Methodenartikel

Borstkanker modelleren in menselijk borstweefsel met behulp van een microfysiologisch systeem

DOI:

10.3791/62009

⸱

23 april 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Louisiana State University Health Sciences Center, 2Department of Bioinnovation, Tulane University, 3Tulane University School of Medicine, 4Department of Biological and Agricultural Engineering, Louisiana State University, 5Department of Medicine, Tulane University School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft de constructie van een in vitro microfysiologisch systeem voor het bestuderen van borstkanker met behulp van primair menselijk borstweefsel met kant-en-klare materialen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Borstkanker (BC) blijft een belangrijke doodsoorzaak voor vrouwen. Ondanks meer dan $ 700 miljoen geïnvesteerd in BC onderzoek jaarlijks, 97% van de kandidaat BC drugs falen klinische proeven. Daarom zijn nieuwe modellen nodig om ons begrip van de ziekte te verbeteren. Het NIH Microphysiological Systems (MPS) programma is ontwikkeld om de klinische vertaling van fundamentele wetenschappelijke ontdekkingen en veelbelovende nieuwe therapeutische strategieën te verbeteren. Hier presenteren we een methode voor het genereren van MPS voor borstkanker (BC-MPS). Dit model past een eerder beschreven benadering van het cultiveren van primair menselijk wit vetweefsel (WAT) aan door WAT tussen vet-afgeleide stamcelbladen (ASC)s te sandwichen. Nieuwe aspecten van onze BC-MPS zijn het zaaien van BC-cellen in niet-ziek menselijk borstweefsel (HBT) met inheemse extracellulaire matrix, volwassen adipocyten, ingezeten fibroblasten en immuuncellen; en het inklemmen van het BC-HBT-mengsel tussen HBT-afgeleide ASC-vellen. De resulterende BC-MPS is stabiel in cultuur ex vivo gedurende ten minste 14 dagen. Dit modelsysteem bevat meerdere elementen van het micromilieu die BC beïnvloeden, waaronder adipocyten, stromale cellen, immuuncellen en de extracellulaire matrix. Zo kan BC-MPS worden gebruikt om de interacties tussen BC en zijn micromilieu te bestuderen.

We tonen de voordelen van onze BC-MPS door twee BC-gedragingen te bestuderen waarvan bekend is dat ze de progressie en metastase van kanker beïnvloeden: 1) BC-beweeglijkheid en 2) BC-HBT metabolische overspraak. Hoewel bc-motiliteit eerder is aangetoond met behulp van intravitale beeldvorming, maakt BC-MPS time-lapse-beeldvorming met hoge resolutie mogelijk met behulp van fluorescentiemicroscopie gedurende meerdere dagen. Bovendien, terwijl metabole overspraak eerder werd aangetoond met behulp van BC-cellen en muriene pre-adipocyten gedifferentieerd in onrijpe adipocyten, is ons BC-MPS-model het eerste systeem dat deze overspraak tussen primaire menselijke melkklieradipocyten en BC-cellen in vitro demonstreert.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elk jaar sterven meer dan 40.000 Amerikaanse vrouwen aan borstkanker (BC)1. Ondanks meer dan $ 700 miljoen geïnvesteerd in BC onderzoek jaarlijks, 97% van de kandidaat BC drugs falen klinische proeven2,3. Nieuwe modellen zijn nodig om de pijplijn voor de ontwikkeling van geneesmiddelen en ons begrip van BC te verbeteren. Het NIH Microphysiological (MPS) Programma beschrijft de functies die nodig zijn voor baanbrekende modellen voor het verbeteren van de vertaling van basiswetenschap naar klinisch succes4. Deze omvatten het gebruik van primaire menselijke cellen of weefsels, stabiel in cultuur gedurende 4 weken, en opname van inheemse weefselarchitectuur en fysiologische respons.

Huidige in vitro BC-modellen, zoals tweedimensionale cultuur van BC-cellijnen, membraaninzetcocultuur en driedimensionale sferoïden en organoïden, voldoen niet aan de MPS-criteria van de NIH omdat geen van deze de inheemse borstweefselarchitectuur samenvatten. Wanneer extracellulaire matrix (ECM) aan deze systemen wordt toegevoegd, wordt borst-ECM niet gebruikt; in plaats daarvan worden collageengels en keldermembraanmatrices gebruikt.

Huidige in vivo systemen, zoals patiënt afgeleide xenografts (PDX), voldoen ook niet aan de MPS-criteria van de NIH omdat muriene borstweefsels enorm verschillen van menselijke borsten. Bovendien worden interacties tussen het immuunsysteem en BC steeds meer erkend als de sleutel in de ontwikkeling van tumoren, maar de immunocompromitteerde muriene modellen die worden gebruikt voor het genereren van PDX-tumoren missen volwassen T-cellen, B-cellen en natuurlijke killercellen. Bovendien, terwijl PDX het mogelijk maakt om primaire borsttumoren te behouden en uit te breiden, worden de resulterende PDX-tumoren geïnfiltreerd met primaire muriene stromale cellen en ECM5.

Om deze uitdagingen te overwinnen, hebben we een nieuwe, ex vivo, driedimensionale menselijke borst MPS ontwikkeld die voldoet aan de NIH MPS-criteria. De basis van onze borst MPS wordt gemaakt door sandwiching primaire menselijke borstweefsel (HBT) tussen twee vellen vet-afgeleide stamcellen (ASC's), ook geïsoleerd van HBT (Figuur 1). Plunjers voor het overbrengen van de celbladen naar sandwich de HBT kan 3D-geprint of gemaakt van eenvoudige acryl kunststoffen(figuur 1H,I). Deze techniek past onze eerder beschreven aanpak aan voor het cultiveren van primair menselijk wit adipocytweefsel6,7. De borst MPS kan vervolgens worden gezaaid door een BC-model naar keuze, variërend van standaard BC-cellijnen tot primaire menselijke borsttumoren. Hier laten we zien dat deze BC-MPS meerdere weken stabiel in cultuur zijn (Figuur 2); omvatten inheemse elementen van HBT zoals melkklieradipocyten, ECM, endotheel, immuuncellen (figuur 3); en vat de fysiologische interacties tussen BC en HBT zoals metabole overspraak (figuur 4) samen. Ten slotte laten we zien dat BC-MPS de studie van amoebe beweging van BC-cellen in HBT mogelijk maakt (Figuur 5).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle menselijke weefsels werden verzameld in overeenstemming met protocol #9189 zoals goedgekeurd door het Institutional Review Board Office van LSUHSC.

1. Zaaien van adipose-afgeleide stamcellen (ASC's) voor celbladen

  1. Asc 's kopen uit commerciële bronnen of isoleren van primair menselijk borstweefsel door de vastgestelde protocollen8,9 te volgen. Zaad menselijke borst ASC's bij 70% dichtheid (~80.000 cellen/cm2 oppervlakte) op 6-goed standaard weefselkweekplaten in Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) aangevuld met 10% foetale runderserum en 1% Penicilline/Streptomycine (BC-MPS Media). Zorg ervoor dat de ASC's die voor de vorming van de celbladen moeten worden gebruikt, kleiner moeten zijn dan passage 10.
    1. Voor elke put van borstkanker microfysiologisch systeem (BC-MPS) dat zal worden gegenereerd, zaadcellen in 1 standaard weefselkweek goed en 1 put van vergelijkbare grootte op poly (N-isopropylacrylamide) (pNIPAAm) gecoate weefselkweek plastic plaat. Een 6-put plaat van BC-MPS vereist een standaard weefselkweek 6 put plaat (bodem) en een pNIPAAm-gecoate plaat (boven). De pNIPAAm platen kunnen worden gekocht bij commerciële bronnen of kunnen worden gecoat in-lab10,11,12.
  2. Kweek ASC's in een weefselkweekincubator bij 37 ° C en 5% CO2. Verander de media elke 2-3 dagen in een bioveiligheidskast.
  3. Kweek de ASC's totdat ze 100% samenvloeien en een dwars doorspannen patroon vormen. Afhankelijk van de samenvloeiing waarbij ze werden gezaaid, duurt dit 7-10 dagen. Confluente celbladen zijn nodig om het drijvende vetborstweefsel te verankeren.

2. Voorbereiding van de voor BC-MPS benodigde voorraden

  1. Om gelatine te bereiden voor 6-put platen maak een 12% gelatineoplossing in gedestilleerde H2O. Meng 19 g gelatine type B (gelsterkte van ~225 Bloom) en 125 ml H2O in een glazen mediafles van 250 ml. Voeg 1,6 ml 1 M NaOH toe aan de oplossing om de pH te neutraliseren.
  2. Autoclaaf de oplossing gedurende 25 minuten onder een vloeistofcyclus om de oplossing te steriliseren.
  3. Laat de oplossing afkoelen tot 37 °C. Voeg in een steriele bioveiligheidskast 16 ml steriele 10x Hanks gebalanceerde zoutoplossing (HBSS) toe aan de oplossing om een eindvolume van 160 ml te verkrijgen.
    OPMERKING: De gelatineoplossing kan direct worden gebruikt of op kamertemperatuur worden bewaard voor later gebruik. De bereide gelatine is 1 maand stabiel bij kamertemperatuur. Als er slechts enkele plunjers nodig zijn, kan een oplossing van 10 ml worden gemaakt en steriel worden gefilterd op dezelfde dag als het maken van BC-MPS zoals eerder beschreven7.
    1. Om gelatineoplossing te bereiden door filtersterilisatie, verdun 1 ml 10x HBSS met 9 ml H2O om een 1x HBSS-oplossing te maken in een conische buis van 15 ml. Voeg 100 μL 1 M NaOH toe aan elke buis van 10 ml en voeg vervolgens 0,7 g gelatine toe aan de oplossing. Meng de oplossing krachtig om de gelatine op te lossen.
    2. Incubeer de buis in een waterbad van 75 °C gedurende 20 minuten schudden om de 5 minuten. Gebruik een spuit van 10 ml en een spuitfilter van 0,22 μm om de gelatineoplossing te filteren. Filtreer de gelatineoplossing rechtstreeks op de plunjers in een bioveiligheidskast.
  4. 3D-printen of gebruik eenvoudig acryl om de plunjers te maken die worden gebruikt voor het overbrengen van de celbladen. Zorg ervoor dat de plunjers losjes in de gewenste maat goed passen. Een standaard 3D-geprinte plunjer is weergegeven in figuur 1. De plunjers kunnen worden ontworpen met behulp van standaard computerondersteunde ontwerpsoftware zoals TinkerCad en worden afgedrukt met filament 3D-printers die compatibel zijn met polylactic acid (PLA)13,14.
  5. Om een rek voor te bereiden voor het vasthouden van de plunjers plaatst u een buizenrek van 15 ml in een bioveiligheidskast. Plaats plunjers ondersteboven in het rek, zodat de onderkant van de plunjers naar boven is gericht. Plaats een plastic doos met deksel voor het transport van BC-MPS in de bioveiligheidskast. Het wordt aanbevolen om de doos minstens 35,5 cm lengte x 28 cm breedte x 8,25 cm hoogte te hebben voor 4 platen BC-MPS. Haal het deksel uit de doos en spuit het rek, de plunjers en de doos met 70% EtOH.
  6. Bereid steriele scheermesjes en tangen door ze te autoclaafen of door ze in een bioveiligheidskast te plaatsen en te wassen met 70% EtOH.
  7. Besproei de plunjers en doos met 70% EtOH en zet het UV-licht in de bioveiligheidskast minstens 30 minuten aan om de benodigdheden te steriliseren.

3. Bereid gelatine plunjers en breng aan op de bovenste celbladen

  1. Als de gelatineoplossing eerder is bereid, verwarmt u deze in een waterbad van 37 ° C om het te smelten.
  2. Pipet de gelatineoplossing op de plunjers in de bioveiligheidskast met behulp van een serologische pipet van 5 of 10 ml. Een plunjer voor 1 put van een 6-put plaat vereist ~ 2,5 ml gelatine.
  3. Zodra de gelatine op de plunjers is gestold (~ 30-45 min) verplaatst u de pNIPAAm-gecoate ASC-platen naar de bioveiligheidskast. Plaats de plunjers voorzichtig in de putten van de met pNIPAAm gecoate ASC-platen, zodat de gelatine in contact komt met de ASC's. Plaats een metalen ring (~7,5 g) op de zuiger om de zuiger te verzwawegen, zodat gelatine in direct contact komt met de ASC-celplaat. Laat de zuigers 30 minuten op kamertemperatuur op de ASC-celbladen staan.
  4. Verplaats de plaat voorzichtig met de plunjers in de steriele doos in de bioveiligheidskast en plaats het deksel erop. Zet de doos 30 minuten in een koelkast van 4 °C. Als er geen koelkast van 4 °C beschikbaar is, plaatst u de plaat op ijs in een ijsemmer in de bioveiligheidskast gedurende 30 minuten.

4. Voorbereiding van kankercellijnen

  1. Zaai de kankercellijnen in een standaard T75 weefselkweekschaal en bewaar ze in cultuur zodat ze ~80% samenvloeien op de dag dat BC-MPS wordt verwerkt. (~200.000 kankercellen zijn nodig per BC-MPS). Laat de kankercellen groeien in normale media.
    OPMERKING: Om de kankercellen te identificeren en te isoleren, wordt aanbevolen dat de cellen worden getransfecteerd met een fluorescerend eiwit om ze te onderscheiden van de ASC's en borstweefsel. Het aantal kankercellen dat nodig is per BC-MPS is geoptimaliseerd voor MCF7- en MDA-MB-231-cellen. Andere cellijnen moeten mogelijk verder worden geoptimaliseerd.
  2. Op de dag dat de BC-MPS wordt voorbereid, verplaatst u de kolf met de kankercellen naar de bioveiligheidskast. Aspireer de media uit de kolf. Was de kolf met 5 ml PBS.
  3. Voeg 1 ml celloslatingsoplossing toe aan de kolf met de kankercellen en incubeer de kolf vervolgens in een incubator van 37 °C totdat de cellen zijn losgeraakt (~2-5 min).
  4. Voeg in de bioveiligheidskast 9 ml PBS toe aan de kolf, breng de cellen in PBS over in een conische buis van 15 ml en tel het celnummer met behulp van een hemocytometer.
  5. Centrifugeer de kankercellen 5 min op kamertemperatuur op 500 x g.
  6. Resuspendeer de cellen in BC-MPS media zodat er 2 x 106 cellen/ml zijn.
  7. Plaats de kankercellen in een waterbad van 37 °C totdat ze klaar zijn om aan het menselijk weefsel te worden toegevoegd.

5. Verwerking van menselijk borstweefsel

  1. Was in een bioveiligheidskast het menselijk borstweefsel (HBT) 3x met 10 ml steriel PBS.
  2. Gebruik steriele tang en een scheermesje om de BC-MPS grof te gehakt en probeer zoveel mogelijk fascia en bindweefsel te verwijderen. Het niet verwijderen van het bindweefsel kan ertoe leiden dat de ASC-bovenlaag de HBT niet goed verankert.
    OPMERKING: De fascia en het bindweefsel zijn te herkennen aan het witte of heldere uiterlijk in vergelijking met de gele kleur van het vetweefsel.
  3. Zodra het bindweefsel is verwijderd, gebruikt u een steriel scheermesje om het weefsel fijn te gehakt totdat het een homogene vloeistofconsistentie heeft. Het weefsel wordt fijngehakt wanneer het gemakkelijk kan worden gepijpt met behulp van een serologische tip van 25 ml.
  4. Gebruik een steriel scheermesje om de punt van een p1000 pipetpunt af te snijden om te helpen bij het pipetten van de gehakte HBT.
  5. Meng in een buis van 1,5 ml het gehakte HBT, de kankercellijnen en de BC-MPS-media (voor 1 put van een plaat met 6 putjes is 200 μL gehakte HBT, 100 μL BC-MPS-media en 100 μL kankercellen nodig).
  6. Verplaats de ASC-plaat die voor het onderste celblad wordt gebruikt van de incubator naar de bioveiligheidskast. Aspireer de media van de onderste ASC-plaat. Pipetteer het mengsel op het midden van de put van de onderste ASC-plaat met behulp van een p1000 pipetpunt met het distale uiteinde afgesneden van stap 5.4
  7. Verplaats de doos met de bovenste ASC-plaat met de plunjers erop naar de bioveiligheidskast. Verwijder voorzichtig de gelatine plunjers van de met pNIPAAm beklede plaat en leg deze bovenop het HBT-mengsel. Voeg BC-MPS-media toe aan de put (voeg voor 1 put van een 6-putplaat 2 ml media toe). Verplaats de onderste ASC-platen met het BC-MPS-mengsel en de plunjers voorzichtig naar de steriele plastic doos en plaats het deksel van de doos erop voor transport.
    OPMERKING: Het 6-put plaatdeksel past niet terug op de ASC-plaat terwijl de plunjers aan staan. Er moet voor worden gezorgd dat de cultuur niet wordt besmet.
  8. Incubeer de onderste plaat in de doos in een incubator op 37 ° C totdat de gelatine is gesmolten en de bovenste ASC-laag zich begint te hechten aan de onderste laag (~ 30 min).
  9. Verplaats de doos met de platen naar de bioveiligheidskast. Verwijder de plunjers voorzichtig van de onderste platen. Het weefsel met de kankercellen wordt verankerd aan de bodem van de put.
  10. Plaats het deksel van de 6-put plaat terug op de bodemplaat en incubeer op 37 °C om de gelatine volledig te smelten en laat de bovenste laag volledig verankeren aan de onderste laag (~ 30-60 min).
  11. Verplaats de platen voorzichtig naar een bioveiligheidskast en aspireer de media met een serologische pipet van 10 ml. Voeg 2 ml verse media toe aan elke put. Aspireer vanaf de rand van de put en pipet op de rand van de put om te voorkomen dat het weefsel loskomt.
  12. Houd de BC-MPS op 37 °C en 5% CO2 gedurende de gewenste tijdsduur en verander elke 2-3 dagen van medium.

6. Vertering van BC-MPS voor analyse

  1. Wanneer de BC-MPS klaar is om te worden geanalyseerd, verplaatst u de plaat naar de bioveiligheidskast. Verwijder media met een serologische pipet om te voorkomen dat weefsel per ongeluk loskomt.
  2. Voeg 1 volume PBS toe aan elke put.
  3. Verwijder de PBS met een serologische pipet.
  4. Voeg 1 ml celdisassociatieoplossing toe aan elke put. Verplaats de plaat terug naar de incubator en incubeer gedurende 5 minuten bij 37 °C om de cellen los te laten. Gebruik in een bioveiligheidskast een celschraper om de cellen en het weefsel volledig los te maken van de kweekplaat.
  5. Breng de oplossing met het weefsel over naar een conische buis van 15 ml met behulp van een serologische pipet. Voeg 2 ml PBS toe aan elke put om de resterende cellen te verzamelen en breng deze oplossing over naar de conische buis. Als de cellen fluorescerend zijn, wikkelt u de buis in aluminiumfolie om deze tegen licht te beschermen.
  6. Incubeer de buis bij 37 °C onder constante agitatie in een orbitale shaker op 1 x g gedurende 10-20 minuten om cellen volledig van het weefsel te scheiden.
  7. Gebruik in een bioveiligheidskast een serologische pipet om eventuele resterende klonten cellen in de buis te verstoren en filter het monster door een weefselzeef van 250 μm in een nieuwe buis van 15 ml. Pipetteer de oplossing langzaam door de zeef zodat deze niet overloopt.
  8. Spoel de zeef af met 1 ml PBS om eventuele cellen die nog in de zeef zitten te verzamelen.
  9. Centrifugeer de monsters gedurende 5 minuten op 500 x g bij kamertemperatuur. Na centrifugeren drijven de adipocyten op de bovenste laag van de oplossing, terwijl de kankercellen en ASC's worden gemengd in een pellet aan de onderkant van de buis.
  10. Om de adipocyten te isoleren giet je de toplaag voorzichtig in een nieuwe buis of snijd je de punt van een p1000 pipetpunt af en breng je de toplaag over naar een nieuwe buis. Centrifugeer het monster opnieuw op 500 x g gedurende 5 minuten en gebruik een spuit en naald om de oplossing onder de adipocyten vandaan te verwijderen, zodat alleen de adipocyten overblijven. De adipocyten zijn nu klaar voor analyse
  11. Nadat de adipocyten uit de oplossing zijn verwijderd, scheidt u de ASC's en kankercellen van elkaar voor analyse als de kankercellen eerder zijn getransfecteerd met een fluorescerend eiwit. Aspireer de resterende oplossing uit de buis met de ASC's en kankercellen zonder de celkorrel te verstoren. Resuspend de pellet in PBS of BC-MPS media en gebruik flow cytometrie om de cellen te sorteren op basis van de fluorescentie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stabiliteit in cultuur
BC-MPS is een stabiel microfysiologisch systeem dat tot ten minste 14 dagen in vitro kan worden gekweekt. Een brightfield-afbeelding van de ASC-celbladen werd genomen bij 100x vergroting om het dwarsgestreepte patroon van het samenvloeiingsblad weer te geven (figuur 2A). De ASC-celbladen zijn minstens 4 weken stabiel in cultuur. BC-MPS op 14 dagen cultuur in een put van een 6 put plaat werd afgebeeld met een kleurenc...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nieuwe systemen voor het modelleren van menselijke borstkanker zijn nodig om een beter begrip van de ziekte te ontwikkelen. De ontwikkeling van menselijke microfysiologische systemen om ziekte-instellingen te modelleren die inheemse ECM- en stromale cellen omvatten, zal de voorspellende kracht van preklinische studies vergroten. Het HIER gepresenteerde BC-MPS-model is een nieuw ontwikkeld systeem dat de beperkingen van eerdere modellen overwint, waardoor BC in zijn oorspronkelijke HBT-omgeving kan worden geëvalueerd. Dit...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende belangen hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We willen de Tulane Flow Cytometrie en Cell Sorting Core en de Tulane Histology Core bedanken voor hun technische ondersteuning. Dit werk werd ondersteund door de Southeastern Society of Plastic &Reconstructive Surgeons 2019 Research Grant en de National Science Foundation (EPSCoR Track 2 RII, OIA 1632854).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AccumaxInnovative Cell Technologies1333Cell disassoication solution voor de scheiding van BC-MPS
AccutaseCorning25-058-CICell detachment solution voor het passeren van cellen
BioStor Container 16ozNational Scientific Supply CoMPCE-T016Voor het transport van sterieel weefsel
Cell Culture 75 cm kolvenCorning430641UVoor het kweken van ASCs
Conische buisjes 15mLThermoScientific339650
Gebogen pincettenThermoScientific1631T5Voor het manoeuvreren van weefsel tijdens het sneden
DMEM met lage glucose, met GlutamaxGibco10567-014Voor het kweken van ASCs en BC-MPS
FBS gekwalificeerdGibco26140-079
GelatineSigmaG9391
HBSS 10xGibco14185-052
NaOHSigma221465
Nunc UpCell 6 welplatenThermoScientific174901Top ASC celblad
PBSGibco10010-023
Pen/Strep 5,000UGibco15070-063
Petrischaal 150 cmFisherBrandFB0875714Voor het vasthouden van weefsel tijdens het sneden
ScheermessenVWR55411-055Enkelbladig voor het snijden van weefsel
Zeven 250umThermoScientific87791Voor de scheiding van BC-MPS
Weefsel Cultuur 6 welplatenCorning3506Onderste ASC celblad
Gewichten/WasmachinesBCP FastenersBCP672Voor het wegen van plunjer 1/2" binnendiameter

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. DeSantis, C. E., et al. Breast cancer statistics, 2019. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 69 (6), 438-451 (2019).
  2. NIH Categorical Spending -NIH Research Portfolio Online Reporting Tools (RePORT). , Available from: https://report.nih.gov/categorical_spending.aspx (2020).
  3. Wong, C. H., Siah, K. W., Lo, A. W. Estimation of clinical trial success rates and related parameters. Biostatistics. 20 (2), 273-286 (2019).
  4. Sutherland, M. L., Fabre, K. M., Tagle, D. A. The National Institutes of Health Microphysiological Systems Program focuses on a critical challenge in the drug discovery pipeline. Stem Cell Research & Therapy. 4, Suppl 1 1(2013).
  5. Wang, X., et al. Breast tumors educate the proteome of stromal tissue in an individualized but coordinated manner. Science Signaling. 10 (491), (2017).
  6. Lau, F. H., et al. Sandwiched white adipose tissue: A microphysiological system of primary human adipose tissue. Tissue Engineering. Part C, Methods. 24 (3), 135-145 (2018).
  7. Scahill, S. D., Hunt, M., Rogers, C. L., Lau, F. H. A microphysiologic platform for human fat: sandwiched white adipose tissue. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (138), e57909(2018).
  8. Yu, G., et al. Adipogenic differentiation of adipose-derived stem cells. Adipose-Derived Stem Cells. 702, 193-200 (2011).
  9. Bunnell, B., Flaat, M., Gagliardi, C., Patel, B., Ripoll, C. Adipose-derived stem cells: Isolation, expansion and differentiation. Methods. 45 (2), 115-120 (2008).
  10. Ebara, M., Hoffman, J. M., Stayton, P. S., Hoffman, A. S. Surface modification of microfluidic channels by UV-mediated graft polymerization of non-fouling and 'smart' polymers. Radiation Physics and Chemistry. 76 (8-9), 1409-1413 (2007).
  11. Lin, J. B., et al. Thermo-responsive poly(N-isopropylacrylamide) grafted onto microtextured poly(dimethylsiloxane) for aligned cell sheet engineering. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 99, 108-115 (2012).
  12. Turner, W. S., Sandhu, N., McCloskey, K. E. Tissue engineering: Construction of a multicellular 3D scaffold for the delivery of layered cell sheets. Journal of Visualized Experiments. (92), e51044(2014).
  13. Tinkercad. Create 3D digital designs with online CAD. Tinkercad. , (2020).
  14. Halfter, K., Mayer, B. Bringing 3D tumor models to the clinic - predictive value for personalized medicine. Biotechnology Journal. 12 (2), (2017).
  15. Wang, Y. Y., et al. Mammary adipocytes stimulate breast cancer invasion through metabolic remodeling of tumor cells. JCI insight. 2 (4), 87489(2017).
  16. Qiu, B., Simon, M. BODIPY 493/503 staining of neutral lipid droplets for microscopy and quantification by flow cytometry. Bio-Protocols. 6 (17), 1912(2016).
  17. Fotos, J. S., et al. Automated time-lapse microscopy, and high-resolution tracking of cell migration. Cytotechnology. 51 (1), 7-19 (2006).
  18. Barry, D. J., Durkin, C. H., Abella, J. V., Way, M. Open source software for quantification of cell migration, protrusions, and fluorescence intensities. Journal of Cell Biology. 209 (1), 163-180 (2015).
  19. Akiyama, Y., Kikuchi, A., Yamato, M., Okano, T. Ultrathin poly(N-isopropylacrylamide) grafted layer on polystyrene surfaces for cell adhesion/detachment control. Langmuir: the ACS Journal of Surfaces and Colloids. 20 (13), 5506-5511 (2004).
  20. Shingyochi, Y., Orbay, H., Mizuno, H. Adipose-derived stem cells for wound repair and regeneration. Expert Opinion on Biological Therapy. 15 (9), 1285-1292 (2015).
  21. Tokunaga, M., et al. Fat depot-specific gene signature and ECM remodeling of Sca1(high) adipose-derived stem cells. Matrix Biology: Journal of the International Society for Matrix Biology. 36, 28-38 (2014).
  22. Belgodere, J. A., et al. Engineering breast cancer microenvironments and 3D bioprinting. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6, 66(2018).
  23. Cao, Y. Adipocyte and lipid metabolism in cancer drug resistance. The Journal of Clinical Investigation. 129 (8), 3006-3017 (2019).
  24. Dirat, B., et al. Cancer-associated adipocytes exhibit an activated phenotype and contribute to breast cancer invasion. Cancer Research. 71 (7), 2455-2465 (2011).
  25. Druso, J. E., Fischbach, C. Biophysical properties of extracellular matrix: Linking obesity and cancer. Trends in Cancer. 4 (4), 271-273 (2018).
  26. Luo, H., Tu, G., Liu, Z., Liu, M. Cancer-associated fibroblasts: A multifaceted driver of breast cancer progression. Cancer Letters. 361 (2), 155-163 (2015).
  27. Chandler, E. M., et al. Implanted adipose progenitor cells as physicochemical regulators of breast cancer. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109 (25), 9786-9791 (2012).
  28. Oskarsson, T. Extracellular matrix components in breast cancer progression and metastasis. The Breast. 22, 66-72 (2013).
  29. Liu, J., et al. Collagen 1A1 (COL1A1) promotes metastasis of breast cancer and is a potential therapeutic target. Discovery Medicine. 25 (139), 211-223 (2018).
  30. Ahfeldt, T., et al. Programming human pluripotent stem cells into white and brown adipocytes. Nature Cell Biology. 14 (2), 209-219 (2012).
  31. Volz, A. -C., Omengo, B., Gehrke, S., Kluger, P. J. Comparing the use of differentiated adipose-derived stem cells and mature adipocytes to model adipose tissue in vitro. Differentiation; Research in Biological Diversity. 110, 19-28 (2019).
  32. Zimta, A. A., et al. Molecular links between central obesity and breast cancer. International Journal of Molecular Sciences. 20 (21), 5364(2019).
  33. Bousquenaud, M., Fico, F., Solinas, G., Rüegg, C., Santamaria-Martínez, A. Obesity promotes the expansion of metastasis-initiating cells in breast cancer. Breast Cancer Research. 20 (1), 104(2018).
  34. Robado de Lope, L., Alcíbar, O. L., Amor López, A., Hergueta-Redondo, M., Peinado, H. Tumour-adipose tissue crosstalk: fuelling tumour metastasis by extracellular vesicles. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 373 (1737), 20160485(2018).
  35. Insua-Rodríguez, J., Oskarsson, T. The extracellular matrix in breast cancer. Advanced Drug Delivery Reviews. 97, 41-55 (2016).
  36. Sabol, R. A., et al. Leptin produced by obesity-altered adipose stem cells promotes metastasis but not tumorigenesis of triple-negative breast cancer in orthotopic xenograft and patient-derived xenograft models. Breast Cancer Research: BCR. 21 (1), 67(2019).
  37. Cui, X. D., Gao, D. Y., Fink, B. F., Vasconez, H. C., Pu, L. L. Q. Cryopreservation of human adipose tissues. Cryobiology. 55 (3), 269-278 (2007).
  38. Skardal, A., Shupe, T., Atala, A. Organoid-on-a-chip and body-on-a-chip systems for drug screening and disease modeling. Drug Discovery Today. 21 (9), 1399-1411 (2016).
  39. Clark, A. M., Allbritton, N. L., Wells, A. Integrative microphysiological tissue systems of cancer metastasis to the liver. Seminars in Cancer Biology. , (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Borstkankermodelleringadipose stamcellenextracellulaire matrixkankercelmotiliteitmetabole crosstalkflowcytometriefluorescentiemicroscopieweefseldissociatie

Gerelateerde artikelen