Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een op platen gebaseerde test voor de meting van endogene monoamineafgifte in acute hersenplakken

2.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62127

⸱

11 augustus 2021

 ,  ,  , 
1Department of Medicine, School of Medicine, Universidad de Atacama, 2Department of Molecular, Cellular, and Biomedical Sciences, City University of New York School of Medicine at City College, 3Department of Pharmacology and Therapeutics, University of Florida College of Medicine

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Deze methode introduceert een eenvoudige techniek voor de detectie van endogene monoamineafgifte met behulp van acute hersenplakken. De opstelling maakt gebruik van een 48-well plaat met daarin een weefselhouder voor monoamineafgifte. Vrijgegeven monoamine wordt geanalyseerd door HPLC in combinatie met elektrochemische detectie. Bovendien biedt deze techniek een screeningsmethode voor het ontdekken van geneesmiddelen.

Samenvatting

Monoamine neurotransmitters worden geassocieerd met tal van neurologische en psychiatrische aandoeningen. Diermodellen van dergelijke omstandigheden hebben veranderingen in de afgifte en opnamedynamiek van monoamine-neurotransmitters aangetoond. Technisch complexe methoden zoals elektrofysiologie, Fast Scan Cyclic Voltammetry (FSCV), beeldvorming, in vivo microdialyse, optogenetica of gebruik van radioactiviteit zijn vereist om de monoaminefunctie te bestuderen. De hier gepresenteerde methode is een geoptimaliseerde tweestapsbenadering voor het detecteren van monoamineafgifte in acute hersenplakken met behulp van een 48-well plaat met weefselhouders voor het onderzoeken van monoamineafgifte en hoogwaardige vloeistofchromatografie in combinatie met elektrochemische detectie (HPLC-ECD) voor monoamine-afgiftemeting. Kortom, rattenhersensecties met interessante gebieden, waaronder prefrontale cortex, hippocampus en dorsaal striatum, werden verkregen met behulp van een weefselsnijder of vibratome. Deze interessegebieden werden ontleed uit de hele hersenen en geïncubeerd in een zuurstofrijke fysiologische buffer. De levensvatbaarheid werd onderzocht gedurende het experimentele tijdsverloop, door middel van 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-difenyltetrazoliumbromide (MTT) assay. De acuut ontleedde hersengebieden werden geïncubeerd in verschillende medicijnomstandigheden waarvan bekend is dat ze monoamineafgifte induceren via de transporter (amfetamine) of door de activering van exocytotische vesiculaire afgifte (KCl). Na incubatie werden de vrijgekomen producten in het supernatant verzameld en geanalyseerd via een HPLC-ECD-systeem. Hier wordt basale monoamineafgifte gedetecteerd door HPLC uit acute hersenplakken. Deze gegevens ondersteunen eerdere in vivo en in vitro resultaten waaruit blijkt dat AMPH en KCl monoamineafgifte induceren. Deze methode is met name nuttig voor het bestuderen van mechanismen die verband houden met monoaminetransporterafhankelijke afgifte en biedt de mogelijkheid om verbindingen die de afgifte van monoamine beïnvloeden op een snelle en goedkope manier te screenen.

Inleiding

Een overvloed aan neurologische en psychiatrische ziekten worden geassocieerd met ontregeling of onvoldoende onderhoud van monoamine neurotransmitter (dopamine [DA], serotonine [5-HT], noradrenaline [NE]) homeostase1,2,3. Deze aandoeningen omvatten, maar zijn niet beperkt tot, depressie1,2, schizofrenie2, angst2, verslaving4, menopauze5,6,7, pijn8 en de ziekte van Parkinson3. Verschillende rattenmodellen van de menopauze hebben bijvoorbeeld aangetoond dat de ontregeling of vermindering van monoaminen in de hippocampus, prefrontale cortex en striatum kan worden geassocieerd met zowel depressie als cognitieve achteruitgang, wat wordt gezien bij vrouwen die de menopauze ervaren. De ontregeling van monoaminen in deze modellen is uitgebreid onderzocht met behulp van HPLC-ECD, hoewel de studies geen onderscheid maakten tussen gemeten neurotransmittergehalte versus neurotransmitterafgifte5,6,7. Monoaminen worden klassiek vrijgegeven in de extracellulaire ruimte via Ca2 +-afhankelijke vesiculaire afgifte9, en worden gerecycled via hun respectieve plasmamembraanheropnamesysteem (dopaminetransporter, DAT; serotoninetransporter, SERT; noradrenalinetransporter, NET)10,11. Omgekeerd suggereren gegevens dat deze transporters monoaminen kunnen vrijgeven of effluxeren, aangezien van misbruikmiddelen zoals amfetamine (AMPH) en 3,4-methyleendioxymethamfetamine (MDMA) bekend is dat ze DA en 5-HT vrijgeven, respectievelijk via hun transportersystemen12,13,14,15,16,17 . Een goed mechanistisch begrip van de dynamiek van monoamineafgifte is dus cruciaal voor het ontwikkelen van specifieke en gerichte farmacotherapieën.

Een breed scala aan technieken is gebruikt om monoamineafgifte te bestuderen, zoals Fast Scan Cyclic Voltammetry (FSCV)18, in vivo microdialyse13, imaging19, pre-integratie met radioactief gelabelde monoaminen20, optogenetica en meer recent, genetisch gecodeerde fluorescerende sensoren en fotometrie21,22 . FSCV en in vivo microdialyse zijn de primaire technieken die worden gebruikt voor het bestuderen van de afgifte van monoamine. FSCV wordt gebruikt om de gestimuleerde exocytotische afgifte van voornamelijk DA in acute hersenschijfjes en in vivo23 te bestuderen. Omdat FSCV elektroden gebruikt om afgifte te stimuleren of op te roepen, is de primaire bron van afgifte van neurotransmitters Ca2 + -afhankelijke vesiculaire afgifte18,24,25,26,27,28,29,30,31 . In vivo microdialyse in combinatie met HPLC meet veranderingen in extracellulaire neurotransmitterniveaus met behulp van een sonde geplaatst in een hersengebied van belang13,32. Net als bij FSCV is een belangrijke beperking van in vivo microdialyse de moeilijkheid om de bron van neurotransmitterafgifte te bepalen: Ca2 + afhankelijke vesiculaire afgifte of transporterafhankelijk. Opmerkelijk is dat beide methoden de directe meting van monoamineafgifte mogelijk maken. Door de recente vooruitgang van de optogenetica toont onderzoek detectie van 5-HT en DA-afgifte in een korte tijdspanne met prachtige celtype specificiteit21,22. Deze strategieën vereisen echter complexe en kostbare technieken en apparatuur en meten indirect de afgifte van monoamine, met name door monoaminebinding aan receptoren. Verder worden radioactief gelabelde monoaminen ook gebruikt voor het bestuderen van monoaminedynamica. Radioactief gelabelde monoaminen kunnen vooraf worden geladen in verschillende modelsystemen, zoals heterologe cellen die elke monoaminetransporter overexpressie geven20,33,34,35,36,37,38,39,40, primaire neuronen20, synaptosomen33,39,41, 42, en acute hersenplakken43,44. Radioactiviteit vormt echter potentiële schade voor de experimentator en de tritium-gelabelde analyten kunnen de endogene monoaminedynamiek niet getrouw samenvatten45,46. Superfusiesystemen in combinatie met offline detectiemethoden zoals HPLC-ECD hebben de detectie van monoaminen uit meerdere weefselbronnen mogelijk gemaakt. Hier biedt dit protocol als een geoptimaliseerde en goedkope, eenvoudige en nauwkeurige methode met behulp van acute hersenplakken om endogene basale en gestimuleerde monoamineafgifte direct te meten.

Acute hersenplakken maken het mogelijk om mechanistische hypothesen te testen, voornamelijk omdat ze de in vivo anatomische micro-omgeving behouden en intacte synapsen behouden47,48,49,50,51,52. In enkele studies zijn acute hersenplakken of gehakt hersenweefsel gebruikt in combinatie met een superfusietechniek met behulp van KCl om Ca2 + gemedieerde afgifte te stimuleren53,54,55,56. Superfusiesystemen zijn van cruciaal belang geweest om het begrip van het veld van neurotransmitterafgiftemechanismen, waaronder monoaminen, te bevorderen. Deze systemen zijn echter relatief duur en het aantal kamers dat beschikbaar is voor weefselanalyse varieert van 4-12. Ter vergelijking: de hier gepresenteerde methode is goedkoop, maakt het mogelijk om 48 weefselmonsters te meten en kan worden verfijnd om maximaal 96 weefselmonsters te gebruiken. Elke put in de 48-putplaat bevat weefselhouders die filters gebruiken om het vrijgegeven product van het weefsel te scheiden, en vrijgegeven monoaminen worden vervolgens verzameld en geanalyseerd door HPLC-ECD. Belangrijk is dat deze methode de gelijktijdige meting van 5-HT, DA en NE-afgifte mogelijk maakt uit verschillende hersengebieden zoals de prefrontale cortex, de hippocampus en het dorsale striatum na behandeling met farmacologische middelen die de afgifte van monoamine moduleren. Zo kan de experimentator meerdere vragen beantwoorden met behulp van een goedkoop multi-well-systeem dat het aantal geteste monsters verhoogt en daardoor het aantal gebruikte dieren vermindert.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten, inclusief dierbehandeling en weefselverzameling, werden uitgevoerd in overeenstemming met de Universiteit van Florida en het City College of New York Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), volgens het goedgekeurde protocol 201508873 (UF) en 1071 (CCNY). Voor reagentia en buffer verwijzen wij u naar het Aanvullend Dossier.

1. Bereid acute schijfjes rattenhersenen

OPMERKING: In dit experiment werden volwassen mannelijke ratten (250-350 g) gebruikt. Deze opstelling is echter functioneel voor verschillende ontwikkelingspunten, vrouwelijke ratten en andere soorten. Als u een kleiner dier gebruikt, zoals muizen, kan de experimentator zich aanpassen om het protocol te optimaliseren door een ander aantal hersenplakken of stoten per aandoening te gebruiken. Dissectiebuffer wordt buffer 1 genoemd; effluxbuffer wordt buffer 2 genoemd.

  1. Bereid buffer 1 voor zoals vermeld in het aanvullend bestand. Verzadig buffer 1 met zuurstof door 20 minuten op ijs te borrelen met 95%/5% (O2/CO2). Verwijder 50 ml buffer 1 en laat afkoelen op ijs in een klein bekerglas of een petrischaaltje. Deze buffer wordt gebruikt om de acuut geoogste hele hersenen vast te houden.
  2. Verdoof een of twee volwassen ratten (250-350 g) met 1% -2% isofluraan, onthoofd ze met een guillotine en verwijder snel hun hersenen. Plaats de hersenen onmiddellijk in ijskoude zuurstofbuffer 1 in de container vanaf stap 1.1.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat isofluraan en guillotine veilig worden gebruikt. Open isofluraan onder een zuurkast.
  3. Snijd met behulp van een vibratome of compresstome 300 μm coronale hersensecties uit elk interessegebied (figuur 1). Bubbling Buffer 1 moet aanwezig zijn tijdens het maken van secties. Breng met behulp van een roestvrijstalen spatel voorzichtig en onmiddellijk hersenplakken over in een nieuwe petrischaal gevuld met ijskoude zuurstofbuffer 1 (figuur 2).
  4. Ontleed verder hersenplakken (bijv. stoten, uitgesneden) door de plakjes voorzichtig naar glazen dia's te verplaatsen (figuur 1G) met behulp van rattenhersenatlas57. Identificeer bijvoorbeeld het dorsale striatum op basis van zijn donkere, dwarsgestreepte structuur en identificeer de hippocampus op basis van de nabijheid van de cortex en de unieke spiraalstructuur. De rechter- en linkerhersenhelft kunnen worden gescheiden om te gebruiken als controle- en experimentele plakjes (figuren 2G - H). Hier werd het dorsale striatum verder ontleed in 2 mm stoten (figuur 1G).
  5. Gebruik een plastic transferpipet met de punt afgesneden, breng plakjes of hersenstoten over in kleine containers ondergedompeld in zuurstofrijke ijskoude Buffer 1 met zuurstof die borrelt. Deze containers kunnen roestvrijstalen gaas zijn, of kleine petrischaaltjes gevuld met buffer (figuur 1H).

2. Ex-vivo endogene monoamineafgifte uit hersenplakken of -stoten

OPMERKING: Het apparaat dat voor dit gedeelte wordt gebruikt, bestaat uit een plaat met 48 putten en een weefselhouder van zes microcentrifugefiltereenheden zonder dat de inzetfilters zijn aangesloten op een carbogenlijn (figuur 2). Om de houder te maken, gebruikt u een stevige plastic staaf (bijvoorbeeld van een celschroot) en lijmt u de microcentrifugefiltereenheden zonder de inzetfilters erop. Laat het 1-2 dagen drogen. De tijd die nodig is voor het endogene monoamine-afgifte-experiment en de concentraties van amfetamine, fluoxetine en cocaïne zijn gebaseerd op de huidige literatuur en eerdere protocollen13,20,58.

  1. Weefselactivering
    1. Breng het hersenweefsel van stap 1.1.5 over naar elke put van de effluxkamer en laat herstel gedurende 30-50 minuten bij 37 °C toe op een schuifverwarmer in 0,5-1 ml zuurstofbuffer 2, met constante, zachte borrel (figuur 2B1).
    2. Verdun tijdens deze incubatie de geneesmiddelen tot de gewenste concentratie voor het experiment. Alle geneesmiddelen moeten worden opgelost in Buffer 2 en de concentraties zijn gebaseerd op de huidige literatuur.
  2. Eerste incubatie
    1. Verplaats de weefselhouder met hersenweefsel naar putjes met 500 μL zuurstofbuffer 2 en incubeer gedurende 20 minuten bij 37 °C. Zorg ervoor dat er minimale tot geen buffer wordt getransporteerd door op de houder op de rand van de put te tikken totdat er geen overtollige buffer in de houder zit.
    2. In experimenten met farmacologische middelen zoals monoaminetransporterremmers, incubeer de weefselmonsters met de geneesmiddelen verdund in zuurstofbuffer 2 (bijv. 10 μM fluoxetine, 40 μM cocaïne; zie figuur 2B2). Het uiteindelijke volume in elke put is 500 μL.
  3. Tweede incubatie
    1. Verplaats de houder met het weefsel naar een nieuwe set putjes met 500 μL totale Buffer 2 met of zonder de gewenste concentratie van elk medicijn. Zorg ervoor dat er geen overtollige buffer overblijft. Elke put vertegenwoordigt een n = 1 voor experimentele omstandigheden. Elke experimentele aandoening wordt in drievoud uitgevoerd.
    2. Eén put bevat een zuurstofrijke buffer 2, de volgende 10-30 μM AMPH en de laatste put bevat 10-30 μM AMPH plus monoaminetransporterremmers. Elk medicijn is opgelost in zuurstofrijke buffer 2.
    3. Incubeer het weefsel gedurende 20 minuten bij 37 °C met 500 μL van de medicijnconditie.
      OPMERKING: Extra putten kunnen een zuurstofrijke hoge K + Buffer 2 bevatten met of zonder de monoaminetransporterremmers. Los elk medicijn op in de zuurstofrijke buffer 2 (500 μL).
    4. Verzamel tijdens deze tweede incubatie van 20 minuten de oplossing uit de putten van de eerste incubatie in stap 2.2.1 en breng over naar microcentrifugebuizen met 50 μL 1 N perchloorzuur of fosforzuur (afhankelijk van het type HPLC, eindconcentratie 0,1 N). Het uiteindelijke volume van het monster is 550 μL. Houd microcentrifugebuizen op ijs en label de buizen # 1.
    5. Na de tweede incubatie van 20 minuten verplaatst u de weefselhouder met hersensecties of stoten naar een lege put en houdt u de plaat op ijs. Breng het supernatant over in microcentrifugebuizen die 50 μL 1 N perchloorzuur of fosforzuur bevatten. Het uiteindelijke volume van het monster is 550 μL. Houd microcentrifugebuizen op ijs en label de buizen # 2.
    6. Voeg 1 ml ijskoude buffer 1 toe aan elk putje met weefsel. Verzamel al het weefsel met behulp van een klein pincet en breng het over naar schone microcentrifugebuizen.
    7. Houd buisjes met hersenweefsel op -80 °C. Gooi de 1 ml buffer 1 weg (figuur 2B4).
    8. Filteroplossingen verkregen uit elke incubatie met behulp van microcentrifugefilterbuizen (0,22 μm) bij 2.500 x g gedurende 2 minuten. Gebruik het filtraat om het monoaminegehalte te bepalen met behulp van HPLC met elektrochemische detectie (figuur 2B5).

3. Levensvatbaarheid van weefsel

  1. MTT-test
    OPMERKING: Een belangrijk punt van zorg met betrekking tot deze experimentele opstelling is de levensvatbaarheid van het weefsel, omdat het weefsel maximaal enkele uren kan worden gebruikt59. Een MTT-test60,61 wordt gebruikt om de levensvatbaarheid van weefsel aan het einde van het experiment te bepalen. Deze test is gebaseerd op de omzetting van het gele tetrazoliumzout MTT (3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-difenyltetrazoliumbromide) naar paarse formazankristallen door levensvatbare cellen met voldoende metabolisme.
    1. Onderhoud na het experiment een aparte groep weefselmonsters en scheid ze in twee groepen.
    2. Incubeer één groep gedurende 20 minuten bij 37 °C in Triton X-100 (1%) opgelost in Buffer 2 als controle. Triton X-100 behandeling resulteert in celdood. Handhaaf de tweede groep in Buffer 2 en incubateer niet in Triton X-100 (weefsel levensvatbaarheidscontrole).
    3. Voeg MTT (stockoplossing 5 mg/ml in PBS, pH 7,4) toe aan beide groepen in de zuurstofhoudende buffer 2 tot een eindconcentratie van 0,5 mg/ml.
    4. Incubeer de weefselmonsters gedurende 20 minuten bij 37 °C, was met PBS en breng ze over in microcentrifugebuizen met 250 μL van een mengsel van SDS (10%, w/v), DMF (25%, v/v) en water om de formazankristallen op te lossen.
    5. Incubeer de monsters gedurende 24 uur.
    6. Centrifugeer de buizen gedurende 10 minuten bij 10.000 x g en meet de absorptie van het supernatant (200 μL) bij 562 nm en 690 nm met behulp van een microplaatlezer. De levensvatbaarheid van het weefsel wordt als volgt berekend: (A562-A690)/weefselgewicht.

4. HPLC-analyse van monoaminen

  1. Kwantificeer monoamineafgifte van elke experimentele aandoening met behulp van HPLC-ECD volgens eerdere protocollen13,44, met behulp van een omgekeerde fasekolom.
    1. Bereid de mobiele fase voor die nodig is voor detectie. Deze bestaat uit 100 mM fosforzuur, 100 mM citroenzuur, 0,1 mM EDTA-Na2, 600 mg/L octanesulfonzuur, 8% v/v acetonitril (uiteindelijke pH 6,0). De samenstelling van de mobiele fase is afhankelijk van het type HPLC en de gebruikte kolom.
    2. Stel de potentiaal van de elektrochemische detector (2 mm glasachtige koolstofelektrode) in op 0,46 V en stel het debiet in op 0,05 ml/min.
    3. Laad 5 μL van elk monster, inclusief neurotransmitterstandaarden in de HPLC voor auto-injectie en detectie. De hoeveelheid van elk toegevoegd monster is afhankelijk van het type HPLC dat wordt gebruikt.
    4. Zodra de HPLC de run heeft voltooid, gebruikt u de gegeven HPLC-analysesoftware om de chromatografische gegevens te verzamelen en te analyseren.
    5. Analyseer monoamine inhoud met behulp van een standaard curve samengesteld uit elke monoamine (Dopamine: DA, Noradrenaline: NE, en serotonine: 5-HT; Figuur 2C). Gebruik de resulterende chromatogrammen om het gebied onder de curve (AUC) te verkrijgen op basis van de richtlijnen van de fabrikant.

5. Weefsellysaten voorbereiden voor eiwitkwantificering

  1. Eiwit assay
    1. Voeg ijskoude lysisbuffer plus proteaseremmers (0,1 g/1 ml) toe aan elke microcentrifugebuis met hersensecties/ponsen en homogeniseer met behulp van een stamperhomogenisator. De microcentrifugebuizen moeten tijdens het homogeniseren op ijs worden gehouden om eiwitafbraak te voorkomen.
    2. Incubeer weefselhomogenaten gedurende 1 uur bij 4 °C met lichtrotatie.
    3. Centrifugeer weefsel homogeneert bij 16.000 x g gedurende 15 minuten bij 4 °C en herstel het supernatant.
    4. Bepaal de eiwitconcentratie in de supernatanten, met runderserumalbumine (BSA) als standaard.
    5. Normaliseer het monoaminegehalte in elk hersenmonster tot het totale eiwitgehalte (μg) gemeten in 250 μL hersenweefsel gelyseerd. Gebruik de onderstaande formule om het nmol monoamine/g eiwit te bepalen. df = verdunningsfactor.

figure-protocol-1

6. Statistische analyse

  1. Analyseer monoamine release (nmol / g) met behulp van eenrichtings ANOVA gevolgd door Sidak's meerdere vergelijkingstest voor post-hoc vergelijkingen.
  2. Analyseer de levensvatbaarheid van weefsel met behulp van een Unpaired Student's t-test voor onafhankelijke groepen (Controle vs. 1% Triton X-100).
  3. Stel voor alle statistische analyses het alfaniveau in op ≤ 0,05.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Deze techniek beschrijft het gebruik van hersenplakken om de afgifte van endogene monoaminen te meten met behulp van HPLC met elektrochemische detectie op basis van een 48-putplaat met een interne weefselhouder. De experimentele opstelling is weergegeven in figuur 1 en figuur 2. Aanvankelijk werd, om de levensvatbaarheid van het weefsel tegen het einde van het experiment te garanderen, een MTT-test (3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Monoamine-afgiftemetingen worden al jaren uitgevoerd in een aantal systemen zoals heterologe cellen, neuronale culturen, hersensynaptosomen, ex vivo acute hersenplakken en hele dieren13,20,41,42,58,64,65,66,67,68

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen onthullingen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door subsidies Fondecyt Initiation Fund N 11191049 aan J.A.P. en NIH-subsidie DA038598 aan G.E.T.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
48 Well plateNANAAssay
AcetonitrileFischer ScientificA998-1Mobile Phase
Calcium Chloride AhydrousSigma AldrichC1016Modified Artificial Cerebrospinal Fluid OR Efflux Buffer
Clarity SoftwareAnetc
Citric AcidSigma AldrichMobile Phase
D-(+)-GlucoseSigma1002608421Dissection Buffer
DMFSigma AldrichD4551MTT Assay
EDTA-Na2Sigma AldrichMobile Phase
GraphPad SoftwareGraphpad Software, IncStatistical Analysis
GlycerolSigma AldrichG5516Lysis buffer
HEPESSigma AldrichH3375Lysis buffer
HPLC, Decade AmperometricAnetcHPLC, LC-EC system
HPLCAmuzaHPLC HTEC-510.
L-Asrobic AcidSigma AldrichA5960Dissection Buffer
Magnesium SulfateSigma7487-88-9KH Buffer
Microcentrifuge Filter Units UltraFreeMilliporeC7554Assay - 6 to fit in 48 well plate
MTTThermo FisherM6494MTT Assay
NanosepVWR29300-606Assay; protein assay
Octanesulfonic acidSigma AldrichV800010Mobile Phase
Pargyline ClorohydrateSigma AldrichP8013Modified Artificial Cerebrospinal Fluid OR Efflux Buffer
Phosphoric AcidSigma AldrichMobile Phase
Potassium ChlorideSigma12636KH Buffer
Potassium Phosphate MonobasicSigma1001655559KH Buffer
Precisonary VF-21-0ZPrecissonaryCompresstome
Protease Inhibitor CocktailSigma AldrichP2714Lysis buffer.
Sodium BicarbonateSigmaS5761Dissection Buffer
Sodium BicarbonateSigma AldrichS5761Dissection Buffer
Sodium ChlorideSigmaS3014KH Buffer
Sodium Dodecyl SulfateSigma AldrichL3771Lysis buffer
Triton X-100Sigma AldrichT8787MTT Assay / Lysis buffer

Referenties

  1. Jesulola, E., Micalos, P., Baguley, I. J. Understanding the pathophysiology of depression: From monoamines to the neurogenesis hypothesis model - are we there yet. Behavioural Brain Research. 341, 79-90 (2018).
  2. Krystal, J. H., D'Souza, D. C., Sanacora, G., Goddard, A. W., Charney, D. S. Current perspectives on the pathophysiology of schizophrenia, depression, and anxiety disorders. Medical Clinics of North America. 85 (3), 559-577 (2001).
  3. Barone, P. Neurotransmission in Parkinson's disease: beyond dopamine. European Journal of Neurology. 17 (3), 364-376 (2010).
  4. Howell, L. L., Kimmel, H. L. Monoamine transporters and psychostimulant addiction. Biochemical Pharmacology. 75 (1), 196-217 (2008).
  5. Kirshner, Z. Z., et al. Impact of estrogen receptor agonists and model of menopause on enzymes involved in brain metabolism, acetyl-CoA production and cholinergic function. Life Sciences. 256, 117975(2020).
  6. Long, T., et al. Comparison of transitional vs surgical menopause on monoamine and amino acid levels in the rat brain. Molecular and Cellular Endocrinology. 476, 139-147 (2018).
  7. Long, T., et al. Estradiol and selective estrogen receptor agonists differentially affect brain monoamines and amino acids levels in transitional and surgical menopausal rat models. Molecular and Cellular Endocrinology. 496, 110533(2019).
  8. Burke, N. N., et al. Enhanced nociceptive responding in two rat models of depression is associated with alterations in monoamine levels in discrete brain regions. Neuroscience. 171 (4), 1300-1313 (2010).
  9. Lane, J. D., Aprison, M. H. Calciumm-dependent release of endogenous serotonin, dopamine and norepinephrine from nerve endings. Life Sciences. 20 (4), 665-671 (1977).
  10. Ramamoorthy, S., Shippenberg, T. S., Jayanthi, L. D. Regulation of monoamine transporters: Role of transporter phosphorylation. Pharmacology and Therapeutics. 129 (2), 220-238 (2011).
  11. Torres, G. E., Gainetdinov, R. R., Caron, M. G. Plasma membrane monoamine transporters: structure, regulation and function. Nature Reviews. Neuroscience. 4 (1), 13-25 (2003).
  12. Hilber, B., et al. Serotonin-transporter mediated efflux: A pharmacological analysis of amphetamines and non-amphetamines. Neuropharmacology. 49 (6), 811-819 (2005).
  13. Mauna, J. C., et al. G protein βγ subunits play a critical role in the actions of amphetamine. Translational Psychiatry. 9 (1), 81(2019).
  14. Sitte, H. H., Freissmuth, M. Amphetamines, new psychoactive drugs and the monoamine transporter cycle. Trends in Pharmacological Sciences. 36 (1), 41-50 (2015).
  15. Johnson, L. A., Guptaroy, B., Lund, D., Shamban, S., Gnegy, M. E. Regulation of amphetamine-stimulated dopamine efflux by protein kinase C β. Journal of Biological Chemistry. 280 (12), 10914-10919 (2005).
  16. Kahlig, K. M., et al. Amphetamine induces dopamine efflux through a dopamine transporter channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (9), 3495-3500 (2005).
  17. Kantor, L., Hewlett, G. H. K., Gnegy, M. E. Enhanced amphetamine- and K+ -mediated dopamine release in rat striatum after repeated amphetamine: differential requirements for Ca 2+ - and calmodulin-dependent phosphorylation and synaptic vesicles. The Journal of Neuroscience. 19 (10), 3801-3808 (2018).
  18. Brodnik, Z. D., et al. Susceptibility to traumatic stress sensitizes the dopaminergic response to cocaine and increases motivation for cocaine. Neuropharmacology. 125, 295-307 (2017).
  19. Henke, A., et al. Toward serotonin fluorescent false neurotransmitters: development of fluorescent dual serotonin and vesicular monoamine transporter substrates for visualizing serotonin neurons. ACS Chemical Neuroscience. 9 (5), 925-934 (2018).
  20. Garcia-Olivares, J., et al. Gβγ subunit activation promotes dopamine efflux through the dopamine transporter. Molecular Psychiatry. 22 (12), 1673-1679 (2017).
  21. Xiao, N., Privman, E., Venton, B. J. Optogenetic control of serotonin and dopamine release in Drosophila larvae. ACS Chemical Neuroscience. 5 (8), 666-673 (2014).
  22. Bass, C. E., et al. Optogenetic control of striatal dopamine release in rats. Journal of Neurochemistry. 114 (5), 1344-1352 (2010).
  23. Stamford, J. A. Fast cyclic voltammetry: measuring transmitter release in "real time". Journal of Neuroscience Methods. 34 (1-3), 67-72 (1990).
  24. Brodnik, Z. D., Ferris, M. J., Jones, S. R., España, R. A. Reinforcing doses of intravenous cocaine produce only modest dopamine uptake inhibition. ACS Chemical Neuroscience. 8 (2), 281-289 (2017).
  25. Brodnik, Z. D., España, R. A. Dopamine uptake dynamics are preserved under isoflurane anesthesia. Neuroscience Letters. 606, 129-134 (2015).
  26. Ferris, M. J., Calipari, E. S., Yorgason, J. T., Jones, S. R. Examining the complex regulation and drug-induced plasticity of dopamine release and uptake using voltammetry in brain slices. ACS Chemical Neuroscience. 4 (5), 693-703 (2013).
  27. Siciliano, C. A., Calipari, E. S., Ferris, M. J., Jones, S. R. Biphasic mechanisms of amphetamine action at the dopamine terminal. The Journal of Neuroscience The Official Journal of the Society for Neuroscience. 34 (16), 5575-5582 (2014).
  28. Rice, M. E., et al. Direct monitoring of dopamine and 5-HT release in substantia nigra and ventral tegmental area in vitro. Experimental Brain Research. 100 (3), 395-406 (1994).
  29. Bunin, M. A., Prioleau, C., Mailman, R. B., Wightman, R. M. Release and uptake rates of 5-hydroxytryptamine in the dorsal raphe and substantia nigra reticulata of the rat brain. Journal of Neurochemistry. 70 (3), 1077-1087 (1998).
  30. Park, J., Takmakov, P., Wightman, R. M. In vivo comparison of norepinephrine and dopamine release in rat brain by simultaneous measurements with fast-scan cyclic voltammetry. Journal of Neurochemistry. 119 (5), 932-944 (2011).
  31. Park, J., Bhimani, R. V., Bass, C. E. In vivo electrochemical measurements of norepinephrine in the brain: current status and remaining challenges. Journal of the Electrochemical Society. 165 (12), 3051-3056 (2018).
  32. Butcher, S. P., Fairbrother, I. S., Kelly, J. S., Arbuthnott, G. W. Amphetamine-induced dopamine release in the rat striatum: an in vivo microdialysis study. Journal of Neurochemistry. 50 (2), 346-355 (1988).
  33. Garcia-Olivares, J., et al. Inhibition of dopamine transporter activity by G protein βγ subunits. PLoS One. 8 (3), 1-9 (2013).
  34. Carneiro, A. M. D., Blakely, R. D. Serotonin-, protein kinase C-, and Hic-5-associated redistribution of the platelet serotonin transporter. Journal of Biological Chemistry. 281 (34), 24769-24780 (2006).
  35. Rajamanickam, J., et al. Akt-mediated regulation of antidepressant-sensitive serotonin transporter function, cell-surface expression and phosphorylation. The Biochemical Journal. 468 (1), 177-190 (2015).
  36. Egaña, L. A., et al. Physical and functional interaction between the dopamine transporter and the synaptic vesicle protein synaptogyrin-3. The Journal of Neuroscience The Official Journal of the Society for Neuroscience. 29 (14), 4592-4604 (2009).
  37. Guptaroy, B., Fraser, R., Desai, A., Zhang, M., Gnegy, M. E. Site-directed mutations near transmembrane domain 1 alter conformation and function of norepinephrine and dopamine transporters. Molecular Pharmacology. 79 (3), 520-532 (2011).
  38. Ordway, G. A., et al. Norepinephrine transporter function and desipramine: Residual drug effects versus short-term regulation. Journal of Neuroscience Methods. 143 (2), 217-225 (2005).
  39. Steinkellner, T., et al. Amphetamine action at the cocaine- and antidepressant-sensitive serotonin transporter is modulated by CaMKII. Journal of Neuroscience. 35 (21), 8258-8271 (2015).
  40. Guptaroy, B., et al. A juxtamembrane mutation in the N terminus of the dopamine transporter induces preference for an inward-facing conformation. Molecular Pharmacology. 75 (3), 514-524 (2009).
  41. Carpenter, C., et al. Direct and systemic administration of a CNS-permeant tamoxifen analog reduces amphetamine-induced dopamine release and reinforcing effects. Neuropsychopharmacology. 42 (10), 1940-1949 (2017).
  42. Aquino-Miranda, G., Escamilla-Sánchez, J., González-Pantoja, R., Bueno-Nava, A., Arias-Montaño, J. -A. Histamine H3 receptor activation inhibits dopamine synthesis but not release or uptake in rat nucleus accumbens. Neuropharmacology. 106, 91-101 (2016).
  43. Reddy, I. A., et al. Glucagon-like peptide 1 receptor activation regulates cocaine actions and dopamine homeostasis in the lateral septum by decreasing arachidonic acid levels. Translational Psychiatry. 6 (5), 809(2016).
  44. Koutzoumis, D. N., et al. Alterations of the gut microbiota with antibiotics protects dopamine neuron loss and improve motor deficits in a pharmacological rodent model of Parkinson's disease. Experimental Neurology. 325, 113159(2020).
  45. Herdon, H., Strupish, J., Nahorski, S. R. Differences between the release of radiolabelled and endogenous dopamine from superfused rat brain slices: Effects of depolarizing stimuli, amphetamine and synthesis inhibition. Brain Research. 348 (2), 309-320 (1985).
  46. Thongsaard, W., Kendall, D. A., Bennett, G. W., Marsden, C. A. A simple method for measuring dopamine release from rat brain slices. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 37 (3), 143-148 (1997).
  47. Dorris, D. M., Hauser, C. A., Minnehan, C. E., Meitzen, J. An aerator for brain slice experiments in individual cell culture plate wells. Journal of Neuroscience Methods. 238, 1-10 (2014).
  48. Humpel, C. Organotypic brain slice cultures: a review. Neuroscience. 305, 86-98 (2015).
  49. Papouin, T., Haydon, P. Obtaining acute brain slices. BIO-PROTOCOL. 8 (2), 477-491 (2018).
  50. Collingridge, G. L. The brain slice preparation: a tribute to the pioneer Henry McIlwain. Journal of Neuroscience Methods. 59 (1), 5-9 (1995).
  51. Yamamoto, C., McIlwain, H. Electrical activities in thin sections from the mammalian brain maintained in chemically-defined media in vitro. Journal of Neurochemistry. 13 (12), 1333-1343 (1966).
  52. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Scientific Reports. 4, 4-10 (2014).
  53. Kako, H., Fukumoto, S., Kobayashi, Y., Yokogoshi, H. Effects of direct exposure of green odour components on dopamine release from rat brain striatal slices and PC12 cells. Brain Research Bulletin. 75 (5), 706-712 (2008).
  54. McBride, W. J., Murphy, J. M., Lumeng, L., Li, T. -K. Effects of ethanol on monoamine and amino acid release from cerebral cortical slices of the alcohol-preferring P line of rats. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 10 (2), 205-208 (1986).
  55. Chen, J. C., Turiak, G., Galler, J., Volicer, L. Effect of prenatal malnutrition on release of monoamines from hippocampal slices. Life Sciences. 57 (16), 1467-1475 (1995).
  56. Becker, J. B., Castañeda, E., Robinson, T. E., Beer, M. E. A simple in vitro technique to measure the release of endogenous dopamine and dihydroxyphenylacetic acid from striatal tissue using high performance liquid chromatography with electrochemical detection. Journal of Neuroscience Methods. 11 (1), 19-28 (1984).
  57. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. London. (2007).
  58. Dailey, J. W., Reith, M. E. A., Steidley, K. R., Milbrandt, J. C., Jobe, P. C. Carbamazepine-induced release of serotonin from rat hippocampus in vitro. Epilepsia. 39 (10), 1054-1063 (1998).
  59. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Scientific Reports. 4, 5309(2014).
  60. Mewes, A., Franke, H., Singer, D. Organotypic brain slice cultures of adult transgenic P301S mice-A model for tauopathy studies. PLoS One. 7 (9), (2012).
  61. Rönicke, R., et al. AB mediated diminution of MTT reduction - An artefact of single cell culture. PLoS One. 3 (9), (2008).
  62. Ihalainen, J. A., Riekkinen, P., Feenstra, M. G. P. Comparison of dopamine and noradrenaline release in mouse prefrontal cortex, striatum and hippocampus using microdialysis. Neuroscience Letters. 277 (2), 71-74 (1999).
  63. Richards, D. A., Obrenovitch, T. P., Symon, L., Curzon, G. Extracellular dopamine and serotonin in the rat striatum during transient ischaemia of different severities: a microdialysis study. Journal of Neurochemistry. 60 (1), 128-136 (1993).
  64. Fog, J. U., et al. Calmodulin kinase II interacts with the dopamine transporter C terminus to regulate amphetamine-induced reverse transport. Neuron. 51 (4), 417-429 (2006).
  65. Balázsa, T., Bíró, J., Gullai, N., Ledent, C., Sperlágh, B. CB1-cannabinoid receptors are involved in the modulation of non-synaptic [3H]serotonin release from the rat hippocampus. Neurochemistry International. 52 (1), 95-102 (2008).
  66. Schechter, L. E. The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 282 (1), 262-270 (1997).
  67. Boudanova, E., Navaroli, D. M., Stevens, Z., Melikian, H. E. Dopamine transporter endocytic determinants: carboxy terminal residues critical for basal and PKC-stimulated internalization. Molecular and Cellular Neuroscience. 39 (2), 211-217 (2008).
  68. Bowyer, J. F., et al. Interactions of MK-801 with glutamate-, glutamine- and methamphetamine-evoked release of [3H]dopamine from striatal slices. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 257 (1), 262-270 (1991).
  69. Perszyk, R. E., et al. GluN2D-containing N-methyl-D-aspartate receptors mediate synaptic transmission in hippocampal interneurons and regulate interneuron activity. Molecular Pharmacology. 90 (6), 689-702 (2016).
  70. Jones, S. R., et al. Profound neuronal plasticity in response to inactivation of the dopamine transporter. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (7), 4029-4034 (1998).
  71. Jedema, H. P., Narendran, R., Bradberry, C. W. Amphetamine-induced release of dopamine in primate prefrontal cortex and striatum: striking differences in magnitude and timecourse. Journal of Neurochemistry. 130, 490-497 (2014).
  72. Buchmayer, F., et al. Amphetamine actions at the serotonin transporter rely on the availability of phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (28), 11642-11647 (2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Hoge resolutie vloeistofchromatografieelektrochemische detectiemonoaminetransporteurvesiculaire afgiftefarmacologische conditiesdopamine meting
Een op platen gebaseerde test voor de meting van endogene monoamineafgifte in acute hersenplakken
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.