Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een bacteriële orale voedingstest met met antibiotica behandelde muggen

6.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/61341

⸱

12 september 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Hunan Provincial Key Laboratory of Animal Intestinal Function and Regulation, College of Life Science, Hunan Normal University, 2State Key Laboratory of Developmental Biology of Freshwater Fish, Hunan Provincial Key Laboratory for Microbial Molecular Biology, College of Life Science, Hunan Normal University, 3Department of Infectious Diseases, the Second Xiangya Hospital, Central South University

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel presenteert een protocol om het effect van individuele muggendarmbacteriën te onderzoeken, inclusief isolatie en identificatie van muggenmuisculivable microben, uitputting van muggendarmen en herintroduceren van een specifieke bacteriesoort.

Samenvatting

De mug midgut herbergt een zeer dynamisch microbioom dat het metabolisme van de gastheer, reproductie, fitness en vectorcompetentie beïnvloedt. Er zijn studies uitgevoerd om het effect van darmmicroben als geheel te onderzoeken; verschillende microben kunnen echter verschillende effecten op de host uitoefenen. Dit artikel biedt de methodologie om het effect van elke specifieke mug gut microbe en het potentiële mechanisme te bestuderen.

Dit protocol bestaat uit twee delen. Het eerste deel introduceert hoe de mug midgut te ontleden, cultivable bacteriën kolonies te isoleren, en bacteriën soorten te identificeren. Het tweede deel biedt de procedure om met antibiotica behandelde muggen te genereren en één specifieke bacteriesoort opnieuw in te voeren.

Inleiding

Muggen worden beschouwd als de belangrijkste vectoren van menselijke pathogene ziekten, die meer dan honderd ziekteverwekkers overbrengen, waaronder het Zika-virus, het Dengue-virus en Plasmodium-parasieten 1. Wanneer muggen een bloedmaaltijd nemen om voedingsstoffen te verkrijgen voor ovipositie, kunnen ze per ongeluk ziekteverwekkers van een geïnfecteerde gastheer binnenkrijgen via het spijsverteringskanaal2. Belangrijk is dat de mug midgut, die een centrale rol speelt in zowel bloedmeel spijsvertering en pathogene ingang, herbergt een zeer dynamische microbioom3.

Verschillende studies hebben gekenmerkt lab-gefokte en veld-verzamelde mug microbiota met behulp van een cultuur-afhankelijke methode of een bacteriën sequencing test4,5,6. Soorten zoals Pantoea, Serratia, Klebsiella, Elizabethkingiaen Enterococcus worden vaak geïsoleerd van muggen in verschillende studies5,7,8,9. Interessant is dat muggendarmmicrobiota dynamisch fluctueert in zowel de diversiteit van de gemeenschap als de hoeveelheid bacteriesoorten, beïnvloed door het ontwikkelingsstadium, soorten, geografische oorsprong en voedingsgedrag4. Studies tonen aan dat bloedvoeding de totale bacteriële belasting drastisch verhoogt met een snelle expansie van soorten uit Enterobacteriaceae en een vermindering van de totale diversiteit10,11. Bovendien wordt muggenonderbuismicrobiota van het larvestadium meestal uitgeroeid wanneer het insect een metamorfose ondergaat tijdens verpopping en eclosie; dus, nieuw opgedoken volwassen muggen moeten hun microbiota4opnieuw bevolken .

Gut microbiota moduleert insectenfysiologie in verschillende aspecten, waaronder opname van voedingsstoffen, immuniteit, ontwikkeling, voortplanting en vectorcompetentie12. Axenic mug larven niet te ontwikkelen dan de eerste instar, terwijl een bacterie orale aanbod redt ontwikkeling, wat aangeeft dat de mug gut microbe is essentieel voor larve ontwikkeling13,14. Bovendien vertraagt uitputting van darmbacteriën de spijsvertering van de bloedmaaltijd en de opname van voedingsstoffen, beïnvloedt de rijping van de eicel en vermindert de ovipositie15. Bovendien lokken muggen met darmmicroflora hogere immuunresponsen uit in vergelijking met met antibiotica behandelde muggen, met voortdurend verhoogde antimicrobiële peptide-expressie tegen andere ziekteverwekkers om16te infecteren. Antibiotica worden meestal oraal toegediend om pan gut bacteriën te verwijderen in deze studies, en vervolgens experimenten worden uitgevoerd om het verschil tussen axenic muggen en muggen te vergelijken met commensale microben. Echter, de mug midgut herbergt een diverse gemeenschap van microben, en elke bacterie soort kan een duidelijk effect uitoefenen op de gastheer fysiologie.

Mosquito microbiota reguleert vector competentie met uiteenlopende effecten. Kolonisatie door Proteus geïsoleerd van veld-afgeleide muggen van dengue-endemische gebieden verleent upregulated antimicrobiële peptide expressie en resistentie tegen dengue virus infectie16. De entomopathogene schimmel Beauveria bassiana activeert de Toll en JAK-STAT immuunroute tegen arbovirusinfectie17. Daarentegen, de schimmel Talaromyces geïsoleerd van Aedes aegypti midgut vergemakkelijkt dengue virus infectie door moduleren gut trypsine activiteit18. Bovendien bevordert Serratia marcescens de overdracht van arbovirus via een secretoir eiwit genaamd SmEnhancin, dat de mucinlaag op het darmeptheel van muggen vertelt19.

Deze procedure biedt een systematische en intuïtieve methode voor dissectie van de mug midgut, isolatie van cultivable bacteriën kolonies, identificatie van de bacteriesoorten, en herintroductie via orale voeding. Het biedt representatieve resultaten van bloedvoeding met een commensale bacterie, Chryseobacterium meningosepticum, op mug eierstokontwikkeling en ovipositie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Midgut dissectie en cultivable bacteriën isolatie

  1. Bereid de mug voor op dissectie.
    1. Verzamel de muggen 7-9 dagen na het ontstaan met een aspirator. Verdoven de verzamelde muggen door ze gedurende 3-5 min te onderwerpen aan een temperatuur van 4 °C en de muggen verdoofd te houden in een ijskoud petrischaaltje tot dissectie.
  2. Steriliseren laboratoriuminstrumenten en het muggenoppervlak.
    1. Steriliseren van het experiment bank, ontleden microscoop, tangen, en glas dia door het spuiten van 75% ethanol om besmetting door bacteriën uit het milieu te voorkomen.
    2. Bereid een steriele petrischaal met 75% ethanol en twee petrischaaltjes met steriele 1x fosfaatgebufferde zoutoplossing (1x PBS).
    3. Oppervlakte-steriliseren de mug door dompelen en schudden ze in 75% ethanol gedurende 3 min, en spoel twee keer met 1x PBS buffer in het geval de ethanol van invloed op de ontleed darmflora.
  3. Ontleden de mug midgut.
    1. Breng de oppervlakte-gesteriliseerde mug op de glazen glijbaan met een druppel steriele 1x PBS buffer. Ontleden onder de ontleden microscoop.
    2. Onder de onderste vergroting van de ontledenmicroscoop, verwijder voorzichtig de benen, vleugels en het hoofd van de mug om ontsnapping te voorkomen. Verwijder de laatste somiet van de mug door direct te snijden, in plaats van te trekken, om te voorkomen dat het spijsverteringskanaal breekt.
    3. Klem de thorax van de mug en het einde van de buik met tangen. Trek voorzichtig het spijsverteringskanaal van de mug eruit. Het verworven spijsverteringskanaal bevat meestal het gewas, voorgeletterd, midgut, achterdacht, en de Malpighian buizen.
    4. Pas de ontleedmicroscoop aan een hogere vergroting aan. Verwijder het gewas, de voorbestaande, de achterpoot en de Malpighische buizen uit het ontleede spijsverteringskanaal om de middenmoter van de mug te krijgen.
    5. Zorg tijdens het verwijderen van het gewas, als het gewas opblaast en lijkt op de midgut nadat de mug neemt een suikermeel. De Malpighian buizen, een groep lange en dunne uitscheidingsbuizen, bevinden zich op de grens tussen de midgut en de achtersted.
  4. Darmbacteriën isoleren.
    1. Breng de ontleede midgut over op een steriele 1,5 mL buis met 200 μL steriele 1x PBS buffer.
    2. Maal de midgut op een steriele bank grondig met een steriele stamper om volledige release van darmbacteriën aan de buffer mogelijk te maken.
    3. Seriële verdunnen het homogenaat tot drie 10-voudige verdunningen. Voeg 50 μL van elke verdunning toe aan de LB (Luria bouillon) agarplaat en verdeel deze vervolgens op de plaat. Als de midgut een hoge concentratie darmflora bevat, is het essentieel om meer seriële verdunningen te maken om enkele kolonies uit te kiezen.
    4. Broed de plaat 1-2 dagen in op 37 °C totdat enkele kolonies zichtbaar zijn.
  5. Identificatie van soorten
    1. Kies enkele kolonies en inenting ze respectievelijk in een 150 mL conische kolf met 50 mL LB bouillon medium.
    2. Schud de bacteriën 's nachts op 37 °C.
    3. Haal totaal DNA uit door bacteriële genomic DNA extractiekit. Versterk 16S rDNA door polymerase kettingreactie (PCR).
      OPMERKING: Er zijn meerdere segmenten in 16S rDNA die behouden zijn gebleven. Op basis van deze geconserveerde regio's kunnen universele primers voor bacteriën worden ontworpen om 16S rDNA-fragmenten van alle bacteriën te versterken. Deze primers zijn specifiek voor bacteriën, en het verschil in het variabele gebied van 16S rDNA kan worden gebruikt om verschillende bacteriën te onderscheiden. Daarom wordt 16S rDNA veel gebruikt voor bacteriële identificatie.
    4. Herstel en zuiver DNA-fragmenten uit PCR-producten door agarose gel elektroforese en een commerciële gel recovery kit.
    5. Voer DNA-sequencing uit op de gezuiverde DNA-fragmenten om bacteriële gensequenties te verkrijgen.
    6. Vergelijk de 16S rRNA-gensequentie met de bacteriële sequentie die beschikbaar is in GenBank. Selecteer de database Bacteriën en Archaea.
      OPMERKING: Identificatie voor het soortenniveau werd gedefinieerd als ≥99% 16S rDNA-sequentiegelijke met de dichtstbijzijnde GenBank-vermelding. Het isolaat werd toegewezen aan het overeenkomstige geslacht toen de 16S rDNA-sequentiegelijkenis <99% en ≥95% was.

2. Behandeling met antibiotica en herintroductie van de bacterie

  1. Bereid de antibioticaoplossing voor.
    1. Weeg de vereiste hoeveelheid sacharose, penicilline en streptomycine af om een 10% sacharoseoplossing voor te bereiden, waaronder 20 eenheden penicilline en 20 μg streptomycine per mL.
  2. Voed muggen met de antibioticaoplossing.
    1. Verdoven de muggen in 4 °C gedurende 3-5 min. Breng de muggen over op een papieren beker. Bedek de bovenkant met gaas en wind het gaas met tape om te voorkomen dat muggen ontsnappen.
    2. Dompel steriele katoenen ballen in de antibioticaoplossing en leg ze zorgvuldig op de muggenbeker. Knijp de katoenen ballen voor gebruik om te voorkomen dat muggen verdrinken in de druipende katoenen ballen.
    3. Bedek de katoenen balletjes met een petrischaal van 10 cm om vochtverdamping te voorkomen. Vervang de katoenen ballen twee keer per dag gedurende drie opeenvolgende dagen.
  3. Bevestig de effectiviteit van de antibioticabehandeling.
    1. Volgens de bovenstaande methode ontleedt u de midgut van met antibiotica behandelde muggen.
    2. Breng de ontleede midguts over op een steriele 1,5 mL buis met 200 μL steriele 1x PBS buffer.
    3. Maal midguts in een steriele bank grondig met een steriele stamper om volledige afgifte van darmbacteriën aan de buffer mogelijk te maken.
    4. Haal het darmmicrobiële DNA eruit door bacteriële genomische DNA-extractiekit.
    5. Uitvoeren van bacteriële kwantificering door real-time kwantitatieve PCR (qPCR) op genomisch DNA met behulp van universele eubacteria primers (16S rRNA F: TCCTACGGGAGGCAGCAGCAGT en R: GGACTACCAGGGTATCTAATCCTGTT).
  4. Voorbereiding van bacteriële suspensie
    1. Meet de bacteriële oplossing met een spectrofotometer. Voeg 1 OD (OD600) bacteriële suspensie toe aan een buis van 1 mL. Centrifugeren de vering op 5.000 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C.
    2. Gooi de supernatant weg en voeg 1 mL steriele 1x PBS-buffer toe aan 1,5 mL buis voor suspensieneerslag.
    3. Centrifuge bij 5.000 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C; gooi de supernatant weg.
    4. Herhaal stap 2.4.2 en 2.4.3.
    5. Voeg 200 μL steriele 1x PBS buffer toe aan de bacteriële neerslag.
    6. Voeg 600 μL van 10% sacharoseoplossing, 200 μL van 10 mm ATP (die fungeert als een phagostimulant) en 200 μL bacteriële suspensie toe in een steriele 1,5 mL buis. Meng door vortexing. U ook bacteriële pelleted in warmte-geïnactiveerd bloed opschorten.
    7. Bereiding van warmte-geïnactiveerd bloed
      1. Verzamel vers bloed met een antistollingsbuis.
      2. Neem 2-3 mL vers bloed. Centrifuge bij 1.000 x g gedurende 10 minuten bij 4 °C om plasma en bloedcellen te scheiden. Merk op dat het bloed verloren zal gaan tijdens het centrifugatie- en wasproces; het gebruik moet vooraf worden berekend.
      3. Verzamel het plasma in een nieuwe buis van 1,5 mL en inactiveer 1 uur bij 56 °C.
      4. Voeg 500 μL steriele 1x PBS buffer toe aan 1,5 mL buis voor suspensie van bloedcellen. Centrifuge bij 1.000 x g gedurende 10 minuten bij 4 °C en gooi het supernatant weg.
      5. Herhaal stap 2.4.7.4 twee keer.
      6. Opnieuw opsplitsen van bloedcellen met warmte-geïnactiveerd plasma om warmte-geïnactiveerd bloed te verkrijgen.
      7. Volg stappen 2.4.1 tot 2.4.4 om 1 OD bacteriële pelleted te krijgen.
      8. Resuspend de bacteriën pelleted met 1 mL van warmte-geïnactiveerd bloed.
  5. Voer de mug met bacteriën suspensie.
    1. Verhonger de muggen voor 24 uur, waardoor antibiotica te metaboliseren voordat het voeden van bacteriën.
    2. Monteer het membraan-voersysteem.
    3. Verzegel de gesteriliseerde feeder unit met een parafilm, als alternatief een collageen membraan.
    4. Zet op een plastic ring en bevestig het met parafilm om te voorkomen dat breken als gevolg van wrijving tijdens het voeden.
    5. Voeg langzaam de voorbereide bacteriële oplossing toe aan de feeder unit. Houd er rekening mee dat slechts één put van de twee-put feeder unit kan worden gevuld met de oplossing en de feeder unit alleen te dekken van het reagens laten vallen kant.
    6. Sluit de feederunit aan op een voorverwarmd voedingssysteem tot 37 °C, dat de menselijke temperatuur simuleert om muggen aan te trekken. Plaats het voerapparaat op een papieren beker gevuld met muggen en voer gedurende 90 minuten.
    7. Verdoven de muggen na het voeden door ze gedurende 3-5 min te onderwerpen aan een temperatuur van 4 °C en de muggen verdoofd te houden in een ijskoud petrischaaltje.
    8. Kies de volledig opgeslokte muggen voor verdere studies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De muggen die met antibiotica en zonder antibiotica werden behandeld, werden genomen voor DNA-extractie, en qPCR werd uitgevoerd met universele bacteriële primers. Figuur 1 toont de expressie van bacteriële 16S rRNA in de controlegroep en de behandelingsgroep voor antibiotica. De resultaten tonen aan dat ongeveer 98% van de darmbacteriën zijn verwijderd, en de darmsterilisatie van penicilline en streptomycine was succesvol.

Met de beschreven methoden werden bacteriestammen geï...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Onderzoek naar gastheer-microbe interacties hebben aangetoond dat verschillende darmmicroben hun gastheerfysiologie beïnvloeden via uiteenlopende mechanismen. Dit artikel introduceert de methode om de respectieve rol van mug gut microbe te onderzoeken, met inbegrip van ontleden mug midgut, culturing cultivable darmbacteriën, behandeling met antibiotica, en herinvoering van de bacteriën van belang.

Voor een succesvolle behandeling met antibiotica moeten de volgende details worden overwogen bij ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (Grant No. 81902094, 81600497) en het Science and Technology Plan Project van de provincie Hunan (2019RS1036).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrateSigmaA2383Adenosine 5′-triphosphate disodium salt hydrate is gebruikt voor het bereiden van adenosinetrifosfaat (ATP) standaardoplossingen
Aedes aegyptiVrouwelijke muggen
Anticoagulant tubeBD Vacutainer363095Verzamel vers bloed
Centrifuge tubeSangon BiotechF601620-00101,5 ml, Natuurlijk, Gegradueerd, Sterile
Katoenen ballen
Disposable Tissue Grinding PestleSangon BiotechF619072-000170 mm lang, Conisch, Blauw, Sterieel
Ethanol absoluutPainiVerdun het tot 75% ethanol
PincetRWDF11029Dissectie
Hemotek membraan voedingssysteemHemotekComponenten van het voedingssysteem, inclusief  Hemotek temperatuurregelaar, feeder-behuizing, gemonteerde metalen feeder.
Incubator shakerZQZY-78AN
InoculatielussenSangon BiotechF619312-000110 μl, Geel
LB Agar PoederSangon BiotechA507003Tryptone 10,0 g, Gistextract 5,0 g, NaCl 10,0 g, Agar 15,0 g.
LB Broth PoederSangon BiotechA507002Tryptone 10,0 g, Gistextract 5,0 g, NaCl 10,0 g.
MicroscoopZeissStemi508
Papieren bekerPlaats de mug
ParafilmSangon BiotechF1040024 inx 125 ft
PetrischaalSangon BiotechF611203
Penicilline G procaïne zout hydrateSangon BiotechA606248Witte poeder. Oplosbaar in water, oplosbaar in methanol, licht oplosbaar in water, ethanol
Single Channal PipettorGilson
Streptomycine sulfaatSangon BiotechA610494Streptomycine sulfaat is een glucosamine antibioticum dat de synthese van prokaryotische eiwitten verstoort.
SucroseSangon BiotechA502792Oplosbaar in water, ethanol en methanol, licht oplosbaar in glycerol en pyridine.
TIANamp Bacteriën DNA KitTIANGENDP302DNA extraheren 
Utility Fabric-Mosquito Netting White
Vortex mixerScintic IndustriesS1-0246
1,5 ml EP buisSangon BiotechF600620
10X PBS bufferSangon BiotechE607016Dit product is een 10X oplossing. Verdun het voor gebruik 10 keer. De pH-waarde is 7,4.

Referenties

  1. Tolle, M. A. Mosquito-borne diseases. Current Problems in Pediatric and Adolescent Health Care. 39 (4), 97-140 (2009).
  2. Wu, P., Yu, X., Wang, P., Cheng, G. Arbovirus lifecycle in mosquito: acquisition, propagation and transmission. Expert Reviews in Molecular Medicine. 21, 1(2019).
  3. Jayakrishnan, L., Sudhikumar, A. V., Aneesh, E. M. Role of gut inhabitants on vectorial capacity of mosquitoes. Journal of Vector Borne Diseases. 55 (2), 69(2018).
  4. Jupatanakul, N., Sim, S., Dimopoulos, G. The insect microbiome modulates vector competence for arboviruses. Viruses. 6 (11), 4294-4313 (2014).
  5. Moro, C. V., Tran, F. H., Raharimalala, F. N., Ravelonandro, P., Mavingui, P. Diversity of culturable bacteria including Pantoea in wild mosquito Aedes albopictus. BMC Microbiology. 13 (1), 70(2013).
  6. Chouaia, B., et al. Molecular evidence for multiple infections as revealed by typing of Asaia bacterial symbionts of four mosquito species. Applied and Environmental Microbiology. 76 (22), 7444-7450 (2010).
  7. Terenius, O., et al. Midgut bacterial dynamics in Aedes aegypti. FEMS Microbiology Ecology. 80 (3), 556-565 (2012).
  8. Bando, H., et al. Intra-specific diversity of Serratia marcescens in Anopheles mosquito midgut defines Plasmodium transmission capacity. Scientific Reports. 3, 1641(2013).
  9. Telang, A., Skinner, J., Nemitz, R. Z., McClure, A. M. Metagenome and culture-based methods reveal candidate bacterial mutualists in the Southern house mosquito (Diptera: Culicidae). Journal of Medical Entomology. 55 (5), 1170-1181 (2018).
  10. Wang, Y., Gilbreath, T. M., Kukutla, P., Yan, G., Xu, J. Dynamic gut microbiome across life history of the malaria mosquito Anopheles gambiae in Kenya. PloS One. 6 (9), (2011).
  11. Xiao, X., et al. A Mesh-Duox pathway regulates homeostasis in the insect gut. Nature Microbiology. 2 (5), 17020(2017).
  12. Guégan, M., et al. Short-term impacts of anthropogenic stressors on Aedes albopictus mosquito vector microbiota. FEMS Microbiology Ecology. 94 (12), 188(2018).
  13. Valzania, L., Coon, K. L., Vogel, K. J., Brown, M. R., Strand, M. R. Hypoxia-induced transcription factor signaling is essential for larval growth of the mosquito Aedes aegypti. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (3), 457-465 (2018).
  14. Coon, K. L., Vogel, K. J., Brown, M. R., Strand, M. R. Mosquitoes rely on their gut microbiota for development. Molecular Ecology. 23 (11), 2727-2739 (2014).
  15. de O Gaio, A., et al. Contribution of midgut bacteria to blood digestion and egg production in Aedes aegypti (diptera: culicidae)(L). Parasites & Vectors. 4 (1), 105(2011).
  16. Ramirez, J. L., et al. Reciprocal tripartite interactions between the Aedes aegypti midgut microbiota, innate immune system and dengue virus influences vector competence. PLoS Neglected Tropical Diseases. 6 (3), 1561(2012).
  17. Dong, Y., Morton, J. C., Ramirez, J. L., Souza-Neto, J. A., Dimopoulos, G. The entomopathogenic fungus Beauveria bassiana activate toll and JAK-STAT pathway-controlled effector genes and anti-dengue activity in Aedes aegypti. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 42 (2), 126-132 (2012).
  18. Anglero-Rodriguez, Y. I., et al. An Aedes aegypti-associated fungus increases susceptibility to dengue virus by modulating gut trypsin activity. Elife. 6, 28844(2017).
  19. Wu, P., et al. A gut commensal bacterium promotes mosquito permissiveness to arboviruses. Cell Host & Microbe. 25 (1), 101-112 (2019).
  20. Möhlmann, T. W., et al. Impact of gut bacteria on the infection and transmission of pathogenic arboviruses by biting midges and mosquitoes. Microbial Ecology. , (2020).
  21. Llorca, M., Gros, M., Rodríguez-Mozaz, S., Barceló, D. Sample preservation for the analysis of antibiotics in water. Journal of Chromatography. A. 1369, 43-51 (2014).
  22. Berendsen, B., Elbers, I., Stolker, A. Determination of the stability of antibiotics in matrix and reference solutions using a straightforward procedure applying mass spectrometric detection. Food Additives & Contaminants: Part A, Chemistry, Analysis, Control, Exposure & Risk Assessment. 28 (12), 1657-1666 (2011).
  23. Hill, C. L., Sharma, A., Shouche, Y., Severson, D. W. Dynamics of midgut microflora and dengue virus impact on life history traits in Aedes aegypti. Acta Tropica. 140, 151-157 (2014).
  24. Eng, M. W., et al. Multifaceted functional implications of an endogenously expressed tRNA fragment in the vector mosquito Aedes aegypti. PLoS Neglected Tropical Diseases. 12 (1), 0006186(2018).
  25. Kajla, M. K., Barrett-Wilt, G. A., Paskewitz, S. M. Bacteria: A novel source for potent mosquito feeding-deterrents. Science Advances. 5 (1), 6141(2019).
  26. Gonçalves, G. G. A., et al. Use of MALDI-TOF MS to identify the culturable midgut microbiota of laboratory and wild mosquitoes. Acta Tropica. 200, 105174(2019).
  27. Kuss, S. K., et al. Intestinal microbiota promote enteric virus replication and systemic pathogenesis. Science. 334 (6053), New York, N.Y. 249-252 (2011).
  28. Rani, A., Sharma, A., Rajagopal, R., Adak, T., Bhatnagar, R. K. Bacterial diversity analysis of larvae and adult midgut microflora using culture-dependent and culture-independent methods in lab-reared and field-collected Anopheles stephensi-an Asian malarial vector. BMC Microbiology. 9 (1), (2009).
  29. Apte-Deshpande, A., Paingankar, M., Gokhale, M. D., Deobagkar, D. N. Serratia odorifera a midgut inhabitant of Aedes aegypti mosquito enhances its susceptibility to dengue-2 virus. PLoS One. 7 (7), 40401(2012).
  30. Behura, S. K. Mosquito microbiota and metagenomics, and its relevance to disease transmission. Nature. 436, 257-260 (2013).
  31. Dickson, L. B., et al. Diverse laboratory colonies of Aedes aegypti harbor the same adult midgut bacterial microbiome. Parasites & Vectors. 11 (1), 1-8 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Dissectie van de muggenmidden DarmIsolatie van bacteriële koloniënAntibioticabehandeling16S rRNA-sequencingAnalyse van het darmmicrobioomBacteriële reintroductieColony Forming Unit-assaySteriele techniekMuggenfysiologie
Een bacteriële orale voedingstest met met antibiotica behandelde muggen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.