtstreeks in het proximale scheenbeen worden geïmplanteerd met behulp van een minimaal invasieve chirurgische techniek. Deze dieren ontwikkelden reproduceerbare transplantatie, groei en, na verloop van tijd, osteolyse en longmetastase. Deze techniek heeft de veelzijdigheid om te worden gebruikt om solide tumorbotmetastase te modelleren en kan gemakkelijk grafts gebruiken die bestaan uit een of meerdere celtypen, genetisch gemodificeerde cellen, van de patiënt afgeleide xenografts en / of gelabelde cellen die kunnen worden gevolgd door optische of geavanceerde beeldvorming. Hier demonstreren we deze techniek, waarbij we primaire bottumoren en botmetastasen modelleren met behulp van implantatie van solide tumortransplantaat in bot.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Muismodellen van ziekten bij mens en dier worden steeds populairder in biomedisch onderzoek. Het nut van het gebruik van muizen in deze context is dat hun anatomie en fysiologie erg lijken op mensen. Ze hebben een relatief korte draagtijd en tijd in het postnatale leven om volwassen te worden, en worden grotendeels geassocieerd met relatief lage kosten en gemak van huisvesting, hoewel toenemende kosten van ontwikkeling of aankoop geassocieerd zijn met grotere graden van genetische modificatie, immunodeficiëntie en / of humanisatie1. Het gebruik van inteeltstammen resulteert in een grotendeels uniforme dierpopulatie voorafgaand aan de opname in het onderzoek. Een volledige kennis van hun genoom suggereert een hoge mate van gelijkenis met mensen. Orthologe moleculaire doelwitten voor veel ziekteprocessen zijn geïdentificeerd in het muizengenoom en er is nu een uitgebreide bibliotheek van muisspecifieke reagentia die gemakkelijk verkrijgbaar zijn. Daarom bieden ze de mogelijkheid voor een relatief hoge doorvoeranalyse op een snellere en goedkopere manier in vergelijking met grotere diermodellen1. Bovendien, met de komst van genetische bewerkingsstrategieën die de overexpressie of deletie van bepaalde genen mogelijk maken, hetzij globaal, hetzij op een celtypespecifieke manier en / of constitutief of op een induceerbare manier, vertegenwoordigen ze een zeer biologisch nuttig modelsysteem voor het onderzoek van ziekten bij mens en dier2.

Kanker is een gebied waarin muismodellen een groot nut hebben. Genetische muismodellen van kanker vertrouwen op modulatie van de expressie van oncogenen of tumorsuppressorgenen, alleen of in combinatie, voor cellen om oncogene transformatie te ondergaan. De injectie van primaire of gevestigde tumorcellijnen in muizen wordt ook uitgevoerd. De introductie van cellijnen of weefsels van mensen of andere diersoorten, waaronder muizen, blijft het meest gebruikte model van kanker in vivo. Het gebruik van cellen en weefsels van verschillende soorten (xenografts) bij immuungecompromitteerde muizen wordt het meest uitgevoerd2. Het gebruik van allograft tumorcellen of weefsels waarbij zowel de gastheer als de ontvanger van dezelfde soort zijn, maakt echter de interactie met een intact immuunsysteem mogelijk in combinatie met dezelfde gastheermuizenstam in syngenetische systemen3.

Primaire bottumoren of botmetastasen van solide tumoren resulteren in pijnlijke osteolytische, osteoblastische of gemengde osteolytische/osteoblastische laesies 3,4. Deze tumoren brengen de botstructuur in gevaar, waardoor het risico op pathologische fracturen toeneemt en patiënten beperkte behandelingsopties hebben. Primaire bottumoren metastaseren naar verre organen, waarbij sommige typen zich kunnen verspreiden naar andere skeletlocaties. Bij borstkankerpatiënten is bot de meest voorkomende plaats van eerste metastase en de meest voorkomende eerste plaats van presentatie van gemetastaseerde ziekte 5,6. Bovendien zijn gedissemineerde tumorcellen (DTC's) aanwezig in het beenmerg voorafgaand aan de diagnose van en voorspellen ze de ontwikkeling van metastase in andere organen7. Daarom wordt aangenomen dat kankercellen in het bot de bron zijn van cellen die uiteindelijk uitzaaien naar andere orgaansystemen. Er bestaan veel muismodellen van solide tumormetastase die metastase ontwikkelen, voornamelijk in de long- en lymfeklieren, en afhankelijk van het tumortype en de injectietechniek, mogelijk andere orgaansystemen3. Muismodellen van botmetastasen ontbreken echter die betrouwbaar, reproduceerbaar plaatsspecifieke skeletmetastase produceren en botmetastase ontwikkelen voordat muizen vroege verwijderingscriteria bereiken van primaire tumorbelasting of metastase naar andere organen. We hebben een model van het primaire bottumorosteosarcoom gerapporteerd dat afhankelijk is van de chirurgische implantatie van een solide tumorallograft in het proximale scheenbeen van muizen8. Bottumoren gevormd in 100% van de muizen en 88% ontwikkelde longmetastase. Deze incidentie van metastase overtreft wat gewoonlijk klinisch wordt gemeld bij mensen (~ 20-50%), maar is van groot belang omdat de long de meest voorkomende plaats van metastase is voor osteosarcoom 9,10,11. Hoewel dit model voordelig is bij het modelleren van primaire bottumoren, heeft het ook een groot nut bij het modelleren van botmetastasen van andere osteotrope solide tumoren zoals borst-, long-, prostaat-, schildklier-, lever-, nier- en gastro-intestinale tumoren.

De reden voor de ontwikkeling van dit model was om een alternatief te ontwikkelen voor de traditionele intra-botinjectie, meestal in het proximale scheenbeen of distale dijbeen om primaire bottumoren of botmetastase te modelleren12. Ons primaire doel was om een bekende beperking van deze techniek te verlichten, d.w.z. tumorembolisatie van de long. Dit resulteert in de engraftment van deze embolische tumorcellen en "artefactuele metastase" die niet de volledige metastatische cascade van een gevestigde primaire bottumor die uitzaait naar de longensamenvatten 8,13. Dit zou ook de situatie zijn wanneer een gevestigde botmetastase zich verspreidt naar een verre locatie. Bovendien werd deze techniek ook ontwikkeld om een model van botmetastase te produceren dat een grotere incidentie van engraftment en groei van tumoren in bot en op een uniforme plaats zou garanderen in vergelijking met orthotopische of intravasculaire injectietechnieken. Dit model heeft duidelijke voordelen ten opzichte van deze beschreven technieken. Dit model omvat gecontroleerde, consistente afgifte van tumorcellen in het bot. Het vermijdt ook artefactuele longmetastase na longembolisatie en stelt een uniforme basislijnstudiepopulatie vast. Er is het voordeel van locatiespecifieke tumoren met dit model zonder het risico van vroege verwijderingscriteria als gevolg van primaire tumoren of metastase naar andere organen. Ten slotte heeft dit model een groot nut voor modificatie, inclusief het gebruik van van de patiënt afgeleide xenografts.

Het gepresenteerde model heeft overeenkomsten met directe celsuspensie-injectie in bot na een chirurgische aanpak gevolgd door injectie door de cortex of afgifte in de mergholte na het maken van een klein defect in de cortex (met of zonder ruiming uit de medullaire holte)8,14,15,16,17. De implantatie van een tumor allograft maakt deze techniek echter duidelijk anders. Daarom was het doel van dit rapport om dit model van primaire bottumoren en botmetastase van solide tumoren aan te tonen, dat veel beperkingen van eerder beschreven modellen overwint. Onderzoeksgroepen met ervaring in celkweek, muismodellen, muisanesthesie en chirurgie en muisanatomie zijn goed uitgerust om onze techniek te reproduceren om primaire bottumoren of botmetastasen bij muizen te modelleren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle beschreven dierproeven werden goedgekeurd door de institutionele dierverzorgings- en gebruikscommissie van de Universiteit van Cambridge, Cambridge, VK.

1. Bereiding van cellijnen

  1. Kweek cellijnen in overeenstemming met de standaard celkweekprotocollen van het laboratorium voor traditionele celkweek of injectie in muizen. Standaardprotocollen die hier worden gebruikt, zijn groei in Dulbecco's gemodificeerde Eagle's medium met 10% foetaal runderserum (FBS), L-glutamine en penicilline / streptomycine (hierna bekend als volledig groeimedium).
    OPMERKING: In dit experiment worden Abrams osteosarcoomcellen gebruikt in Balb/c Foxn1 nu/nu-muizen . Voor borstkankerstudies worden 4T1-cellen in Balb / c-muizen en EO771-cellen in C57BL / 6-muizen gebruikt.
  2. Kweek cellen in geventileerde weefselkweekkolven of 6-well weefselkweekplaten bij 37 °C in 5% CO2.
  3. Passeer de cellijn van belang en bereid de cellen voor op injectie wanneer de cellen een samenvloeiing bereiken die vaak wordt gebruikt bij injectie van deze cellen in muizen.

2. Dieren

  1. Gebruik Balb/c Foxn1 nu/nu-muizen van ten minste 6-8 weken oud voor het genereren van subcutane tumoren om ervoor te zorgen dat de dieren voorbij de snelle groeifase zijn en de volwassenheid en skeletrijpheid hebben bereikt.
  2. Gebruik mannelijke of vrouwelijke muizen. Maak uitzonderingen bij het selecteren van hormoongevoelige cellijnen (bijvoorbeeld borstkankercellen bij vrouwelijke muizen en prostaatkankercellen bij mannelijke muizen).
  3. Gebruik voor xenograftexperimenten immunodeficiënte athymische naaktmuizen op basis van het feit dat de cellijn onder normale omstandigheden niet compatibel is met een intact muisimmuunsysteem.
  4. Voor allograft-experimenten met muizencellijnen wordt dit ook aanbevolen op basis van ongelijksoortige genetische en immuunachtergronden van muizen. Gebruik voor syngenetische experimenten echter dieren van dezelfde stam als de cellijn van belang.
  5. Gezelschapsdieren bij standaarddichtheden, afhankelijk van het houderijbeleid van de instelling.

3. Subcutane tumoren

  1. Oogst cellijnen uit cultuur door trypsinisatie en resuspendien in steriele fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS).
  2. Beoordeel de levensvatbaarheid van cellen en bepaal de celdichtheid met behulp van de trypan blue-uitsluitingsmethode. Gebruik een hemocytometer of een geautomatiseerde celteller om de cellen te tellen. Een minimale levensvatbaarheid van de cel van 90% moet worden gebruikt voor injectie in muizen om subcutane tumoren te creëren.
  3. Pas de celdichtheid aan om 1-2 x 105 cellen te injecteren in een eindvolume van 0,1 tot 0,15 ml (100 tot 150 μl) steriele PBS. Houd de cellen op ijs tot de injectie.
  4. Als alternatief, pellet cellen door centrifugeren op 800 x g gedurende 5 minuten. Gooi het supernatant weg en suspensie de gepelletiseerde cellen opnieuw in onverdund steriel keldermembraanmatrixmedium om 1-2 x 105 cellen te verkrijgen in een eindvolume van 0,1 tot 0,15 ml (100 tot 150 μl). Houd de cellen op ijs tot verder gebruik.
  5. Verdoof muizen om te worden gebruikt voor subcutane tumorgroei met isofluraan in zuurstofanesthesie. Gebruik een inductiedosis van 5% isofluraan in 2 L/min zuurstof en een onderhoudsdosis van 2-3% isofluraan in 2 L/min zuurstof. Controleer op het ontbreken van knipper- of pedaalreflexen voordat u verder gaat.
    OPMERKING: Isofluraan is een inhalatie-anestheticum. Gebruik isofluraan in een goed geventileerde ruimte met geschikte opvang- en gasopvangsystemen. Raadpleeg het veterinaire personeel van de instelling om een plan te ontwikkelen voor anesthesie-inductie, onderhoud en monitoring, en zorg ervoor dat het laboratoriumpersoneel de juiste training heeft in anesthesiemonitoring en het hanteren van inhalatie-anesthetica.
  6. Verwijder haar uit het dorsale gebied van de thorax of buik van verdoofde muizen met ontharingsoplossing of met een elektrische tondeuse. Ontharingsoplossing heeft de voorkeur om mogelijk trauma aan de huid te minimaliseren. Sla deze stap over als u athymische naaktmuizen gebruikt.
  7. Reinig het bereide gebied met een wattenstaafje van 70% ethanol voordat de celsuspensie wordt geïnjecteerd.
  8. Gebruik een tuberculinespuit van 1 ml met een naald van 27 G om cellen subcutaan over het dorsale gebied van de thorax of buik te injecteren, niet te worden beïnvloed door beweging van de schouderbladen. Als alternatief injecteer de cellen subcutaan als een suspensie in in de handel verkrijgbare extracellulaire matrix.
    OPMERKING: Injectie in in de handel verkrijgbare extracellulaire matrix zal de migratie van de celsuspensie in de onderhuidse ruimte beperken omdat deze matrices stollen bij kamertemperatuur.
  9. Herstel de muizen op een verwarmingskussen in individuele kooien totdat ze ambulant zijn. Muizen kunnen dan in hun normale kooien worden geplaatst met schoon, droog beddengoed.
  10. Controleer de grootte van de onderhuidse tumor boven de dorsale thorax of buik met een schuifmaat en meet wekelijks het lichaamsgewicht om ervoor te zorgen dat de onderhuidse tumoren niet zweren of muizen voldoen aan de criteria voor vroege verwijdering zoals vastgesteld door de commissie voor dierverzorging en -gebruik van de instellingen. Een maximale tumorgrootte van 15 mm in elke dimensie wordt aanbevolen om het risico op huidzweren of centrale tumornecrose te verminderen.
    OPMERKING: Raadpleeg de lokale richtlijnen om de maximaal toelaatbare tumorgrootte/-volume te bepalen.
  11. Euthanaseer muizen met subcutane tumoren na drie tot vier weken door CO 2-inhalatie gevolgd door cervicale dislocatie. Volg het aanvaardbare beleid van de instelling voor muizeneuthanasie.
  12. Oogst subcutane tumoren met behulp van aseptische chirurgische techniek. Steriliseer de huid boven de tumor zoals voorheen met 70% ethanol na verwijdering van het haar (indien van toepassing). Insnijd door de huid boven de tumor met een # 15 scalpelmesje (met of zonder een scalpelmesje). Ontleed de tumor scherp uit de omliggende aangehechte zachte weefsels met een steriele chirurgische schaar.
  13. Plaats de tumor in 6-well weefselkweekplaten met volledig groeimedium en gehakt in meerdere kleine fragmenten van vooraf bepaalde grootte (~ 0,6 mm x 0,6 mm x 0,6 mm - 0,25 mm3 tot 1 mm x 1 mm x 1 mm - 1 mm3) met een # 15 scalpelmes (met of zonder een scalpelmeshandvat).
  14. Behoud tumorfragmenten in steriel volledig groeimedium bij kamertemperatuur tot het moment van intratibiale implantatie. Voor cellijnen die luciferase- of fluorescerende reportergenen dragen, gebruikt u ex-vivo bioluminescente of fluorescerende beeldvorming om de levensvatbaarheid van de tumor te bevestigen voorafgaand aan intratibiale implantatie in muizen.
  15. Plaats voor cryopreservatie meerdere fragmenten in dezelfde cryoviaal in volledig groeimedium aangevuld met 20% FBS en 10% dimethylsulfoxide (DMSO). Vries geleidelijk in met behulp van een commercieel cryopreservatiesysteem bij –80 °C en bewaar langdurig in vloeibare stikstof. Bewaar tumorfragmenten voor latere analyse, maar niet voor toekomstige implantatie, door te bevriezen met behulp van vloeibare stikstofonderdompeling. Bewaar deze bevroren tumorfragmenten langdurig bij –80 °C.
    OPMERKING: Er is eerder gemeld dat snap bevroren tumoren niet in vivo8 zullen enten en groeien.

4. Chirurgische implantatie van subcutane tumorfragmenten

  1. Breng verse of gecryopreserveerde fragmenten van subcutane tumor op kamertemperatuur in volledig groeimedium voorafgaand aan chirurgische implantatie.
  2. Verdoof muizen van de betreffende stam met behulp van isofluraan in zuurstofanesthesie zoals beschreven in rubriek 3. Controleer op het ontbreken van pedaalreflexen voordat u verder gaat. Dien subcutaan buprenorfine toe in een dosis van 0,02-0,05 mg/kg om peri-operatieve analgesie te verkrijgen. Dit kan elke 6-8 uur in de postoperatieve periode worden herhaald, indien nodig.
  3. Verwijder haar op het rechter kniegewricht en het proximale scheenbeen van de achterhand met een ontharingsoplossing om het potentiële trauma aan de huid te minimaliseren.
  4. Schrob het voorbereide gebied met chirurgisch antisepticum. Schrob eerst met een 70% ethanoldoekje en schrob vervolgens met afwisselend chloorhexidine en zoutoplossing scrub.
  5. Visualiseer het proximale scheenbeen als het gebied net distaal is van het kniegewricht tijdens het buigen en strekken van het gewricht.
  6. Maak een incisie van 3-4 mm ter hoogte van het proximale scheenbeen op het mediale aspect van de ledemaat met een # 15 scalpelblad (met of zonder een scalpelmeshandvat). Insnijd door de huid en het onderhuidse weefsel om de mediale cortex van het proximale scheenbeen bloot te leggen.
  7. Oefen zachte druk uit met de punt van een naald van 25 G, terwijl u ook de punt draait, om een klein gaatje in de mediale cortex van het proximale scheenbeen te creëren. Maak dit gat ongeveer 2 mm distaal van het kniegewricht op een punt op gelijke afstand tussen de craniale en caudale tibiale cortex. Selecteer de naaldgrootte afhankelijk van de grootte van de tumorfragmenten.
  8. Gebruik een steriele tang om de tumorfragmenten op te pakken en in te brengen in de medullaire holte van het proximale scheenbeen. Gebruik een naald van 27 tot 30 G om het tumorfragment in het medullaire kanaal te manipuleren. Afhankelijk van de grootte van de tumorfragmenten, implanteert u minimaal 0,5 mm3 totaal tumorvolume in elk scheenbeen. Dit kan implantatie van 1 of meer tumorfragmenten vereisen, afhankelijk van de grootte van de gecreëerde tumorfragmenten.
    OPMERKING: Wijzigingen om verplaatsing van het transplantaat buiten het bot te voorkomen of te beperken, zijn het plaatsen van botwas of botcement in het botdefect of gelschuim of een onderhuids vettransplantaat over het gat in het bot.
  9. Breng de huidranden aan met steriele vloeibare weefsellijm of een enkele huidhechting. Gebruik geen wondclips op deze site. Wees voorzichtig bij het gebruik van fluorescentiebeeldvorming in de postoperatieve periode, omdat zowel weefsellijmen als hechtingen het potentieel hebben om te fluoresceren.
  10. Herstel de muizen op een verwarmingskussen in individuele kooien totdat ze ambulant zijn.

5. Seriële en eindpuntbeoordeling

  1. Verdoof muizen met isofluraan in zuurstofanesthesie zoals eerder beschreven.
  2. Evalueer tibiale tumorgroei niet-invasief door wekelijkse digitale radiografie, bioluminescentie of fluorescentiebeeldvorming (als cellen luciferase of een fluorescerend reportergen worden gebruikt). Remklauwmetingen van de ledemaat op de plaats van implantatie kunnen ook worden uitgevoerd bij wakkere muizen.
  3. Naast de traditionele monitoring van tumordragende muizen (lichaamsgewicht, activiteitsniveau, ademhalingsfrequentie, verzorging, houding, mentatie en gedrag) controleert u muizen wekelijks op tekenen van kreupelheid van de achterpoten, zwelling en infectie van de operatieplaats.
  4. Controleer de huidchirurgische wond gedurende de eerste 10-14 dagen op overmatige roodheid, zwelling, drainage en wonddehiscentie totdat de huidwond is genezen. Evalueer na 4-5 weken muizen in overeenstemming met de evaluatie van de onderzoeksresultaten, levend of na euthanasie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een positief resultaat zou geassocieerd zijn met tumortransplantatie en progressieve tumorgroei in de loop van de tijd. Afhankelijk van het tumortype kan intraossale tumorgroei worden geassocieerd met progressieve kreupelheid van de achterpoten, maar veel tumoren veroorzaken geen kreupelheid ondanks tekenen van bijbehorende botziekte. Succesvolle transplantatie werd gedocumenteerd met geavanceerde beeldvorming, waarbij er progressieve radiografische, μCT- of μMRI-veranderingen in het proximale scheenbeen zouden optreden ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit rapport documenteert ons model om primaire bottumoren of botmetastase te creëren na de intratibiale implantatie van een tumor allograft. Wij zijn van mening dat er verschillende cruciale stappen in dit proces zijn. Een veilig anesthetisch vlak moet worden vastgesteld voor zowel subcutane injectie van de tumorcelsuspensie als intratibiale plaatsing van de resulterende tumorfragmenten. Er moet een steriele voorbereiding van de operatieplaats zijn voor zowel verwijdering van het subcutane allograft als intratibiale plaa...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dr. Hildreth werd gefinancierd door de NIH onder awardnummer K01OD026527.  Inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële standpunten van de NIH.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs erkennen de kritische bijdrage van Dr. Beth Chaffee, DVM, PhD, DACVP aan de ontwikkeling van deze techniek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
#15 scalpelbladHenry Schein Ltd.75614None
6-well weefselkweekplatenThermo Fisher Scientific10578911Gebaten voor het fijnhakken van tumoren. Kan ook worden gebruikt voor celkweek
Abrams osteosarcoma cel lijnNiet van toepassingNiet van toepassingNone
Anesthesie machine met isofluraandampverdamper en zuurstoftank(s)VetEquip901805None
DierenweegschaalKent ScientificSCL- 1015None
BALB/c naakt muis (nu/nu)Charles River Ltd.NA6-8 weken oud. Mannelijke of vrouwelijke muizen
BotcementDepuy Synthes160504Optioneel gebruik in plaats van botwas
BotwasEthiconW31GOptioneel
BuprenorfineAnimalcare Ltd.N/ABuprecare 0,3 mg/ml oplossing voor injectie voor honden en katten
Koolstofdioxide euthanasie stationN/AN/AMoet binnen het dierlijke centrum worden geplaatst
Celkweek incubator ingesteld op 37 °C en 5% koolstofdioxideHeraeusVariousNone
Chlorhexidine chirurgische scrubVetoquinol411412None
Cryovials (2 ml)Thermo Scientific Nalgene5000-0020Optioneel indien cryopreservering van tumorfragmenten
D-luciferine (vuurvlieg), kaliumzoutPerkin Elmer122799Optioneel indien cel lijn van belang een bioluminescentie reporter gen heeft
Digitale calliperMitutoyo500-181-30Kan handmatig zijn
Digitaal microradiografie kabinetFaxitron Bioptics, LLCMX-20Optioneel om botreactie op tumorgroei te evalueren
Dimethyl sulfoxide (DMSO)Sigma Aldrich1371171000Optioneel indien cryopreservering van tumorfragmenten
Dulbecco’s gewijzigd Eagle’s mediumThermo Fisher Scientific11965092None
Ethanol (70%)Sigma Aldrich2483None
Foetaal runderserumThermo Fisher Scientific26140079None
Forceps, DumontFine Science Tools, Inc.11200-33None
Vrieskast (– 80 °C)SanyoMDF-794COptioneel indien cryopreservering of snap freezing van tumorfragmenten
HemocytometerThermo Fisher Scientific11704939Kan ook een geautomatiseerde celteller gebruiken, indien beschikbaar
Hypodermische naalden (27 gauge)Henry Schein Ltd.DIS55510Kan ook 25G (DIS55509) en 30G (Catalog DIS599) naalden gebruiken
IJsN/AN/AIdealiter kleine stukjes in een container voor de opslag van spuit en cel suspensie
Iris schaarFine Science Tools, Inc.14084-08None
IsofluraanHenry Schein Ltd.1182098None
IVIS Lumina III bioluminescentie/fluorescentie beeldvorming systeemPerkin ElmerCLS136334Optioneel indien cel lijn van belang bioluminescentie of fluorescentie reporter genen heeft
L-glutamineThermofisher scientifc25030081None
Vloeibare stikstofBritish Oxygen CorporationNAOptioneel indien cryopreservering of snap freezing van tumorfragmenten
Vloeibare stikstof dewar, 5 literThermo Fisher ScientificTY509X1Optioneel indien cryopreservering van tumorfragmenten
Matrigel® Matrix GFR, LDEV-Vrij, 5 mlCorning Life Sciences356230Optioneel. Ook verkrijgbaar in 10 ml maat (354230)
MicrocentrifugeThermo Fisher Scientific75002549Bezink cellen bij 1200 rpm gedurende 5-6 minuten
Mr. Frosty bevriezing bevattingFisher Scientific10110051Optioneel indien cryopreservering van tumorfragmenten
NAIR Haar verwijdering lotion/olieThermo Fisher ScientificNC0132811Kan alternatief een elektrische haarclip met fijne mes gebruiken
Penicilline/streptomycineSigma-AldrichP4333None
Scalpel handvat, #7 KortFine Science Tools, Inc.10007-12Gebruikersvoorkeur zolang het #15 scalpelblad accepteert
Verwarmde pad voor kleine dierenVetTechHE006None
StereomicroscoopGT Vision Ltd.H600BV1None
Steriele fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS)Thermo Fisher Scientific10010023Gebruik voor injecties en ook als onderdeel van de chirurgische scrub, afwisselend met chlorhexidine
Weefselkleefstof (sterieel)3M Corporation84-1469SBKan alternatief niet-absorbeerbare huid hechting (6-0 maat) gebruiken
Trypan blauwThermo Fisher Scientific5250061None
Trypsine-EDTAThermo Fisher Scientific25300054Gebruik 0,05%-0,25%
Tuberculinese spuit (1 ml met 0,1 ml gradaties)Becton Dickinson309659Slip tip wordt geprefereerd boven Luer
Geventileerde weefselkweekkolven, T-75Corning Life SciencesCLS3290Kan ook kleinere of grotere kolven gebruiken, indien nodig

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bryda, E. C. The Mighty Mouse: the impact of rodents on advances in biomedical research. Missouri Medicine. 110 (3), 207-211 (2013).
  2. Vandamme, T. F. Use of rodents as models of human diseases. Journal of Pharmacy and Bioallied Sciences. 6 (1), 2-9 (2014).
  3. Simmons, J. K., et al. Animal Models of Bone Metastasis. Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).
  4. Wolfe, T. D., et al. Effect of zoledronic acid and amputation on bone invasion and lung metastasis of canine osteosarcoma in nude mice. Clinical and Experimental Metastasis. 28 (4), 377-389 (2011).
  5. Wang, R., et al. The Clinicopathological features and survival outcomes of patients with different metastatic sites in stage IV breast cancer. BMC Cancer. 19 (1), 1091(2019).
  6. James, J. J., et al. metastases from breast carcinoma: histopathological - radiological correlations and prognostic features. British Journal of Cancer. 89 (4), 660-665 (2003).
  7. Pantel, K., Brakenhoff, R. H. Dissecting the metastatic cascade. Nature Reviews Cancer. 4 (6), 448-456 (2004).
  8. Chaffee, B. K., Allen, M. J. A clinically relevant mouse model of canine osteosarcoma with spontaneous metastasis. In Vivo. 27 (5), 599-603 (2013).
  9. Munajat, I., Zulmi, W., Norazman, M. Z., Wan Faisham, W. I. Tumour volume and lung metastasis in patients with osteosarcoma. Journal of Orthopaedic Surgery (Hong Kong). 16 (2), 182-185 (2008).
  10. Huang, X., et al. Risk and clinicopathological features of osteosarcoma metastasis to the lung: A population-based study. Journal of Bone Oncology. 16, 100230(2019).
  11. Li, W., Zhang, S. Survival of patients with primary osteosarcoma and lung metastases. Journal of BUON. 23 (5), 1500-1504 (2018).
  12. Campbell, J. P., Merkel, A. R., Masood-Campbell, S. K., Elefteriou, F., Sterling, J. A. Models of bone metastasis. Journal of Visualized Experiments. (67), e4260(2012).
  13. Maloney, C., et al. Intratibial Injection Causes Direct Pulmonary Seeding of Osteosarcoma Cells and Is Not a Spontaneous Model of Metastasis: A Mouse Osteosarcoma Model. Clinical Orthopedics and Related Research. 476 (7), 1514-1522 (2018).
  14. Dai, J., Hensel, J., Wang, N., Kruithof-de Julio, M., Shiozawa, Y. Mouse models for studying prostate cancer bone metastasis. BoneKey Reports. 5, 777(2016).
  15. Marques da Costa, M. E., et al. Establishment and characterization of in vivo orthotopic bioluminescent xenograft models from human osteosarcoma cell lines in Swiss nude and NSG mice. Cancer Medicine. 7 (3), 665-676 (2018).
  16. Raheem, O., et al. A novel patient-derived intra-femoral xenograft model of bone metastatic prostate cancer that recapitulates mixed osteolytic and osteoblastic lesions. Journal of Translational Medicine. 9, 185(2011).
  17. Sasaki, H., Iyer, S. V., Sasaki, K., Tawfik, O. W., Iwakuma, T. An improved intrafemoral injection with minimized leakage as an orthotopic mouse model of osteosarcoma. Analytical Biochemistry. 486, 70-74 (2015).
  18. Valastyan, S., Weinberg, R. A. Tumor metastasis: molecular insights and evolving paradigms. Cell. 147 (2), 275-292 (2011).
  19. Yu, C., et al. Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis. Journal of Visualized Experiments. (115), e53982(2016).
  20. Kuchimaru, T., et al. A reliable murine model of bone metastasis by injecting cancer cells through caudal arteries. Nature Communications. 9 (1), 2981(2018).
  21. Haley, H. R., et al. Enhanced Bone Metastases in Skeletally Immature Mice. Tomography. 4 (2), 84-93 (2018).
  22. Lei, Z. G., Ren, X. H., Wang, S. S., Liang, X. H., Tang, Y. L. Immunocompromised and immunocompetent mouse models for head and neck squamous cell carcinoma. Onco Targets and Therapy. 9, 545-555 (2016).
  23. Lefley, D., et al. Development of clinically relevant in vivo metastasis models using human bone discs and breast cancer patient-derived xenografts. Breast Cancer Research. 21 (1), 130(2019).
  24. Tuveson, D., Clevers, H. Cancer modeling meets human organoid technology. Science. 364 (6444), 952-955 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Primaire bottumorproximale tibiasubcutane tumorosteolyse longmetastasepati ntafgeleide xenografttibiale tumorgroeidigitale radiografie

Gerelateerde artikelen