Methodenartikel

Het genereren van acute en chronische experimentele modellen van motorische tic expressie bij ratten

DOI:

10.3791/61743

⸱

27 mei 2021

 ,  , 
1The Leslie & Susan Goldschmied (Gonda) Multidisciplinary Brain Research Center, Bar-Ilan University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We presenteren protocollen voor het genereren van acute en chronische experimentele modellen van tic expressie bij vrijdragende ratten. De modellen zijn gebaseerd op striatale canule implantatie en daaropvolgende GABAA antagonist toepassing. Het acute model maakt gebruik van voorbijgaande injecties, terwijl het chronische model langdurige infusies gebruikt via een subcutane geïmplanteerde mini-osmotische pomp.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Motorische tics zijn plotselinge, snelle, terugkerende bewegingen die de belangrijkste symptomen zijn van het Tourette-syndroom en andere tic-stoornissen. De pathofysiologie van de tic-generatie wordt geassocieerd met abnormale remming van de basale ganglia, met name de primaire inputstructuur, het striatum. In diermodellen van zowel knaagdieren als niet-menselijke primaten induceert lokale toepassing van GABA A-antagonisten, zoals bicuculline en picrotoxine, in de motorische delen van het striatum lokale desinhibitie, wat resulteert in de expressie van motorische tics.

Hier presenteren we acute en chronische modellen van motorische tics bij ratten. In het acute model, bicuculline micro-injections door een canule geïmplanteerd in het dorsale striatum wekken de expressie van tics die voor korte tijd periodes van maximaal een uur duren. Het chronische model is een alternatief dat de uitbreiding van tic-expressie tot perioden van meerdere dagen of zelfs weken mogelijk maakt, met behulp van continue infusie van bicuculline via een sub-cutane mini-osmotische pomp.

De modellen maken de studie van de gedrags- en neurale mechanismen van tic-generatie mogelijk gedurende de cortico-basale ganglia-route. De modellen ondersteunen de implantatie van extra opname- en stimulatieapparaten naast de injectie canules, waardoor een breed scala aan toepassingen mogelijk is, zoals elektrische en optische stimulatie en elektrofysiologische opnames. Elke methode heeft verschillende voordelen en tekortkomingen: het acute model maakt het mogelijk om de kinematische eigenschappen van beweging en de bijbehorende elektrofysiologische veranderingen voor, tijdens en na tic-expressie en de effecten van kortetermijnmodulatoren op tic-expressie te vergelijken. Dit acute model is eenvoudig vast te stellen; het is echter beperkt tot een korte periode. Het chronische model, hoewel complexer, maakt de studie van tic dynamica en gedragseffecten op tic expressie over langere periodes haalbaar. Het type empirische query stimuleert dus de keuze tussen deze twee complementaire modellen van tic-expressie.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tics zijn het bepalende symptoom van tourettesyndroom (TS) en andere tic-stoornissen. Tics worden beschreven als plotselinge, snelle, terugkerende bewegingen (motorische tics) of vocalisaties (vocale tics)1. Tic-expressie fluctueert meestal in zijn tijd (frequentie)2 en ruimtelijke (intensiteit, lichaamslocatie)3 eigenschappen over meerdere tijdschalen (uren, dagen, maanden en jaren). Deze veranderingen worden beïnvloed door verschillende factoren, zoals omgevingskenmerken4,5, gedragstoestanden6,7en vrijwillige en tijdelijke onderdrukking8.

Hoewel het neuronale mechanisme voor motorische tics nog steeds niet volledig wordt begrepen, hebben een toenemend aantal theoretische en experimentele studies nieuw bewijs geleverd met betrekking tot de aard ervan9. Momenteel wordt aangenomen dat de pathofysiologie van de tic-generatie de cortico-basale ganglia (CBG) lus omvat, en specifiek wordt geassocieerd met abnormale remming van het striatum, de primaire basale ganglia-inputkern10,11,12. Eerdere studies bij knaagdieren en primaten hebben aangetoond dat het striatum kan worden gedesinhibiteerd door lokale toepassing van verschillende GABA A-antagonisten, zoals bicuculline en picrotoxine13,14,15,16,17,18. Deze farmacologische interventie leidt tot voorbijgaande motorische expressie in de contralaterale kant van de injectie, waardoor een robuust acuut model van tic-stoornissen met gezichts- en constructvaliditeit wordt vastgesteld. Het acute model is eenvoudig te induceren en maakt het mogelijk om de effecten van kortetermijnmodulatie te bestuderen, zoals elektrische en optische stimulatie gelijktijdig met elektrofysiologische en kinematische opnames voor, tijdens en na tic-expressie. Het acute model is echter beperkt tot de korte periode na de injectie. Op basis van het acute model hebben we onlangs een chronisch model van tic-generatie bij ratten voorgesteld dat een langdurige infusie met vaste snelheid van bicuculline naar het striatum gebruikt via een subcutaan geïmplanteerde mini-osmotische pomp19. Dit model verlengt de periode van tic-expressie tot meerdere dagen/weken. De constante afgifte van bicuculline over een lange periode maakt het mogelijk om de effecten van een verscheidenheid aan factoren zoals farmacologische behandelingen en gedragstoestanden op tic-expressie te onderzoeken.

Hier presenteren we protocollen voor het genereren van de acute en chronische modellen van tic expressie bij ratten. Als functie van de specifieke onderzoeksvraag maken de protocollen het mogelijk om de parameters te verfijnen, waaronder unilaterale versus bilaterale implantatie, de locatie van de tics (volgens de somatotopic organisatie van het striatum)18 en de hoek van de implantaat-canule (afhankelijk van de locatie van extra geïmplanteerde apparaten). De methode die in het chronische model wordt gebruikt, is gedeeltelijk gebaseerd op commerciële producten, maar met kritische aanpassingen om in het tic-model te passen. In dit artikel worden de aanpassingen beschrijft die nodig zijn om deze tic-modellen op maat te maken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures werden goedgekeurd en gecontroleerd door de Institutional Animal Care and Use Committee en werden nageleefd door de National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals en de Bar-Ilan University Guidelines for the Use and Care of Laboratory Animals in Research. Dit protocol is goedgekeurd door het Nationaal Comité voor Experimenten met Proefdieren van het Ministerie van Volksgezondheid.

OPMERKING: Dit protocol maakt gebruik van vrouwelijke Long-Evans ratten (acute en chronische modellen) en vrouwelijke Sprague Dawley ratten (acuut model) in de leeftijd van 3-10 maanden, 280-350 g. De implementatie van deze modellen in andere stammen, gewichten of leeftijden moet zorgvuldig worden getest op verschillende reacties.

1. Acuut model

  1. Voorbereiding vóór de operatie
    1. Implantaat-canule voorbereiding
      OPMERKING: De implantaat canule maakt lokale bicuculline injecties in het striatum mogelijk.
      1. Snijd een roestvrijstalen, 25 G (OD 0,02'', ID 0,015'') hypobuis om een implantaat-canule te verkrijgen (figuur 1, apparaat #1). Gebruik een roterend gereedschap om rechte randen te bereiken. De lengte van de canule hangt af van de diepte van het implantatiedoel, de hoek van canuleimplantatie en de uiteindelijke gecementeerde dophoogte. De diepte van het implantatiedoel moet 2 mm (0,079'') hoger zijn dan het uiteindelijke injectiedoel om weefselschade te voorkomen.
        OPMERKING: Het hoogst geïmplanteerde object bepaalt de hoogte van de dop.
      2. Schuur en strijk de implant-canule randen glad, waardoor extra mechanische wrijving naar de hersenen wordt voorkomen. Steek er een naald van 30 G (0,01'' doorheen om eventuele interne obstakels te verwijderen.
    2. Dummy voorbereiding
      OPMERKING: De dummy is een verwijderbare interne draad die in de geïmplanteerde canule is geplaatst. De dummy sluit de geïmplanteerde canule af, waardoor obstructie wordt voorkomen.
      1. Maak een dummy door een 0.013'' draad te snijden met een roterend gereedschap. De dummy moet 3 mm (0,118'') langer zijn dan de lengte van de implantaat canule(figuur 1,apparaat #2).
      2. Steek de dummy in de implantaat canule totdat deze het einde bereikt. Buig de overtollige draad door deze tegen de canule te knijpen. Het gebogen deel moet gelijk zijn met de implantaat-canule om te voorkomen dat de dummy uit de geïmplanteerde canule valt en om te voorkomen dat de rat deze verwijdert.
    3. Injector voorbereiding
      OPMERKING: De injector, bestaande uit een flexibele buis en een injectie-canule(figuur 1,apparaat #3), maakt directe bicuculline-injectie in het striatum mogelijk.
      1. Snijd een flexibele polymeermicrobenbuis van 70 cm (27.559'') (OD 0,06'', ID 0,02'')(figuur 1, apparaat #3.1).
        OPMERKING: De lengte van de flexibele buis wordt bepaald door de afstand tussen de experimentele kooi en de locatie van de infuuspompmachine. Het moet lang genoeg zijn om vrij verkeer van de rat tijdens de injectieperiode mogelijk te maken, maar niet te lang, om te voorkomen dat de rat erin verstrikt raakt (zie figuur 3A).
      2. Snijd een roestvrijstalen, 30 G (OD 0,012'', ID 0,007'') hypobuis om injectie-canule te verkrijgen(figuur 1,apparaat #3.2). Gebruik een roterend gereedschap om rechte randen te bereiken. Het moet 5 mm (0,197'') langer zijn dan de implantaat-canule: 2 mm (0,079'') langer dan de geïmplanteerde canule in de hersenen om het uiteindelijke injectiedoel te bereiken, en 3 mm (0,118'') om deze in de flexibele buis te plaatsen.
      3. Schuur en strijk de punt van de injectiecanule glad, waardoor extra mechanische wrijving naar de hersenen wordt voorkomen. Steek een draad met een diameter van 0,005'' om te controleren of deze vrij is.
      4. Steek 3 mm (0,118'') van de injectie-canule in de flexibele buis en lijm de verbinding ertussen, om een injector te verkrijgen. Gebruik cyanoacrylaat (CA) lijm en CA versneller.
      5. Bevestig een spuit met 25 G naald (0,018'') gevuld met steriel water aan de injector en was deze door. Dit zorgt ervoor dat de stromingsoriëntatie die uit de injectiekanule komt recht en moeiteloos is. Cruciaal is dat als de stroom niet recht is, u de punt van de naald van 30 G (OD 0,01'' gebruikt om eventuele obstakels te verwijderen en het injectie-canulegat te vergroten en de stroom opnieuw te controleren.
    4. Canule-houder voorbereiding
      OPMERKING: De canulehouder is aangesloten op de stereotaxic arm en houdt de implantaat canule vast tijdens de implantatie. De canulehouder bestaat uit canulehouderbasis en canulehouderlood, die aan elkaar zijn gelijmd(figuur 1,apparaat #4). Tijdens de implantatie wordt de basis van de canulehouder aan de stereotaxic-arm bevestigd en wordt de canulehouderkabel aan de implantaatkanule bevestigd.
      1. Canulehoudervoet: Gesneden 10 cm (3.947'') roestvrij staal, 22 G (OD 0,028'', ID 0,017'') hypobuis (figuur 1, apparaat #4.1).
      2. Canulehouderkabel: Snijd 0,013'' draad tot een lengte van 3 mm (0,118'') langer dan de gewenste implantaat-canule (figuur 1, apparaat #4.2).
      3. Steek het lood van de canulehouder in de basis van de canulehouder en lijm de verbinding ertussen met behulp van CA-lijm en CA-versneller. Het lood moet 1 mm (0,039'') korter zijn dan de implantaatkanule, om weefselschade tijdens de implantatie te voorkomen.
    5. Bicucullinepreparaat: los bicucullinemethiodide op in fysiologisch zoutoplossing of kunstmatige cerebrospinale vloeistof (ACSF) tot een eindconcentratie van 1 μg/μL. Verdeel de opgeloste bicuculline in spuiten van 1 ml, dek af met aluminiumfolie en vries in bij -20 °C tot het nodig is. Ontdooi indien nodig de spuit voor gebruik.
  2. chirurgie
    1. Induceer de eerste anesthesie door de rat in een ontworpen kamer te plaatsen en 4-5% isofluraan gemengd met zuurstof te leveren met een snelheid van 0,5-1 L/min. Injecteer vervolgens het intramusculaire (IM of IP) mengsel van de rat met ketamine en Xylazine (respectievelijk 100 en 10 mg/kg).
    2. Scheer het hoofd van de rat met een elektrische tondeuse.
    3. Doe lidocaïnegel in de oren van de rat. Doe vaseline op de ogen van de rat om het drogen van hoornvlies en trauma te voorkomen.
    4. Zet de rat vast in het stereotactische frame met behulp van oorstangen en tandbeugel.
    5. Veeg de hoofdhuid van de rat uit met povidonjodium en veeg vervolgens met alcohol om het gebied te steriliseren. Infiltreer langs de gewenste incisielijn met 0,5 - 1% lidocaïneoplossing subcutaan (SC). Maak met behulp van een scalpelmes een incisie langs de hoofdhuid.
    6. Trek de fascia naar de randen om het operatiegebied te openen.
    7. Reinig de schedel met steriele zoutoplossing met wattenstaafjes. Gebruik in geval van bloedingen een cauterisator om het capillaire bloed te cauteriseren. Deze stap is cruciaal voor de stabiliteit van de dop in de loop van de tijd.
    8. Klem de fascia met vier gebogen hemostase (twee voorste, twee achterste) om de chirurgische plaats te vergroten.
    9. Meet de bregma- en lambdacoördinaten. Breng de dorsoventrale (DV) coördinaten van de twee punten gelijk, zodat ze zich binnen een bereik van 100 μm bevinden.
    10. Meet en markeer met behulp van het stereotaxic-apparaat de coördinaten van de interessegebieden en de te implanteren ankerschroeven. De canulecoördinaten voor rechte implantatie voor tic-inductie in het voorpotengebied zijn: AP: +1 tot +1,5, ml: ±2,5, DV: 3; achterbeengebied: AP: -0,4 tot -0,5, ml: ±3,5, DV:318,20.
      OPMERKING: In het geval van de implantatie van meerdere apparaten die het rechtstreeks implanteren van canules voorkomen, moet u de hoek van canuleimplantatie en de coördinaten dienovereenkomstig wijzigen (voorelimbcoördinaten: AP: +2,7, ml: ±2,5, DV: 3, hoek 15° van voorste naar achterste).
    11. Boor gaten in de schedel onder de microscoop. Gebruik een tandboormachine met 1/4-1/2 bit maat hardmetalen ronde boren. Om de risico's op hersenletsel te minimaliseren, past u de boorsnelheid aan op basis van boorvaardigheden en vermijdt u mechanische druk. Boor tot de hersenen zichtbaar zijn, gedurende ongeveer 1 mm. Absorbeer elk bloed met een wattenstaafje en was met steriele zoutoplossing.
      OPMERKING: De ankerschroeven dienen om de dop te stabiliseren. Zorg ervoor dat de schroeven zich in beide hemisferen en langs de voorste-achterste as bevinden.
    12. Canule implantatie
      1. Schroef de ankerschroeven in de gaten. Gebruik roestvrijstalen #0 x 1/8 maat schroeven.
        OPMERKING: Het aantal ankerschroeven is afhankelijk van het totale aantal geïmplanteerde apparaten. Aardschroeven (bijv. voor de elektrische opnames of elektrische stimulaties) moeten het hersenoppervlak bereiken.
      2. Bevestig de canulehouder aan de stereotaxic arm.
      3. Schuif de implantaat-canule op de canulehouder. Plaats de implantaat canule langzaam boven het gat totdat deze de hersenen bereikt.
      4. Meet de DV-coördinaten vanaf het hersenoppervlak. Laat de implantaat canule zakken tot aan het implantatiedoel. Absorbeer al het bloed dat uit het gat komt met een wattenstaafje, was met steriele zoutoplossing en droog vervolgens grondig.
      5. Lijm de geïmplanteerde canule op de schedel met gellijm. Wacht tot het droog is.
      6. Breng tandcement aan langs de geïmplanteerde canule om het aan de schedel te bevestigen. Laat 2 mm (0,079'') uitstrekken vanaf het bovenste uiteinde om dummy-inbrengen mogelijk te maken. Wacht tot het droog is.
        OPMERKING: Plaats geen cement op de canulehouder.
      7. Til de canulehouder op en laat de geïmplanteerde canule op zijn plaats.
      8. Steek de dummy in de geïmplanteerde canule.
      9. Implanteren van alle andere apparaten zoals opname arrays, optische vezels, stimulatie elektroden etc. Breng tandcement aan over de rest van de schedel en bedek alle implantaten.
      10. Injecteer 3 ml ringeroplossing op kamertemperatuur en carprofen 5 mg/kg SC21.
      11. Bewaak de rat totdat hij weer bij bewustzijn is (het dier staat rechtop, heeft controle over zijn luchtwegen en loopt geen risico op aspiratie). Breng de rat terug naar zijn thuiskooi voor volledig herstel.
  3. Micro-injections
    OPMERKING: Tijdens de injectie is het van cruciaal belang om te controleren of de stroom van de bicuculline intact is. Dit kan door een kleine luchtbel in de injector te laten vormen en de beweging ervan te volgen. Het resterende volume van de injector mag worden gevuld met zoutoplossing, zodat er geen bicuculline wordt verspild.
    1. Bevestig de injector met een 25 G-naald (OD 0,018'') aan een bicucullinespuit. Vul ~1/3-1/2 van de injector en verwijder de spuit, waardoor een kleine luchtbel kan ontstaan.
    2. Bevestig de injector met een 25 G-naald (OD 0,018'' aan een steriele met zoutoplossing gevulde spuit. Vul de injector tot de bicuculline het einde bereikt en er een kleine druppel uit komt.
    3. Verwijder de zuiger van een 10 μL precisieglas microsyringe.
    4. Knip en bevestig een kort-flexibele polymeerbuis (~3 cm, 1.181'') aan de precisieglasmicrosyringe.
    5. Sluit het andere uiteinde van de kort-flexibele buis aan op een spuit van 1 ml, een naald van 25 G (OD 0,018'') gevuld met steriel water.
    6. Injecteer water door de kort-flexibele buis in de precisieglasmicrosyringe totdat er water uit komt. Koppel de kort-flexibele buis los.
    7. Plaats de zuiger opnieuw totdat deze de ~7 μL-markering op de precisieglasmicrosyringe bereikt.
    8. Steek de precisieglasmicrosyringe in de voorbestemde sleuf in de infuuspompmachine.
    9. Bevestig de injector aan de precisieglasmicrosyringe en configureer de instellingen tot een snelheid van 0,35 μL/min en een totaal volume van 0,35 μL.
    10. Leg een papieren doekje onder de injectortip. Markeer de luchtbellocatie op de injector, start de infuuspompmachine en controleer of er een bicucullinedruppel verschijnt. Markeer na de injectie de locatie van de luchtbel opnieuw.
      OPMERKING: Het verschil tussen de twee markeringen komt overeen met het gewenste verschil tijdens de experimentele injectie.
    11. Plaats de rat in de experimentele kooi en verwijder de dummy.
    12. Steek de injector door het uiteinde in de geïmplanteerde canule (zie figuur 3A).
    13. Start de infuuspompmachine. Controleer of de luchtbel beweegt. Start de stopwatch om de tic-initiatie- en beëindigingstijden bij te houden.
    14. Verwijder de injector een minuut na de injectie en plaats de dummy langzaam opnieuw.
      OPMERKING: Als u de dummy na de injectie plaatst, duwt u de bicuculline in het injectiedoel.
  4. Na injectie
    1. Koppel de injector los van de precisieglas microsyringe.
    2. Was de resterende oplossing uit de injector met behulp van een met lucht gevulde spuit. Reinig de injector met steriel water en laat deze vervolgens leeglopen door lucht door de injector te injecteren.
    3. Koppel de precisieglasmicrosyringe los van de infuuspompmachine en reinig deze met steriel water.

2. Chronisch model

  1. Voorbereiding vóór de operatie
    1. Canule-gids voorbereiding
      OPMERKING: De canule-guide maakt deel uit van de infusiebuis en wordt gebruikt om de infusie-canule tijdens de implantatie aan de canulehouder te bevestigen.
      1. Snijd 12 mm (0,472'') roestvrij staal, 25 G (OD 0,02'', ID 0,015'') hypobuis om een canulegeleider te verkrijgen (figuur 2, apparaat #1). Gebruik een roterend gereedschap om rechte randen te bereiken.
      2. Bereid een canulehouder voor zoals beschreven in stap 1.1.4. Plaats de canulehouder in de canulegeleider om te controleren of deze goed is bevestigd en verwijder deze.
    2. Infusie-canulepreparaat
      OPMERKING: De infusie canule maakt ook deel uit van de infusiebuis. Het wordt geïmplanteerd in het uiteindelijke doel van het striatum en maakt focale infusie van bicuculline mogelijk.
      1. Gesneden roestvrij staal, 30 G (OD 0,012'', ID 0,007'') hypobuis om een infuus-canule te verkrijgen. Gebruik een roterend gereedschap om rechte randen te bereiken. De totale infusie-canulelengte is de som van de gewenste implantatiediepte plus een veiligheidsfactor (~1-2 mm, 0,039''-0,079''), het infuus-canule gebogen deel (2 mm, 0,079''), de overlapping met de canulegeleider (3 mm, 0,118'') en het horizontale deel (4 mm, #20,179').
        OPMERKING: In tegenstelling tot het acute model is de implantatiediepte gelijk aan het uiteindelijke infusiedoel.
      2. Steek een draad met een diameter van 0,005 inch in de infusiekannula en buig deze in een L-vorm op de beoogde plaats. Het verticale deel komt overeen met de gewenste implantatiediepte plus 4-5 mm (0,157''-0,197'') en het horizontale deel is 4 mm lang.
        OPMERKING: Het inbrengen van de binnendraad voorkomt obstructie van de canule tijdens het buigen.
    3. Flexibele katheter-buis voorbereiding
      OPMERKING: Het is ook een onderdeel van de infusiebuis. Het verbindt de infusie-canule met de mini-osmotische pomp via een slangadapter.
      1. Snijd 8 cm (3.149'') polyethyleen (PE)-10 buizen (ID 0.011'', OD 0.025'')(figuur 2, apparaat #3).
        OPMERKING: De lengte van de katheter wordt bepaald door de afstand tussen het implantatiedoel en de pomplocatie, waardoor het hoofd en de nek van de rat vrij kunnen bewegen (zie figuur 3B).
    4. Montage van de infusiebuis
      OPMERKING: De infuusbuis geleidt de bicuculline van de mini-osmotische pomp naar de hersenen. Het bestaat uit de canule-gids, de infusie-canule, de flexibele katheterslang, de slangadapter en de flowmoderator (figuur 2).
      1. Verwijder de binnendraad van de infusiekanule. Inspecteer de canule onder de microscoop om er zeker van te zijn dat de randen aan beide zijden open en schoon zijn; zo niet, gebruik dan een naald van 30 G (OD 0,01'') om deze te openen.
      2. Lijm de canulegeleider op het verticale gedeelte van de infusiekanule, in de buurt van het gebogen deel, op de overlapping van 3 mm (0,118''), met behulp van CA-lijm en CA-versneller.
      3. Steek het horizontale deel van de infusie canule in de flexibele katheterslang. De overlapping moet ten minste 2 mm (0,079'' bedragen).
      4. Verwijder de doorschijnende dop van de pompstroommoderator. Dit zal de korte roestvrijstalen canulebuis onthullen(figuur 2,apparaat #5.1).
        OPMERKING: De flowmoderator maakt deel uit van de mini-osmotische pompset. Het bestaat uit een doorschijnende dop, een kort canule-deel, een witte flens en een lang canule-deel. Het lange canule-deel wordt in de mini-osmotische pomp gestoken en het korte canule-deel wordt via een slangadapter op de katheterslang aangesloten.
      5. Dompel de slangadapter(afbeelding 2,apparaat #4) onder in 70% alcohol. Wacht enkele minuten om het materiaal te laten zwellen.
      6. Bevestig de slangadapter aan het korte canulegedeelte van de flowmoderator totdat deze de witte flens raakt(afbeelding 2,apparaat #5.2). De slangadapter krimpt in de lucht om een strakke afgedichte verbinding te vormen.
      7. Steek de flexibele katheterslang in het open uiteinde van de slangadapter, totdat deze het korte canulegedeelte van de flowmoderator raakt.
      8. Houd het lange canulegedeelte(afbeelding 2, apparaat #5.3) vast met behulp van een clipstandaard en lijm alle verbindingen. De verbindingen bevinden zich tussen de slangadapter en de witte flens, de slangadapter en de flexibele katheterslang, en ten slotte de flexibele katheterslang en het horizontale deel van de infusiekanule. Wacht enkele uren tot de lijm volledig droog is (afhankelijk van het lijmtype).
        OPMERKING: Gebruik PE-compatibele lijm om te voorkomen dat de verbindingen losraken.
      9. Injecteer steriel water door het lange canulegedeelte van de infusiebuis met behulp van een spuit met een stompe naald van 27 G (0,014''). Controleer of het water soepel door de infusiekannula stroomt. Injecteer lucht via de infuusbuis om het water af te voeren.
    5. Aanzuigen van de mini-osmotische pomp
      OPMERKING: De priming is een opstartprocedure waarmee de pomp de infusie onmiddellijk na de implantatie kan starten.
      1. Vul een verwarmingsbad met water bij lichaamstemperatuur (~37 °C). Vul een klein bekerglas met steriele zoutoplossing en plaats het in het verwarmingsbad.
      2. Wikkel de mini osmotische pomp in met een papieren doekje en bevestig deze verticaal met de opening naar boven gericht, met behulp van een cliphouderstandaard.
      3. Vul de pomp met ACSF met een spuit met een stompe naald van 27 G (0,014''). Blijf tijdens het verwijderen van de spuit de ACSF injecteren om te voorkomen dat er lucht binnenkomt. In het diafragma van de pomp verschijnt een ACSF-bel.
        OPMERKING: De eerste ACSF-infusie stelt de rat in staat om volledig te herstellen van een operatie voordat tics worden geïnduceerd. Optioneel kan de met bicuculline gevulde pomp tijdens de primaire operatie worden geïmplanteerd om de volgende pompvervanging te voorkomen, maar deze is niet optimaal19.
      4. Bevestig een spuit, 27 G (0,014'') stompe naald aan het lange canule-deel van de infusiebuis en injecteer ACSF erdoorheen. Blijf tijdens het verwijderen van de spuit de ACSF injecteren om te voorkomen dat er lucht binnenkomt. Een ACSF-bubbel verschijnt in het lange canulegedeelte.
      5. Steek het lange canule-deel in de pomp, bubbel naar bubbel. Een ACSF-bel moet verschijnen aan de punt van de infusie-canule.
      6. Plaats de pomp in het bekerglas. Prime de pomp, bevestigd aan de infusiebuis, gedurende ten minste 4-6 uur (bij ~ 37 °C) voorafgaand aan de implantatie van de pomp. Zorg ervoor dat alleen de pomp in contact komt met de zoutoplossing.
    6. Pompimplantatiechirurgie
      1. Verdoof de rat volgens het anesthesieprotocol. Zie stap 1.2.1.
      2. Scheer het hoofd en de rug van de rat, met behulp van een elektrische tondeuse, iets achterster naar het schouderblad.
      3. Voer de basisstappen uit in de chirurgie, zoals beschreven in stap 1.2.3-1.2.11. De incisie moet zich langs de hoofdhuid tot aan het achterhoofdsbeen zijn.
      4. Steriliseer een grote hemostase (~14 cm lang, 5.512'') in autoclaaf. Steek de hemostase door de incisie en creëer een onderhuidse zak in de rug van de rat door deze afwisselend te openen en onder de huid te sluiten via de middenscapulaire lijn.
        OPMERKING: De zak moet groot genoeg zijn om de pomp te bevatten en licht te laten bewegen.
    7. Mini-osmotische pomp en infusiebuisimplantatie
      1. Bevestig de canulehouder aan de stereotaxic arm en plaats deze in de gewenste positie voor implantatie.
      2. Haal de pomp uit het verwarmingsbad en plaats deze op de rug van de rat, bedekt met een papieren doekje.
      3. Schuif de canulegeleider van de infuusbuis op de canulehouder.
      4. Houd de pomp vast met een hemostase en steek deze voorzichtig in de onderhuidse zak.
      5. Implanteren van de ankerschroeven.
        OPMERKING: Implanteert de ankerschroeven na het plaatsen van de pomp, om verstopping van de zakopening te voorkomen en vóór canuleimplantatie om canuleverplaatsing te voorkomen.
      6. Implanteert de infusie-canule in het doel en lijm deze aan de schedel met gellijm. Wacht tot het droog is. De coördinaten voor voorpoten inductie zijn: AP: +1 tot +1,5, ml: ±2,5, DV: 5.
      7. Breng tandcement aan langs de infusie-canule om het op de schedel te bevestigen. Wacht tot het droog is.
      8. Til de canulehouder op en laat de geïmplanteerde canule op zijn plaats.
      9. Implanteren van alle andere apparaten. Breng tandcement aan op de rest van de schedel en bedek alle implantaten. Laat voldoende flexibele katheterslangen in de onderhuidse zak ongefixeerd om vrije beweging van de rat mogelijk te maken.
        OPMERKING: Zorg ervoor dat er geen blootgestelde gebieden tussen de schedel en de zakopening zijn en dat de katheter niet gebogen is.
      10. Voltooi de operatie zoals beschreven in stap 1.2.12.10-1.2.12.11.
  2. Pompvervangende chirurgie
    OPMERKING: Elk mini-osmotisch pomptype heeft zijn eigen vooraf bepaalde infusieperiode. Daarom moet de pompvervangingsoperatie vóór de vervaldatum worden uitgevoerd.
    1. Voorbereiding vóór de operatie
      1. Herhaal stap 2.1.5.1-2.1.5.2.
      2. Vul de pomp met bicuculline met een spuit met een stompe naald van 27 G (0,014''). Blijf tijdens het verwijderen van de spuit bicuculline injecteren om te voorkomen dat er lucht binnenkomt.
      3. Plaats de flowmoderator (bevestigd aan de doorschijnende dop) in de pomp.
      4. Plaats de pomp in het bekerglas. Prime de pomp gedurende ten minste 4-6 uur (bij ~37 °C) voorafgaand aan de vervanging van de pomp.
    2. chirurgie
      1. Verdoof de rat (zie stap 1.2.1.1) en scheer zijn rug met een elektrische tondeuse.
      2. Veeg de rug van de rat uit met povidonjodium en vervolgens met een alcoholdoekje om het gebied te steriliseren. Infiltreer langs de gewenste incisielijn met een 0,5-1% lidocaïneoplossing (SC).
      3. Maak een incisie op de huid boven de geïmplanteerde pomp. Was de zak met ACSF op kamertemperatuur en droog met gaasjes. Gebruik autoclaaf wegwerpgordijnen om het gebied bij de incisie te bedekken.
      4. Maak de ACSF-gevulde pomp los van de flowmoderator met behulp van een hemostase en gooi deze weg.
      5. Haal de met bicuculline gevulde pomp uit het verwarmingsbad. Maak de flowmoderator los en gooi deze weg van de met bicuculline gevulde pomp.
      6. Bevestig de met bicuculline gevulde pomp voorzichtig aan de geïmplanteerde flowmoderator. Raak de omringende huid niet aan.
        OPMERKING: Stap 2.2.2.4-2.2.2.6 moet snel worden uitgevoerd om luchtbellen te voorkomen. De pomp moet echter langzaam worden ingebracht om een snelle invoer van bicuculline in de hersenen te voorkomen.
      7. Druk de twee marges van de incisie dicht bij elkaar met behulp van een tang. Lijm de incisielijn met een tissuelijm. Als alternatief sluit u de incisie met behulp van hechtingen.
      8. Maak een uitstrijkje van het gebied met povidonjodium en rond de operatie af zoals beschreven in stap 1.2.12.10-1.2.12.11.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protocollen voor het genereren van de acute en chronische modellen voor tic inductie bij ratten werden hierboven gepresenteerd. De protocollen hebben betrekking op de volledige voorbereiding op operaties en experimenten(figuur 1 voor het acute model, figuur 2 voor het chronische model). De toepassing van bicuculline in de motorische gebieden van het striatum resulteert in de expressie van voortdurende motorische tics. Tics verschijnen aan de contralaterale kant ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dit manuscript hebben we de protocollen beschreven van de acute en chronische modellen voor tic-inductie bij een vrijdragende rat. Deze protocollen beschrijven de voorbereiding van alle componenten, de operatie en het experimentele proces dat kan worden aangepast aan specifieke onderzoeksbehoeften. Het primaire principe dat aan deze modellen ten grondslag ligt , is de directe lokale toepassing van bicuculline op de motorische gebieden van het striatum , waarvan bekend is dat het een sleutelrol speelt in de pathofysiol...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets bekend te maken.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd gedeeltelijk ondersteund door een Israel Science Foundation (ISF) subsidie (297/18). De auteurs danken M. Bronfeld voor het vaststellen van het acute knaagdiermodel en M. Israelashvili voor haar opmerkingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Anchor schroevenMicrobevestigingenSMPPS0002#0 x 1/8 - Pan Head Sheet Metal Screws
Bicuculline metiodideSigma Aldrich14343
Cyanoacrylaat (CA) versnellerZapPT29
Cyanoacrylaat (CA) lijmBSIIC-2000Deze lijm werd sterker bevonden dan andere
TandartscementColteneH00322Hygienic Perm Repair Material Reline Resin Self Cure
LijmgelLoctiteUltra Gel Control
HemostatWPI501242Elke hemostat van ongeveer 14 cm groot zou voldoende zijn
Hypo-buis, extra dunne wand 25GComponent leverancierHTX-25X
Hypo-buis, reguliere wand 22GComponent leverancierHTX-22R
Hypo-buis, reguliere wand 30GComponent leverancierHTX-30R
InfusiepompmachineNew Era Pump SystemsNE-1000
Mini-osmotische pompALZET20011,0µl per uur, 7 dagen
PE-compatibele kleefstofCEYSSpeciaal moeilijk plastic (geschikt voor PE)
PE-10 katheterslangALZETPE-10ID = 0,28 mm, OD = 0,61 mm
Precisieglas microspuit, 10µlHamilton800651701 RNR 10µl syr (22s/51/3)
Weefselkleefstof3M1469SbVetbond
SlangadapterCMA3409500
Tygon micro boring slang, 0,02 inch ID * 0,06 ODComponent leverancierTND80-020
Draad 0,005 inchComponent leverancierGWX-0050
Draad 0,013 inchComponent leverancierGWX-0130

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. American Psychiatric Association. DSM-5. American Psychiatric Association. , (2013).
  2. Peterson, B. S., Leckman, J. F. The temporal dynamics of tics in Gilles de la Tourette syndrome. Biol.Psychiatry. 44, 1337-1348 (1998).
  3. Ganos, C., et al. The somatotopy of tic inhibition: where and how much. Movement Disorders. , (2015).
  4. Barnea, M., et al. Subjective versus objective measures of tic severity in Tourette syndrome - The influence of environment. Psychiatry Research. 242, 204-209 (2016).
  5. Silva, R. R., Munoz, D. M., Barickman, J., Friedhoff, A. J. Environmental Factors and Related Fluctuation of Symptoms in Children and Adolescents with Tourette's Disorder. Journal of Child Psychology and Psychiatry. 36 (2), 305-312 (1995).
  6. Rothenberger, A., et al. Sleep and Tourette syndrome. Advances in Neurology. 85, 245-259 (2001).
  7. Conelea, C. a, Woods, D. W., Brandt, B. C. The impact of a stress induction task on tic frequencies in youth with Tourette Syndrome. Behaviour Research and Therapy. 49 (8), 492-497 (2011).
  8. Ganos, C., Rothwell, J., Haggard, P. Voluntary inhibitory motor control over involuntary tic movements. Movement Disorders. 33 (6), 937-946 (2018).
  9. Yael, D., Vinner, E., Bar-Gad, I. Pathophysiology of tic disorders. Movement Disorders. 30 (9), 1171-1178 (2015).
  10. Kurvits, L., Martino, D., Ganos, C., Eddy, C. M. Clinical Features That Evoke the Concept of Disinhibition in Tourette Syndrome. Frontiers in Psychiatry. 11, 1-10 (2020).
  11. Mink, J. W. Basal ganglia dysfunction in Tourette's syndrome: a new hypothesis. Pediatric Neurology. 25, 190-198 (2001).
  12. Bronfeld, M., Bar-Gad, I. Tic disorders: what happens in the basal ganglia. The Neuroscientist. 19 (1), 101-108 (2013).
  13. Tarsy, D., Pycock, C. J., Meldrum, B. S., Marsden, C. D. Focal contralateral myoclonus produced by inhibition of GABA action in the caudate nucleus of rats. Brain. 101 (1), 143-162 (1978).
  14. Crossman, A. R., Mitchell, I. J., Sambrook, M. A., Jackson, A. Chorea and Myoclonus in the Monkey Induced By Gamma-Aminobutyric Acid Antagonism in the Lentiform Complex. Brain. 111 (5), 1211-1233 (1988).
  15. McCairn, K. W., Bronfeld, M., Belelovsky, K., Bar-Gad, I. The neurophysiological correlates of motor tics following focal striatal disinhibition. Brain. 132 (8), 2125-2138 (2009).
  16. Worbe, Y., et al. Behavioral and movement disorders induced by local inhibitory dysfunction in primate striatum. Cerebral Cortex. 19 (8), 1844-1856 (2009).
  17. Pogorelov, V., Xu, M., Smith, H. R., Buchanan, G. F., Pittenger, C. Corticostriatal interactions in the generation of tic-like behaviors after local striatal disinhibition. Experimental Neurology. 265, 122-128 (2015).
  18. Bronfeld, M., Yael, D., Belelovsky, K., Bar-Gad, I. Motor tics evoked by striatal disinhibition in the rat. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 50(2013).
  19. Vinner, E., Israelashvili, M., Bar-Gad, I. Prolonged striatal disinhibition as a chronic animal model of tic disorders. Journal of Neuroscience Methods. 292, 20-29 (2017).
  20. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 6, (2007).
  21. Flecknell, P. Analgesia and Post-Operative Care. Laboratory Animal Anaesthesia. , (2016).
  22. Israelashvili, M., Bar-Gad, I. Corticostriatal divergent function in determining the temporal and spatial properties of motor tics. Journal of Neuroscience. 35 (50), 16340-16351 (2015).
  23. Bronfeld, M., Belelovsky, K., Bar-Gad, I. Spatial and temporal properties of tic-related neuronal activity in the cortico-basal ganglia loop. Journal of Neuroscience. 31 (24), 8713-8721 (2011).
  24. McCairn, K. W., et al. A Primary Role for Nucleus Accumbens and Related Limbic Network in Vocal Tics. Neuron. 89 (2), 300-307 (2016).
  25. Rizzo, F., et al. Aripiprazole Selectively Reduces Motor Tics in a Young Animal Model for Tourette's Syndrome and Comorbid Attention Deficit and Hyperactivity Disorder. Frontiers in Neurology. 9, 1-11 (2018).
  26. Vinner, E., Matzner, A., Belelovsky, K., Bar-gad, I. Dissociation of tic expression from its neuronal encoding in the striatum during sleep. bioRxiv. , (2020).
  27. Webster, K. E. Cortico-striate interrelations in the albino rat. Journal of Anatomy. 95, Pt 4 532-544 (1961).
  28. Ebrahimi, A., Pochet, R., Roger, M. Topographical organization of the projections from physiologically identified areas of the motor cortex to the striatum in the rat. Neuroscience Research. 14, 39-60 (1992).
  29. Brown, L. L., Sharp, F. R. Metabolic mapping of rat striatum: somatotopic organization of sensorimotor activity. Brain Research. 686, 207-222 (1995).
  30. Brown, L. L., Smith, D. M., Goldbloom, L. M. Organizing principles of cortical integration in the rat neostriatum: Corticostriate map of the body surface is an ordered lattice of curved laminae and radial points. Journal of Comparative Neurology. 392 (4), 468-488 (1998).
  31. Yael, D., Tahary, O., Gurovich, B., Belelovsky, K., Bar-Gad, I. Disinhibition of the nucleus accumbens leads to macro-scale hyperactivity consisting of micro-scale behavioral segments encoded by striatal activity. The Journal of Neuroscience. , 3120(2019).
  32. Obeso, J. A., Rothwell, J. C., Marsden, C. D. The spectrum of cortical myoclonus. From focal reflex jerks to spontaneous motor epilepsy. Brain. 108, 124-193 (1985).
  33. Bronfeld, M., et al. Bicuculline-induced chorea manifests in focal rather than globalized abnormalities in the activation of the external and internal globus pallidus. Journal of Neurophysiology. 104 (6), 3261-3275 (2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Motor TicsBicuculline MicroinjectionStriatal DisinhibitionChronic Infusion ModelAcute Tic ModelCannula ImplantationMini Osmotic PumpCortico Basal GangliaElectrophysiological RecordingsBehavioral Analysis

Gerelateerde artikelen