Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een syngeneïsch orthotopisch osteosarcoom Sprague Dawley Rat-model met amputatie om de metastasesnelheid te beheersen

3.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62139

⸱

3 mei 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular and Comparative Pathobiology, The Johns Hopkins University School of Medicine, 2Sidney Kimmel Comprehensive Cancer Center, Johns Hopkins University, 3Department of Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 4Department of Coloproctological Surgery, Juntendo University Faculty of Medicine, 5Program for Comparative Medicine, Gene Therapy Program, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 6Tuskegee College of Veterinary Medicine, 7Department of Human Pathology, Juntendo University Faculty of Medicine, 8Department of Surgery, Juntendo University Shizuoka Hospital, Juntendo University School of Medicine, 9Department of Urology, The Johns Hopkins School of Medicine, 10Department of Gastroenterology and Minimally Invasive Surgery, Juntendo University Faculty of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Hier wordt een syngenetische orthotopische implantatie gevolgd door een amputatieprocedure van het osteosarcoom met spontane pulmonale metastase beschreven die kan worden gebruikt voor preklinisch onderzoek van metastasebiologie en ontwikkeling van nieuwe therapieën.

Samenvatting

De meest recente vooruitgang in de behandeling van osteosarcoom (OS) vond plaats in de jaren 1980 toen multi-agent chemotherapie werd aangetoond dat het de algehele overleving verbeterde in vergelijking met chirurgie alleen. Om dit probleem aan te pakken, is het doel van de studie om een minder bekend model van OS bij ratten te verfijnen met een uitgebreide histologische, beeldvormings-, biologische, implantatie- en amputatiechirurgische benadering die de overleving verlengt. We gebruikten een immunocompetente, gefokte Sprague-Dawley (SD), syngenetisch ratmodel met geïmplanteerde UMR106 OS-cellijn (afkomstig van een SD-rat) met orthotopische tibiale tumorimplantaten in 3 weken oude mannelijke en vrouwelijke ratten om pediatrische OS te modelleren. We ontdekten dat ratten reproduceerbare primaire en gemetastaseerde longtumoren ontwikkelen en dat ledemaatamputaties 3 weken na implantatie de incidentie van pulmonale metastase aanzienlijk verminderen en onverwachte sterfgevallen voorkomen. Histologisch gezien leken de primaire en gemetastaseerde besturingssystemen bij ratten sterk op humane OS. Met behulp van immunohistochemische methoden toont de studie aan dat ratten OS zijn geïnfiltreerd met macrofagen en T-cellen. Een eiwitexpressie-onderzoek van OS-cellen onthult dat deze tumoren ErbB-familiekinasen tot expressie brengen. Omdat deze kinasen ook sterk tot expressie komen in de meeste menselijke besturingssystemen, kan dit rattenmodel worden gebruikt om ErbB-routeremmers te testen voor therapie.

Inleiding

Osteosarcoom (OS) is de meest voorkomende primaire bottumor bij kinderen, adolescenten en jonge volwassenen. De meest recente vooruitgang in de behandeling van OS vond plaats in de jaren 1980 toen multi-agent chemotherapie de algehele overleving bleek te verbeteren in vergelijking met chirurgie alleen1. OS ontwikkelt zich tijdens snelle botgroei, meestal voorkomend in lange buisvormige botten zoals dijbeen, scheenbeen en opperarmbeen. Ze worden gekenmerkt door een osteolytisch, osteoblastisch of gemengd uiterlijk met opmerkelijke periostale reactie2. Chemotherapie en chirurgische resectie kunnen de uitkomst verbeteren voor patiënten met een 5-jaarsoverleving voor 65% van de patiënten2,3. Helaas hebben hooggradige OS-patiënten met gemetastaseerde ziekte een overleving van 20%. OS dringt regionaal binnen en metastaseert voornamelijk naar de longen of andere botten en komt vaker voor bij mannen. De meest dwingende behoefte voor deze jonge patiënten is een nieuwe therapie die de levensvatbaarheid van metastasen op afstand voorkomt en elimineert.

OS preklinische modellen zijn beoordeeld4,5,6,7 en er zijn weinig beschikbare immunocompetente modellen ontwikkeld met behulp van amputatie van orthotopisch OS. In 2000 werd een belangrijk model ontwikkeld met BALB/c muizen met orthotopisch syngeneïsch OS en amputatie8. Vergeleken met dit muismodel is het rattenmodel gebaseerd op genetisch gefokte en 10 keer grotere dieren, wat tot enkele voordelen leidt. Het rat UMR106-model werd ontwikkeld op basis van een 32P geïnduceerde OS in een Sprague Dawley (SD) rat, die werd afgeleid in een cellijn9. In 2001 werd orthotopische implantatie van UMR106-01 voor het eerst beschreven in geïmplanteerde tibia's van athymische muizen met snelle, consistente primaire tumorontwikkeling en radiologische, histologische kenmerken die gemeen hebben met OS bij mensen. Pulmonale metastasen ontwikkelden en waren afhankelijk van orthotopische plaatsing van UMR106 in de botmicro-omgeving10. In 2009 hebben Yu et al.11 een reproduceerbaar orthotopisch femur OS-ratmodel vastgesteld met behulp van UMR106-cellen in grotere mannelijke SD-ratten. De succesvolle tumorimplantaties en longmetastasesnelheid bij ratten zonder amputatie waren vergelijkbaar met de hier gepresenteerde gegevens. In deze studie werd een toegevoegde amputatie aan het model uitgevoerd met behulp van jonge ratten, wat suggereerde dat de timing van primaire tumorverwijdering cruciaal is bij het modelleren van OS, vooral gerelateerd aan metastatische progressie. Met deze verfijning verbeteren amputatie en in vivo beeldvorming dit model voor preklinische studies voor de beoordeling van nieuwe geneesmiddelen voor OS.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures en experimenten met ratten werden uitgevoerd volgens protocollen die zijn goedgekeurd door het Johns Hopkins Animal Care and Use Committee.

1. Het SD rat OS cellijn UMR-106 celkweekprotocol

  1. Kweekcellen in DMEM, aangevuld met 10% (v/v) FBS, penicilline (10 U/ml)-streptomycine (10 U/ml) bij 37 °C in een bevochtigde 5% CO2-atmosfeer. Voer experimenten uit met cellen met passages van 2-812.

2. Intratibiale injectie van OS-cellen protocol

OPMERKING: Tijdgebonden zwangere SD-ratten bevallen in de dierenfaciliteit en op de leeftijd van 3 weken worden nesten gebruikt (aangezien UMR 106-cellijn syngenetisch is voor SD-ratten, is er geen bestraling nodig).

  1. Inductie
    1. Plaats de rat in een middelgrote inductiekamer en induceer anesthesie met 2% -3% isofluraan. Controleer het dier continu op de diepte van de anesthesie door reflex tot teen knijpen, ademhalingsfrequentie en karakter.
    2. Steek de neus in de neuskegel. Indien nodig vastzetten met tape.
    3. Verwijder het haar op het rechterbeen tot aan de ventrale en de dorsale onderbuik met een tondeuse of gebruik ontharingsmiddel. Plaats de rat in rugligging.
    4. Schrob het operatiegebied aseptisch met 70% ethanol en verdun chloorhexidineacetaat of verdun betadine. Begin rond het gebied van de knie en scrub in een cirkelvormige beweging, zowel proximaal als distaal. Herhaal deze stap drie keer. Er wordt geen gordijn gebruikt voor tumorimplantatie.
    5. Breng oogglijmiddel aan in beide ogen van de rat om uitdroging van het hoornvlies veroorzaakt door anesthesie te voorkomen. Plaats de rat op een verwarmingskussen met lage temperatuur. Zorg ervoor dat de rat een normale lichaamstemperatuur (37 °C) en een normale ademhalingsfrequentie heeft.
  2. Chirurgie
    1. Schakel isofluraan in bij ~1,5%-2% (voor onderhoud). Zorg ervoor dat het dier zich op een adequaat niveau van anesthesie bevindt door het ontbreken van een teenknijperreflex. Zo niet, verhoog dan het isofluraanpercentage tot 2,5%.
    2. Markeer een steriele naald (ongeveer 22 G) op 10 mm van de punt voor geleiding van de diepte om in te brengen.
    3. Steek de naald 10 mm naar beneden in de diafyse van het scheenbeen door de gebogen knie in het midden van het tibiale plateau binnen te gaan en de naald door de metafyse in de diafyse uit te strekken met behulp van een lichte boorachtige beweging om een opening te maken. Verwijder de naald.
    4. Laad de celsuspensie in de Hamilton-spuit direct voor injectie in het scheenbeen. Om dit te doen, mengt u de cellen voorzichtig voordat u in de spuit trekt, omdat de zwaartekracht de cellen in de bodem van de buis laat bezinken.
      OPMERKING: Cellen kunnen worden bewaard in een buis van 1,5 tot 2 ml (bij kamertemperatuur) voordat ze na zorgvuldig mengen in de Hamilton-spuit (100 μL) worden getrokken. Cellen kunnen tijdens de implantatieprocedure gedurende 2-3 uur op kamertemperatuur worden gehouden. Controleer altijd de cel levensvatbaarheid van cellen in de buis voor en dan na de implantatiesessie. Trypan blauwe uitsluiting is de gemakkelijkste methode voor de beoordeling van de levensvatbaarheid van cellen.
    5. Zodra het bot is doorkruist met de eerste naald, plaatst u een tweede naald (naald met kleinere diameter die ook op 10 mm is gemarkeerd) die is bevestigd aan de Hamilton-spuit van 100 μL geladen met cellen. Zorg ervoor dat u de naald tot de markering van 10 mm in hetzelfde gat steekt dat zich uitstrekt in de diafyse.
    6. 20 μL van 75.000 OS-cellen suspensie in PBS voorzichtig in de diafyse en mergholte lozen.
      OPMERKING: De naald mag niet wiebelen in het bot en moet veilig aanvoelen. Als de naald gemakkelijk beweegt, kan de cortex bij de diafyse zijn doorkruist. Herhaal het inbrengen opnieuw om een stevigere plaatsing te krijgen voor de injectie van cellen.
    7. Verwijder de Hamiltonnaald van het bot.
      OPMERKING: Als zich een kleine druppel bloed vormt, oefen dan lichte druk uit. Als zich duidelijke vloeistofdruppel vormt op de punctieplaats, is de naald mogelijk niet ver genoeg in het bot uitgeschoven en is de tumorcelsuspensie mogelijk teruggelekt door het gat. Noteer dit in de notities, maar over het algemeen zal tumorimplantatie succesvol zijn. Met ervaring moet de tumorimplantatieprocedure 5 minuten per rat duren. Met ervaring zal de tumorimplantatie van cellen in het bot gemakkelijker worden. Accidentele injectie van cellen in de spier rond het bot, kan niet leiden tot de tumor micro-omgeving die nodig is voor pulmonale metastase.
  3. Terugwinning
    1. Zorg ervoor dat de rat normotherme is. Plaats de rat in een kooi met een verwarmingskussen onder de kooi geplaatst voor herstel.
    2. Na volledig wakker, mobiel en goed ademen, injecteert u de ratten met Buprenorfine (1,0-1,2 mg / kg SC).
      OPMERKING: Om toegang te krijgen tot Buprenorfine, neem contact op met de instelling om opties voor goedkeuring via het veterinaire personeel te zien om de bestelling te plaatsen.
    3. Verplaats de ratten terug naar schone kooien en controleer één keer per dag, elke week.

3. Meting en monitoring

  1. Meet de tumorgrootte 9-10 dagen na de implantatie en vervolgens elke 2 dagen tot 3 weken na de implantatie om een groeisnelheid vast te stellen. Meet de maximale diameter van het scheenbeen met behulp van een elektronische of handmatige remklauw. Sla de gegevens op in een spreadsheet met een formule om het tumorvolume te berekenen. Meet het contralaterale (niet geïmplanteerde scheenbeen) als basislijn.
    OPMERKING: De geïmplanteerde achterklepdiameters worden gebruikt als surrogaat voor tumorgrootte. De achterpoten worden loodrecht op de tibia lange as gemeten bij de grootste diameter voor twee metingen, ventraal / dorsaal en media / lateraal op de ledemaat. Het geschatte tumorvolume wordt berekend met de formule11: Tumorvolume (mm3) = grootste diameter (mm) x kleinste diameter (mm)2/2.
  2. Overweeg de ratten voor overlevingsamputatie of chemotherapiebehandeling wanneer tumoren 15 mm naderen in de grootste afmeting of 3 weken na tumorimplantatie. De contralaterale ledemaat meet ongeveer 7-9 mm bij de meeste ratten op deze leeftijd.

4. Doxorubicine intraveneuze toediening

  1. Verdoof de ratten met 2% isofluraan. Bereid de huid over de halsader met drie chirurgische wasbeurten met betadine en alcohol zoals beschreven13.
  2. Visualiseer onder zorgvuldige dissectie de rechter- of linker halsader. Steek de naald in de bovenliggende spier en richt vervolgens naar de kop van de rat in het jugulaire aderlumen zoals het wordt gevisualiseerd in de halsader anterieur aan de borstspier.
    1. Wanneer de naald in de halsader wordt ingebracht, trekt u voorzichtig bloed in de spuit om een goede inbrenging te garanderen. Het is mogelijk om te geloven dat de naald door de ader is, maar de naald bevindt zich onder de ader en niet in het lumen. Als de halsader te klein wordt voor injecties bij stompe ontleding om de halsader bloot te leggen, gebruik dan de andere halsader voor de injectie.
  3. Injecteer doxorubicine (2 mg/kg) langzaam gedurende 1 minuut in een volume van 100-150 μL. De oplossing kan tijdens de bevalling intraveneus in de halsader worden gevisualiseerd.
  4. Injecteer vergelijkbare volumes normale zoutoplossing bij controleratten.
  5. Verwijder de naald en oefen zachte druk uit op de ader met een steriel gaasje.
  6. Sluit de huidincisie met behulp van 3-4 wondclips. Verwijder de clips 7-10 dagen na de injectie.
    OPMERKING: Ratten proberen meestal geen metalen clips te verwijderen, maar zullen bijten en hechtingen verwijderen. De jugulaire injectiemethode heeft de voorkeur boven staartaderinjecties voor doxorubicine, omdat elk medicijn dat buiten het vat lekt necrose van de staart veroorzaakt waarvoor staartamputatie nodig kan zijn.

5. Amputatieprotocol voor de achterpoten

  1. Inductie
    1. Plaats de rat in een middelgrote inductiekamer en induceer anesthesie met 2% -4% isofluraan. Controleer de rat continu op de diepte van de anesthesie.
      OPMERKING: De inductiekamer wordt naar een houtskoolbus gebracht en alle andere gassen worden verwijderd door een down-draft tabel die wordt gebruikt voor een operatie.
    2. Steek de neus in een neuskegel. Indien nodig vastzetten met tape.
      OPMERKING: Deze procedure wordt uitgevoerd op een down-draft tabel om overtollige vluchtige gassen (d.w.z. isofluraan) op te ruimen.
    3. Verwijder het haar op het rechterbeen tot aan de ventrale en de dorsale onderbuik met een tondeuse of gebruik ontharingsmiddel. Plaats de rat in rugligging.
    4. Schrob het operatiegebied aseptisch met 70% ethanol en verdun chloorhexidineacetaat of verdun betadine. Bereid de huid voor op een operatie van het midden van de kuit tot het huidgebied net boven het heupgewricht van de rechter onderbuik. Schrob het been proximaal en het distale gebied omcirkeld. Herhaal deze stap drie keer.
    5. Breng het oogglijmiddel aan in beide ogen van de rat. Zorg ervoor dat de rat een normale lichaamstemperatuur (37 °C) en normale vitale functies heeft. Bewaak en regel de lichaamstemperatuur met behulp van een verwarmingskussen dat is aangesloten op een rectale temperatuurvoelermonitor.
  2. Chirurgie
    1. Zet isofluraan aan bij 1,5%-3% (onderhoud). Controleer op verdovingsdiepte, inclusief reactie op teenknijpen, ademhalingsfrequentie en karakter. Pas de snelheid van isofluraan indien nodig aan om een geschikt niveau van anesthesie te behouden.
      OPMERKING: Ademhalingsfrequentie tijdens anesthesie moet tussen 50-100 ademhalingen per minuut liggen. Diepe, onregelmatige ademhalingen zijn een indicatie dat de rat te diep verdoofd is.
    2. Open steriele instrumentenpakketten en gordijnen en trek steriele handschoenen aan. Zorg ervoor dat u de steriliteit behoudt gedurende de duur van de procedure. Basis steriele chirurgische instrumenten die nodig zijn, zijn onder meer scalpelbladhouder, tang, hemostaten, naaldhouder, schaar en wondclip-applier.
    3. Trek de poot van de rat door de opening van het steriele chirurgische gordijn. Zorg ervoor dat het dier zich op een adequaat niveau van anesthesie bevindt via een teenknijperreflex.
    4. Maak met behulp van een scalpelmes of chirurgische schaar een omtrekkende, cutane incisie net proximaal aan de stifle (kniegewricht).
    5. Deglove de achterste ledemaat met behulp van gaas of stompe dissectie om de dijbeenslagader en ader bloot te leggen op het ventraal-mediale oppervlak van de achterpoot.
    6. Lireer de vaten met behulp van 4-0 absorbeerbare hechtingen ter hoogte van het middendijbeen en transect distaal.
    7. Klem de ader distaal vast om lekkage tijdens spierdissectie te verminderen.
      OPMERKING: Omtrekkende musculatuur zal distaal worden getransecteerd naar het niveau van ligatie van het femorale slagadervat en spieren verhoogd van het dijbeen tot het niveau van het coxofemorale gewricht.
    8. Gebruik stompe dissectie om het heupgewricht te abducteren met laterale naar buiten gerichte rotatie.
    9. Zoek de kop van het dijbeen en disarticuleer het van het acetabulum. Snijd het resterende weefsel af dat het been aan het lichaam vasthoudt.
    10. Geef een spatblok aan het acetabulum en de heupzenuw met ongeveer 6 mg/kg Ropivacaïne.
    11. Sluit de musculatuur over het acetabulum met behulp van een eenvoudige onderbroken hechting (4-0, absorbeerbare hechting).
      OPMERKING: Extra 0,5% bupivacaïne of lidocaïne (0,15-0,2 mg totaal) kan worden geïnjecteerd op verschillende plaatsen langs de gesloten spierlaag (lokale infiltratie / spatblok).
    12. Verzet en sluit de randen van de huid met behulp van wondclips die om de 5-10 mm uit elkaar worden geplaatst.
  3. Terugwinning
    1. Plaats de rat in een schone herstelkooi met warmteondersteuning met behulp van een verwarmingskussen dat onder de kooi is geplaatst.
      OPMERKING: Om hyperthermie te voorkomen, mag het verwarmingskussen niet in direct contact staan met het dier en mag het niet hoger zijn dan 40 °C.
    2. Controleer het dier totdat het volledig herstelt en normotherme is (37,5-39 °C).
      OPMERKING: Het dier mag niet onbeheerd worden achtergelaten totdat het volledig bewust en streng ligt en gemakkelijk door de kooi beweegt.
    3. Na volledig wakker, mobiel en goed ademen, injecteert u de ratten met Buprenorfine (1,0-1,2 mg / kg SC).
      OPMERKING: Het geven van buprenorfine bij een verdoofde rat kan het herstel belemmeren.
    4. Dien 10 ml warme ringer-oplossing met lactatie subcutaan toe tussen de schouderbladen.
    5. Verplaats de ratten terug naar de schone kooi en herenig je met soortgenoten.
    6. Controleer alle dieren tweemaal daags voor de volgende maand op tekenen van pijn en angst, waaronder piloerection, gebogen houding of onopvallendheid of tekenen van infectie op de incisieplaats, waaronder erytheem, etterende afscheiding of wonddehiscentie.
      OPMERKING: Tot op heden hebben we bij geen van de dieren klinische symptomen (zoals infecties) waargenomen na postoperatief herstel. Slechts één rat had een dehiscentie met hechtingen, waarna wondklemmen werden gebruikt om wonden zonder verdere problemen te sluiten.
    7. Dien buprenorfine of meloxicam toe aan dieren met klinische symptomen van pijn bij gepubliceerde doses in overleg met een dierenarts voor proefdieren.
    8. Dien antibiotica (d.w.z. cefalosporine) toe aan dieren die klinische symptomen van pijn vertonen bij gepubliceerde doses in overleg met een dierenarts voor proefdieren.
      OPMERKING: Alle dieren die langdurige tekenen van pijn of angst vertonen die niet verbeteren met pijnstillers of dieren die tekenen van infectie vertonen die niet reageren op antibiotica, moeten op humane wijze worden geëuthanaseerd.

6. Beeldvorming met röntgenfoto's

  1. Na tumorimplantatie, beeld de tibia's en longen niet-invasief in om tumorgroei te detecteren met behulp van röntgenfoto's met een machine die is ontworpen voor knaagdieren.
  2. Verdoof de ratten zoals eerder gedaan.
  3. Maak foto's met 3x vergroting gedurende 6 s bij 25 kV.
  4. Verwerk de film met behulp van de röntgenprocessor. Röntgenfoto's kunnen ook digitaal worden gescand.

7. Obductie procedure

  1. Euthanaseer de ratten met CO2. Bevestig de dood door gebrek aan hartslag en trek onmiddellijk 3 ml bloed uit het hart voor serum- of plasmamonsters.
  2. Open de thorax en de buik voor onderzoek.
  3. Isoleer de luchtpijp en cannulaat met een (18 G) katheter. Om de katheter in de luchtpijp te bevestigen, bindt u een zijden hechtdraad rond beide luchtpijpen met de katheter.
  4. Sluit de infusiekatheter aan op een spuit van 3 of 5 ml. Infundeer formaline of zoutoplossing om de longkwabben voorzichtig op te blazen voor betere histologische monsters. Bij infusie zullen de longen opzwellen en een betere visualisatie van pulmonale metastasen mogelijk maken.
  5. Onderzoek, ontleed en weeg alle geselecteerde thoracale en abdominale organen (zoals lever, nieren).
  6. Fixeer de organen in formaline voor histopathologie of bevries op droogijs, 2-methylbutaan of vloeibare stikstof.
  7. Voor de evaluatie van eiwitexpressie met behulp van western blot, maak lysaten van bevroren weefsels. Antilichamen die reageren met rattenweefsels zijn gedetailleerd13.

8. Immunohistochemie

  1. Verwerk het primaire OS-weefsel, insluiten in paraffine en sectie het voor immunohistochemische kleuring.
  2. Haal het antigeen na deparaffinisatie op met citraatbuffer (pH 6,0). Incubeer in 0,3% H2O2 in methanol gedurende 30 minuten om endogene peroxidase te doven.
  3. Blokkeer de 5 μm dikke paraffinesecties met normaal serum.
  4. Incubeer met primaire anti-CD68- en CD3-antilichamen (zie tabel) gedurende de nacht bij 4 °C.
  5. Spoel de secties in PBS en incubeer ze in HRP-polymeer met behulp van een detectiekit.
    OPMERKING: Immunostaining werd ontwikkeld met diaminobenzidine als een chromogeen.

9. Western blotting

  1. Lyseer de UMR-106-cellen in 200-300 μL lysisbuffer14 om standaard gel-elektroforese en western blotting uit te voeren.
  2. Gebruik 4% tot 12% Bis-Tris gels.
  3. Incubate in anti-ErbB2, anti-ErbB4, anti-EGFR, anti-ERK, β-actine of anti-muis β2-AR primair antilichaam (zie tabel) en mierikswortel peroxidase-gebonden secundair antilichaam.
  4. Voeg het chemiluminescente substraat toe. Stel de membranen bloot aan röntgenfilm.
    OPMERKING: β-actine niveaus worden gebruikt als belastingscontroles.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Immunocompetente SD-gefokte ratten worden gebruikt voor deze OS-studies, die een diermodel bieden met een intact immuunsysteem. We hebben de UMR106-cellijn van ATCC gebruikt, ontwikkeld uit cellen die aanvankelijk werden geïsoleerd uit een OS van een SD-rat. We implanteerden de cellen in SD-ratten en leverden zo een syngenetisch model op voor OS. UMR106-cellen worden geïmplanteerd in het scheenbeen van 3 weken oude mannelijke en vrouwelijke SD-ratten, waarbij een pediatrisch OS-model wordt gesimuleerd. Bovendien geeft de...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Ratten met OS tibiale implantaten ontwikkelen meetbare tumoren tegen 3 weken na implantatie. Als ledematen met tumoren 3 weken na implantatie worden geamputeerd, is de incidentie van longmetastase aanzienlijk verminderd. Besturingssystemen zijn zowel osteolytisch als osteoblastisch. Ratten zonder amputatie ontwikkelen longmetastasen die meervoudig en variabel zijn, waargenomen door radiografie of bij obductie tegen 7 weken na implantatie. EGFR, ErbB2 en ErbB4 worden uitgedrukt in rat UMR106 OS, vergelijkbaar met het mens...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Geen openbaarmaking te verklaren.

Dankbetuigingen

NIH-financiering via het National Cancer Institute, subsidie # CA228582. Shun Ishiyama ontvangt momenteel een subsidie van Toray Medical Co., Ltd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AKTCell Signaling TECHNOLOGY4685S
absorbable sutureEthiconJ214H
β-actinSANTA CRUZ BIOTECHNOLOGYsc-47778
β2-AR antibodySANTA CRUZ BIOTECHNOLOGYsc-569vervangen door β2-AR (E-3): sc-271322
Bis–Tris gelsThermo FisherNP0321PK2
Buprenorphine SR LabZooPharmIZ-70000-201908
CD3 antibodyDako#A0452
CD68 antibodyeBioscience#14-0688-82
Chemiluminescent substratecytivaRPN2232
CL-Xposure filmThermo Fisher34089
Complete Anesthesia SystemEVETEQUIP922120
diaminobenzidineVECTOR LABORATORIESSK-4100
DoxorubicinActavisNDC 45963-733-60
EGFR antibodySANTA CRUZ BIOTECHNOLOGYsc-03vervangen door EGFR (A-10): sc-373746
ERBB2 antibodySANTA CRUZ BIOTECHNOLOGYsc-284vervangen door Neu (3B5): sc-33684
ERBB4 antibodySANTA CRUZ BIOTECHNOLOGYsc-283vervangen door ErbB4 (C-7): sc-8050
ERK antibodySANTA CRUZ BIOTECHNOLOGYsc-514302
eye lubricantPHARMADERMNDC 0462-0211-38
Hamilton syringe (100 µL)HamiltonModel 1710 SN SYR
horseradish peroxidase-linked secondary antibodycytivaNA934
HRP polymer detection kitVECTOR LABORATORIESMP-7401
HRP polymer detection kitVECTOR LABORATORIESMP-7402
isofluraneBUTLER SCHEINNDC 11695-6776-2
isoflurane vaporizerEVETEQUIP911103
UMR-106 cellATCCCRL-1661
X-rayFaxitronUltraFocus
X-ray processorHope X-Ray Peoducts IncMicroMax X-ray ProcessorHope Processors zijn niet meer beschikbaar in de VS
wound clipsBECTON DICKINSON427631

Referenties

  1. Link, M. P., et al. The effect of adjuvant chemotherapy on relapse-free survival in patients with osteosarcoma of the extremity. New England Journal of Medicine. 314 (25), 1600-1606 (1986).
  2. Bielack, S. S., et al. Prognostic factors in high-grade osteosarcoma of the extremities or trunk: an analysis of 1,702 patients treated on neoadjuvant cooperative osteosarcoma study group protocols. Journal of Clinical Oncology. 20 (3), 776-790 (2002).
  3. Botter, S. M., Neri, D., Fuchs, B. Recent advances in osteosarcoma. Current Opinion in Pharmacology. 16, 15-23 (2014).
  4. Ek, E. T. H., Dass, C. R., Choong, P. F. M. Commonly used mouse models of osteosarcoma. Critical Reviews in Oncology Hematology. 60 (1), 1-8 (2006).
  5. Guijarro, M. V., Ghivizzani, S. C., Gibbs, C. P. Animal models in osteosarcoma. Frontiers Oncology. 4, 189(2014).
  6. Janeway, K. A., Walkley, C. R. Modeling human osteosarcoma in the mouse: From bedside to bench. Bone. 47 (5), 859-865 (2010).
  7. Mohseny, A. B., Hogendoorn, P. C., Cleton-Jansen, A. M. Osteosarcoma models: from cell lines to zebrafish. Sarcoma. 2012, 417271(2012).
  8. Khanna, C., et al. An orthotopic model of murine osteosarcoma with clonally related variants differing in pulmonary metastatic potential. Clinical & Experimental Metastasis. 18 (3), 261-271 (2000).
  9. Martin, T. J., et al. Parathyroid hormone-responsive adenylate cyclase in induced transplantable osteogenic rat sarcoma. Nature. 260 (5550), 436-438 (1976).
  10. Fisher, J. L., Mackie, P. S., Howard, M. L., Zhou, H., Choong, P. F. The expression of the urokinase plasminogen activator system in metastatic murine osteosarcoma: an in vivo mouse model. Clinical Cancer Research. 7 (6), 1654-1660 (2001).
  11. Yu, Z., et al. Establishment of reproducible osteosarcoma rat model using orthotopic implantation technique. Oncology Reports. 21 (5), 1175-1180 (2009).
  12. Zhang, P., et al. Homologous mesenchymal stem cells promote the emergence and growth of pulmonary metastases of the rat osteosarcoma cell line UMR-106. Oncology Letters. 8 (1), 127-132 (2014).
  13. Gabrielson, K., et al. Heat shock protein 90 and ErbB2 in the cardiac response to doxorubicin injury. Cancer Research. 67 (4), 1436-1441 (2007).
  14. Sysa-Shah, P., et al. Bidirectional cross-regulation between ErbB2 and β-adrenergic signalling pathways. Cardiovascular Research. 109 (3), 358-373 (2016).
  15. Wachtman, L. M., Browning, M. D., Bedja, D., Pin, S., Gabrielson, K. L. Validation of the use of long-term indwelling jugular catheters in a rat model of cardiotoxicity. Journal of American Association Laboratory Animal Science. 45, 55-64 (2006).
  16. Abdou, A. G., et al. The Prognostic role of Ezrin and HER2/neu expression in osteosarcoma. Applied Immunohistochemistry & Molecular Morphology. 24 (5), 355-363 (2016).
  17. Hughes, D. P., Thomas, D. G., Giordano, T. J., McDonagh, K. T., Baker, L. H. Essential erbB family phosphorylation in osteosarcoma as a target for CI-1033 inhibition. Pediatric Blood & Cancer. 46 (5), 614-623 (2006).
  18. Wen, Y. H., et al. Epidermal growth factor receptor in osteosarcoma: expression and mutational analysis. Human Pathology. 38 (8), 1184-1191 (2007).
  19. Khanna, C., et al. Toward a drug development path that targets metastatic progression in osteosarcoma. Clinical Cancer Research. 20 (16), 4200-4209 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Osteosarcoom-ratmodelorthotope tumorimplantatieledemaatamputatielongmetastaseSprague Dawley-ratteninjectie in de vena jugularisröntgenbeeldvormingimmunohistochemieproteïnekinase-expressietumorcelinfiltratie
Een syngeneïsch orthotopisch osteosarcoom Sprague Dawley Rat-model met amputatie om de metastasesnelheid te beheersen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.